È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Toracico Spinal Cord Emisezione Chirurgia e valutazione locomotoria a campo aperto nel ratto

9.8K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/59738

⸱

26 giugno 2019

 , 
1Department of Neurosciences, Faculté de Médecine, Université de Montréal, 2Hôpital du Sacré-Cœur de Montréal, 3Groupe de Recherche sur le Système Nerveux Central (GRSNC), Université de Montréal

In questo articolo

Sommario

L'emisezione spinale toracica del ratto è un modello prezioso e riproducibile di lesioni unilaterali del midollo spinale per studiare i meccanismi neurali del recupero locomotorio e l'efficacia del trattamento. Questo articolo include una guida dettagliata passo-passo per eseguire la procedura di emisezione e per valutare le prestazioni locomotorie in un'arena a campo aperto.

Abstract

La lesione del midollo spinale (SCI) provoca disturbi nella funzione motoria, sensoriale e autonomica al di sotto del livello della lesione. I modelli animali sperimentali sono strumenti preziosi per comprendere i meccanismi neurali coinvolti nel recupero locomotorio dopo la SCI e per progettare terapie per le popolazioni cliniche. Ci sono diversi modelli sperimentali di SCI, tra cui lesioni di contusione, compressione e transezione che vengono utilizzati in un'ampia varietà di specie. Un'emisezione comporta la transezione unilaterale del midollo spinale e interrompe tutti i tratti ascendenti e discendenti su un solo lato. L'emisezione spinale produce una lesione altamente selettiva e riproducibile rispetto alle tecniche di contusione o compressione che è utile per studiare la plasticità neurale nei percorsi risparmiati e danneggiati associati al recupero funzionale. Presentiamo un protocollo dettagliato passo-passo per eseguire un'emisezione toracica a livello vertebrale T8 nel ratto che si traduce in una paralisi iniziale dell'arto posteriore sul lato della lesione con recupero spontaneo graduato della funzione locomotoria su più Settimane. Forniamo anche un protocollo di punteggio locomotore per valutare il recupero funzionale in campo aperto. La valutazione locomotore fornisce un profilo di recupero lineare e può essere eseguita sia precoce che ripetutamente dopo l'infortunio al fine di vagliare accuratamente gli animali in base ai punti temporali appropriati in cui condurre test comportamentali più specializzati. La tecnica dell'emisezione presentata può essere facilmente adattata ad altri modelli e specie di transezione, e la valutazione locomotore può essere utilizzata in una varietà di Modelli di SCI e altri modelli di lesioni per ottenere la funzione locomotoria.

Introduzione

La lesione del midollo spinale (SCI) è associata a gravi disturbi nella funzione motoria, sensoriale e autonomica. I modelli animali sperimentali di SCI sono strumenti preziosi per comprendere gli eventi anatomici e fisiologici coinvolti nella patologia SCI, per studiare i meccanismi neurali nella riparazione e nel recupero e per valutare l'efficacia e la sicurezza di potenziali terapie Interventi. Il ratto è la specie più comunemente utilizzata nella ricerca SCI1. I modelli di ratto sono a basso costo, sono facili da riprodurre e una grande batteria di test comportamentali sono disponibili per valutare i risultati funzionali2. Nonostante alcune differenze nelle posizioni del tratto, il midollo spinale del ratto condivide nel complesso funzioni sensomotorie simili con i mammiferi più grandi, compresi i primati3,4. I ratti condividono anche conseguenze fisiologiche e comportamentali analoghe alla SCI che si riferiscono agli esseri umani5. I primati non umani e i grandi modelli animali possono fornire un'approssimazione più ravvicinata della SCI6 umana e sono essenziali per dimostrare la sicurezza e l'efficacia del trattamento prima della sperimentazione umana, ma sono meno comunemente utilizzati a causa del benessere etico e animale considerazioni, spese e requisiti normativi7.

I modelli SCI di transezione del ratto vengono eseguiti dall'interruzione mirata del midollo spinale con una lesione selettiva utilizzando un coltello di dissezione o forbici iridectomia dopo una laminectomia. Rispetto a una transsezione completa, la transezione parziale nel ratto si traduce in una lesione meno grave, una più facile cura degli animali postoperatori, un recupero locomotore spontaneo e modelli più strettamente spettrali di SCI negli esseri umani, che è prevalentemente incompleto con la parsimonia parziale tessuto che collega il midollo spinale e le strutture sovraspinali8. Un'emisezione unilaterale interrompe tutti i tratti ascendenti e discendenti da un solo lato e produce deficit locomotori quantificabili e altamente riproducibili, migliorando l'esplorazione dei meccanismi biologici sottostanti. La conseguenza funzionale più prominente dell'emisezione è una paralisi iniziale degli arti sullo stesso lato e al di sotto del livello della lesione con recupero spontaneo graduato della funzione locomotoria per diverse settimane9,10, 11 Del sistema di , 12.Il modello dell'emisezione è particolarmente utile per studiare la plasticità neurale dei tratti e dei circuiti danneggiati e residui associati al recupero funzionale9,11,12, 13,14,15,16,17,18. In particolare, l'emisezione eseguita a livello toracico, cioè sopra i circuiti spinali che controllano la locomozione degli arti posteriori, è particolarmente utile per studiare i cambiamenti nel controllo locomotore. Poiché esiste una relazione non lineare tra la gravità delle lesioni e il recupero locomotorio dopo SCI19, un test comportamentale appropriato per valutare i risultati funzionali è fondamentale nei modelli sperimentali.

Una batteria completa di test comportamentali sono disponibili per valutare aspetti specifici del recupero locomotore funzionale nel ratto2,20. Molti test locomotori non forniscono misure affidabili nelle prime fasi successive alla SCI, in quanto i ratti sono troppo disabili per sostenere il loro peso corporeo. Una misura delle prestazioni postmotorie spontanee sensibili ai deficit precocemente dopo l'infortunio e non richiede un allenamento preoperatorio o attrezzature specializzate è utile per monitorare il recupero locomotore per i punti di tempo appropriati in cui integrare test comportamentali specializzati. Il punteggio di valutazione open-field Martinez10, originariamente sviluppato per valutare le prestazioni del locomotore dopo la SCI cervicale nel ratto, è un punteggio ordinale di 20 punti che valuta le prestazioni locomotorie globali durante la locomozione sotterranea spontanea in un campo aperto. Il punteggio viene condotto separatamente per ogni arto utilizzando una rubrica che valuta parametri specifici di una serie di misure locomotorie, tra cui il movimento degli arti articolari, il supporto del peso, la posizione della cifra, le capacità di stepping, la coordinazione degli arti anteriori e dell'arto posteriore e la coda posizione. Il punteggio di valutazione è derivato dalla scala di valutazione open-field Basso, Beattie e Bresnahan (BBB) progettata per valutare le prestazioni locomotorie dopo la contusione toracica21. È adattato per valutare in modo accurato e affidabile sia la funzione locomotore anteriore che quella degli arti posteriori, consente una valutazione indipendente dei diversi parametri di punteggio che non sono disponibili con il punteggio gerarchico della BBB e fornisce un recupero lineare profilo10. Inoltre, rispetto alla BBB, il punteggio di valutazione è sensibile e affidabile nei modelli di infortunipiù più gravi10,11,20,22. Il punteggio di valutazione è stato utilizzato per valutare la compromissione locomotoria nel ratto dopo la sierzia10,12 e la sola SCI toracica9 e in combinazione con lesioni cerebrali traumatiche23.

Vi presentiamo qui un protocollo dettagliato passo-passo per l'esecuzione di un'emisezione toracica SCI a livello vertebrale T8 nel ratto femmina Long-Evans, e per valutare il recupero locomotore degli arti posteriori nel campo aperto.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Gli esperimenti descritti in questo articolo sono stati effettuati in conformità con le linee guida del Canadian Council on Animal Care e sono stati approvati dal comitato etico dell'Università di Montréal.

1. Chirurgia dell'emisezione toracica

  1. Indossare attrezzature protettive adeguate (guanti, maschera e abito) per mantenere un ambiente asettico per la chirurgia. Pulire l'area chirurgica con salviette alcoliche e posizionare tende chirurgiche sterili sul campo chirurgico. Sterilizzare strumenti chirurgici e posizionare sul campo chirurgico.
  2. Anestesizzare il ratto sotto una miscela di gas isoflurano (3% di induzione, 0,5,3% di manutenzione) e ossigeno (1 L/min). Confermare la corretta profondità anestetica chirurgica verificando l'assenza di pizzico di dita dei tempi e risposte riflesso corneale. Monitorare continuamente il ratto durante l'intera procedura e regolare la quantità di somministrazione anestetica necessaria per mantenere la profondità anestetica chirurgica.
  3. Rasare il tronco dorsale tra l'anca e il collo, posizionare il ratto sul campo chirurgico, disinfettare il sito di incisione con salviette alcoliche e soluzione di suviodina e mantenere la temperatura corporea del nucleo a 37 gradi centigradi utilizzando un pad di riscaldamento a basso consumo di feedback monitorato da rettale termometro.
  4. Posizionare unguento oftalmico sugli occhi per mantenerli idratati e riapplicare durante l'intervento chirurgico come richiesto.
  5. Fai un'incisione di 2,5 cm nella pelle sovrapponendo le vertebre T6-T10 con un bisturi. Ritrarre la pelle e il grasso superficiale utilizzando forbici dissezione smussata.
    NOTA: I segmenti vertebrali T6-T10 possono essere identificati o di palpazione delicata dei segmenti dorsali spinali dalla base del cranio a partire dalla protuberanza evidente della 2nd toracica vertebra24,o caudalmente da palpazione della costola galleggiante più posteriore che indurrà il movimento nelle vertebre toraciche 13 thoracic.
  6. Separare i muscoli paravertebrali inserendo l'aspetto dorsale delle vertebre T7-T9 utilizzando forbici dissezione contundente e un retrattore auto-trasteninte. Debride e cancellare qualsiasi tessuto rimanente utilizzando pinze sottili e applicatori ribaltati cotone per esporre i processi spinosi e laminae vertebrali.
    NOTA: Questo, e i seguenti passaggi sono molto aiutati dalla visualizzazione microscopica (5 x15x).
  7. Tagliare con cura le sfaccettature (articolazioni zigofisici) bilateralmente sulle vertebre T7 e T8 con delicati trimmer ossei. Tagliare il tessuto connettivo dorsale tra la laminae vertebrale T8 e T9 superficialmente con un bisturi (profondità 1 mm) facendo attenzione a non ferire il cavo sottostante.
  8. Rimuovere il processo spinoso della vertebra T8 con trimmer ossei. Con pinze emostatiche curve accuratamente bloccate sul processo spinoso T7, ruotare leggermente l'estremità caudale della laminae T8 ( s. 20), inserire i trimmer ossei sotto la lamina T8 e fare un taglio della linea mediana che si estende lungo la lamina. Continuare la laminectomia ripetendo i tagli sul lato sinistro e destro della lamina vertebrale mediale ai processi trasversali per esporre il midollo spinale.
    NOTA: Fare attenzione a rimuovere tutti i frammenti ossei creati dalla laminectomia.
  9. Drip lidocaine (2%, 0,1 mL) nel canale spinale esposto e rimuovere la dura sovrapponendo il segmento spinale T8 utilizzando pinze sottili e forbici iridectomia. Ripetere la somministrazione di lidocaina al cavo esposto e identificare la linea mediana del cavo mediante la visualizzazione di una linea centrale creata tra i processi spinosi che si estendono tra le vertebre T7-T9 esposte.
    NOTA: Insieme ai processi spinosi su T7 e T9, i gangli della radice dorsale esposti su T8 possono essere utilizzati anche per facilitare l'identificazione della linea mediana e un ago da 30 G può essere posizionato nella linea mediana del cordone per facilitare la successiva emisezione.
  10. Emisete il midollo spinale dalla linea mediana verso un lato con un coltello di santina. Fare attenzione a non tagliare l'arteria spinale anteriore sul lato ventrale (non applicare una pressione ferma al corpo vertebrale). Utilizzando forbici iridectomia, tagliare con attenzione qualsiasi tessuto rimanente sul lato lesionato del midollo spinale per garantire che il quadrante ventrolaterale sia opportunamente transecuato.
  11. Posizionare la spugna emostatica sterile imbevuta di saline (6 x 2 mm) nella cavità esposta sopra il midollo spinale e suturare gli strati muscolari (4-0 polyglactin 910). Successivamente, suturare la pelle intorno al sito di incisione.
  12. Fornire un'adeguata analgesica (buprenorphine 0,05 mg/kg sottocutanea [s.c.]), antibiotica (enrofloxacin, 10 mg/kg s.c.) e ricostituire i fluidi persi con la soluzione della suoneria lattante di 5 cc (intraperitoneale [i.p.]) immediatamente dopo l'intervento chirurgico.
  13. Rimuovere il ratto dall'anestesia. Collocare il ratto in un ambiente caldo sotto una piastra di riscaldamento o una lampada (33 gradi centigradi) fino a quando l'animale non è completamente sveglio.
  14. Fornire analgesia supplementare ogni giorno nel corso dei primi 3 giorni post-chirurgici e monitorare continuamente per i segni di dolore, perdita di peso, minzione impropria, infezione, problemi con la guarigione della ferita, o autofagia.

2. Procedura di test a campo aperto e punteggio delle prestazioni locomotore

  1. Maneggiare i ratti ogni giorno per 1 settimana e abituarli all'arena per due sessioni di 5 minuti prima del test per acclimatarsi ad essere raccolti, delicatamente da metà del tronco, mentre si è in campo aperto e per garantire l'affidabilità di misurazione durante i test.
  2. Posiziona una telecamera a livello del suolo di fronte all'arena circolare a campo in plexiglass per registrare le sessioni di test per l'analisi offline (minimo 30-60 fotogrammi/s).
  3. Iniziare la registrazione video e posizionare il ratto al centro dell'arena in condizioni di scarsa illuminazione per incoraggiare l'attività locomotoria.
  4. Continuare la sessione di prova per 4 min per garantire una quantità adeguata di bout locomotori per l'analisi. Raccogliere e sostituire i ratti al centro dell'arena quando rimangono fermi per più di 20 s per promuovere la locomozione.
  5. Punteggio prestazioni locomotore della sessione di test registrata completando la rubrica fornita inTavola 1in base ai parametri nelle seguenti sottosezioni.
    NOTA: è utile assegnare un punteggio a ciascun parametro separatamente dalla visualizzazione ripetuta della sessione di test registrata utilizzando un software che consente la velocità di riproduzione variabile e l'analisi fotogramma per fotogramma (ad esempio, lettore multimediale VLC).
    1. Per i movimenti articolari degli arti, segnare movimenti articolari dell'arto posteriore durante la locomozione spontanea separatamente per la caviglia, il ginocchio e l'anca come normale (più della metà della gamma di movimento, punteggio assegnato n. 2), lieve (meno della metà della gamma di movimento, punteggio premiato 1) o assente (punteggio assegnato n. 0).
    2. Per il supporto del peso, valutare la capacità dei muscoli estensori dell'arto posteriore di contrarsi e sostenere il peso corporeo caricato quando l'arto è a terra separatamente per quando il ratto è fermo e durante la locomozione attiva. Assegnare un punteggio pari a 1 quando il supporto di peso è presente e un punteggio pari a 0 quando il supporto di peso è assente.
      NOTA: il supporto del peso stazionario è considerato un gateway per il supporto del peso attivo.
    3. Per la posizione della cifra, valutare la posizione delle cifre dell'arto posteriore mentre il ratto è fermo e durante la locomozione. Assegnare un punteggio di 2 quando le cifre dell'arto posteriore sono estese, distanziatele l'una dall'altra e toniche durante la locomozione in più del 50% del periodo di prova (considerate normali). Assegna un punteggio pari a 1 quando le cifre rimangono prevalentemente flesse e un punteggio pari a 0 quando le cifre rimangono prevalentemente atoniche.
    4. Per il stepping, completare questo parametro solo se il ratto è in grado di sostenere il peso corporeo durante il stepping. Valutare il passo valutando l'orientamento del posizionamento della zampa dell'arto posteriore al momento del contatto iniziale e al decollo da terra, oltre alla fluidità della fase di oscillazione durante il passo.
      NOTA: Ci sono 3 punteggi per questo parametro descritti nelle seguenti sottosezioni valutando separatamente: 1) l'orientamento assiale del posizionamento delle zampe al contatto degli arti (posizionamento dorsale/plantaro), 2) l'orientamento longitudinale del posizionamento delle zampe al contatto iniziale e durante il sollevamento (parallelo all'asse del corpo o ruotato internamente/esternamente) e 3) la qualità del movimento degli arti durante l'oscillazione (regolare o irregolare).
      1. Per il posizionamento della zampa a contatto con l'arto, segnare l'orientamento assiale del posizionamento della zampa al contatto dell'arto come 0 quando i posizionamenti dorsali si verificano in più del 50% dei passaggi.
        NOTA: il posizionamento Planttar è considerato un prerequisito per segnare l'orientamento della zampa al contatto e dell'ascensore (passaggio 2.5.4.2), il movimento dell'oscillazione (passaggio 2.5.4.3) e la coordinazione dell'arto posteriore (passaggio 2.5.5).
      2. Per l'orientamento della zampa al contatto e al sollevamento degli arti, assegnare un punteggio di 2 quando la zampa longitudinale e gli assi del corpo sono paralleli e un punteggio di 1 quando l'arto viene ruotato esternamente o internamente, separatamente sia per il contatto dell'arto che per il sollevamento.
      3. Per il movimento swing, assegnare un punteggio di 2 quando le articolazioni degli arti posteriori si muovono in modo armonioso e regolare durante lo swing e una score di 1 quando i movimenti a scatti o spasmodici delle articolazioni si verificano durante lo swing.
    5. Per la coordinazione dell'arto anteriore-zampe posteriore, completare questo parametro solo se si verificano 4 passaggi consecutivi durante i test e se gli arti possono sostenere attivamente il peso corporeo. Assegnare un punteggio pari a 3 quando il coordinamento è coerente (>90% dei passaggi), 2 quando frequenti (50-90% di passaggi), 1 quando sono occasionali (<50% di passaggi) o 0 quando è assente (0% dei passaggi).
      NOTA: La coordinazione dell'arto anteriore-zampe posteriore è definita come un'alternanza regolare nel passaggio tra l'arto posteriore segnato e l'arto anteriore sullo stesso lato del corpo.
    6. Per la posizione della coda, valuta la posizione della coda durante la locomozione come verso l'alto (da terra, con punteggio assegnato : 1) o verso il basso (toccando il terreno, assegnato punteggio : 0).
      NOTA: Una posizione elevata della coda durante la locomozione è un indicatore della stabilità del tronco nel ratto. Dopo l'emisezione, la coda viene normalmente tenuta vicino o toccata il suolo quando la stabilità del tronco è compromessa.
    7. Aggiungere i singoli punteggi di ogni parametro per fornire un totale per ogni limb posteriore di un massimo di 20 punti.
      NOTA: Un punteggio di 20 indica le normali prestazioni locomotorie. I punteggi <20 rappresentano quantità crescenti di compromissione locomotoria e un punteggio pari a 0 indica la paralisi degli arti.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Le lesioni riproducibili con un alto grado di coerenza possono essere generate con la tecnica dell'emisezione. Per valutare e confrontare le dimensioni delle lesioni tra gruppi sperimentali, l'area massima della lesione come percentuale della sezione trasversale totale del midollo spinale può essere facilmente calcolata con la colorazione istologica delle sezioni del midollo spinale. La figura 1 mostra una lesione rappresentativa dell'emicordone sinistra e una sovrapposizione della proporzio...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Un punto di forza della tecnica dell'emisezione è la selettività e riproducibilità della lesione che porta a una ridotta variabilità nei fenotipi istologici e comportamentali tra gli animali25. Al fine di garantire una lesione unilaterale al livello spinale appropriato, è fondamentale un'identificazione accurata sia del segmento vertebrale appropriato che della linea mediana del midollo spinale. Poiché può esserci una tendenza per il midollo spinale a ruotare nella direzione del taglio durante la ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dal Canadian Institutes for Health Research (CIHR; MOP-142288) a M.M. M.M. è stato sostenuto da un premio salariale da Fonds de Recherche Québec Santé (FRQS), e A.R.B è stato sostenuto da una borsa di studio da FRQS.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
BaytrilCDMV11242
Forbici da dissezione smussateWorld Precision Instruments503669
Buprenorfina idrocoruroCDMV
Obiettivo della fotocameraPentaxC31204TH12,5-75 mm, f1,8, formato 2/3",
videocamera CMOSBasleracA2000-165ucFormato 2/3", 2048 x 1088 pixel, fino a 165 fps, attacco C, USB3
Gas ossigeno compressoPraxair
Applicatori con punta in cotoneCDMV108703
Delicati rifinitori osseiFine Science Tools16109-14
Coltello da dissezioneFine Science Tools10055-12
Dumont fine ropepsFine Science Tools11254-20
Ethicon Vicryl 4/0 Sutura FS-2  intrecciata viola (J392H)CDMV111689
Termoforo controllato dal feedbackHarvard Apparatus55-7020
Ratti Long-Evans femmina CharlesRiver LaboratoriesCodice ceppo: 006225-250g
GelfoamCDMV102348
Pinza emostatica curvaFine Science Tools13003-10
Sterilizzatore a perline caldeFine Science Tools18000-45
Hydrogel70-01-5022Clear H20
IsofluoraneCDMV118740
Soluzione di ringer lattatoCDMV116373
Lidocaina (2%)CDMV123684
Ago 30 gaCDMV4799
Area in campo apertopersonalizzatain plexiglas diametro 96 cm, altezza parete 40 cm
Unguento oftalmicoCDMV110704
Personal computer...Con connettività USB3 per registrare video con la telecamera elencata
Soluzione fisiologicaCDMV1399
ProviodineCDMV4568
Dieta liquida per roditoriBioservF1268
Lama per scalpo #11CDMV6671
Divaricatore autobloccanteWorld Precision Instruments14240
Forbici a molla per iridectomia VannasFine Science Tools15002-08
Macchina per anestesia veterinaria e vaporizzatore isofluaranoDispomed975-0510-000
Lettore multimediale VLCVideoLANvideolan.org/vlc
con attacco C Arena circolare

Riferimenti

  1. Sharif-Alhoseini, M., et al. Animal models of spinal cord injury: a systematic review. Spinal Cord. 55 (8), 714-721 (2017).
  2. Sedy, J., Urdzikova, L., Jendelova, P., Sykova, E. Methods for behavioral testing of spinal cord injured rats. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 32 (3), 550-580 (2008).
  3. Butler, A. B., Hodos, W. Comparative Vertebrate Neuroanatomy: Evolution and Adaptation. , John Wiley & Sons. 139-152 (2005).
  4. Nudo, R. J., Masterton, R. B. Descending pathways to the spinal cord: a comparative study of 22 mammals. Journal of Comparative Neurology. 277 (1), 53-79 (1988).
  5. Metz, G. A., et al. Validation of the weight-drop contusion model in rats: a comparative study of human spinal cord injury. Journal of Neurotrauma. 17 (1), 1-17 (2000).
  6. Friedli, L., et al. Pronounced species divergence in corticospinal tract reorganization and functional recovery after lateralized spinal cord injury favors primates. Science Translational Medicine. 7 (302), 302ra134(2015).
  7. Talac, R., et al. Animal models of spinal cord injury for evaluation of tissue engineering treatment strategies. Biomaterials. 25 (9), 1505-1510 (2004).
  8. Kwon, B. K., Oxland, T. R., Tetzlaff, W. Animal models used in spinal cord regeneration research. Spine. 27 (14), 1504-1510 (2002).
  9. Brown, A. R., Martinez, M. Ipsilesional motor cortex plasticity participates in spontaneous hindlimb recovery after lateral hemisection of the thoracic spinal cord in the rat. Journal of Neuroscience. 38 (46), 9977-9988 (2018).
  10. Martinez, M., Brezun, J. M., Bonnier, L., Xerri, C. A new rating scale for open-field evaluation of behavioral recovery after cervical spinal cord injury in rats. Journal of Neurotrauma. 26 (7), 1043-1053 (2009).
  11. Martinez, M., Brezun, J. M., Zennou-Azogui, Y., Baril, N., Xerri, C. Sensorimotor training promotes functional recovery and somatosensory cortical map reactivation following cervical spinal cord injury. European Journal of Neuroscience. 30 (12), 2356-2367 (2009).
  12. Martinez, M., et al. Differential tactile and motor recovery and cortical map alteration after C4-C5 spinal hemisection. Experimental Neurology. 221 (1), 186-197 (2010).
  13. Leszczynska, A. N., Majczynski, H., Wilczynski, G. M., Slawinska, U., Cabaj, A. M. Thoracic hemisection in rats results in initial recovery followed by a late decrement in locomotor movements, with changes in coordination correlated with serotonergic innervation of the ventral horn. PLoS One. 10 (11), e0143602(2015).
  14. Ballermann, M., Fouad, K. Spontaneous locomotor recovery in spinal cord injured rats is accompanied by anatomical plasticity of reticulospinal fibers. European Journal of Neuroscience. 23 (8), 1988-1996 (2006).
  15. Garcia-Alias, G., et al. Chondroitinase ABC combined with neurotrophin NT-3 secretion and NR2D expression promotes axonal plasticity and functional recovery in rats with lateral hemisection of the spinal cord. Journal of Neuroscience. 31 (49), 17788-17799 (2011).
  16. Petrosyan, H. A., et al. Neutralization of inhibitory molecule NG2 improves synaptic transmission, retrograde transport, and locomotor function after spinal cord injury in adult rats. Journal of Neuroscience. 33 (9), 4032-4043 (2013).
  17. Schnell, L., et al. Combined delivery of Nogo-A antibody, neurotrophin-3 and the NMDA-NR2d subunit establishes a functional 'detour' in the hemisected spinal cord. The European journal of neuroscience. 34 (8), 1256-1267 (2011).
  18. Shah, P. K., et al. Use of quadrupedal step training to re-engage spinal interneuronal networks and improve locomotor function after spinal cord injury. Brain. 136, 3362-3377 (2013).
  19. Schucht, P., Raineteau, O., Schwab, M. E., Fouad, K. Anatomical correlates of locomotor recovery following dorsal and ventral lesions of the rat spinal cord. Experimental Neurology. 176 (1), 143-153 (2002).
  20. Metz, G. A., Merkler, D., Dietz, V., Schwab, M. E., Fouad, K. Efficient testing of motor function in spinal cord injured rats. Brain Research. 883 (2), 165-177 (2000).
  21. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats. Journal of Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).
  22. Barros Filho, T. E. P. d, Molina, A. E. I. S. Analysis of the sensitivity and reproducibility of the Basso, Beattie, Bresnahan (BBB) scale in Wistar rats. Clinics (Sao Paulo, Brazil). 63 (1), 103-108 (2008).
  23. Inoue, T., et al. Combined SCI and TBI: recovery of forelimb function after unilateral cervical spinal cord injury (SCI) is retarded by contralateral traumatic brain injury (TBI), and ipsilateral TBI balances the effects of SCI on paw placement. Experimental Neurology. 248, 136-147 (2013).
  24. Vichaya, E. G., Baumbauer, K. M., Carcoba, L. M., Grau, J. W., Meagher, M. W. Spinal glia modulate both adaptive and pathological processes. Brain, Behavior, and Immunity. 23 (7), 969-976 (2009).
  25. Ahmed, R. U., Alam, M., Zheng, Y. -P. Experimental spinal cord injury and behavioral tests in laboratory rats. Heliyon. 5 (3), e01324(2019).
  26. Ham, T. R., et al. Automated gait analysis detects improvements after intracellular sigma peptide administration in a rat hemisection model of spinal cord injury. annals of biomedical engineering. 47 (3), 744-753 (2019).
  27. Hamers, F. P. T., Koopmans, G. C., Joosten, E. A. J. CatWalk-assisted gait analysis in the assessment of spinal cord injury. Journal of Neurotrauma. 23 (3-4), 537-548 (2006).
  28. Neckel, N. D., Dai, H. N., Burns, M. P. A novel multidimensional analysis of rodent gait reveals the compensation strategies employed during spontaneous recovery from spinal cord and traumatic brain injury. Journal of Neurotrauma. , (2018).
  29. Fouad, K., Metz, G. A. S., Merkler, D., Dietz, V., Schwab, M. E. Treadmill training in incomplete spinal cord injured rats. Behavioural Brain Research. 115 (1), 107-113 (2000).
  30. Thibaudier, Y., et al. Interlimb coordination during tied-belt and transverse split-belt locomotion before and after an incomplete spinal cord injury. Journal of Neurotrauma. 34 (9), 1751-1765 (2017).
  31. Alluin, O., et al. Kinematic study of locomotor recovery after spinal cord clip compression injury in rats. Journal of Neurotrauma. 28 (9), 1963-1981 (2011).
  32. Martinez, M., Delivet-Mongrain, H., Leblond, H., Rossignol, S. Effect of locomotor training in completely spinalized cats previously submitted to a spinal hemisection. Journal of Neuroscience. 32 (32), 10961-10970 (2012).
  33. Behrmann, D. L., Bresnahan, J. C., Beattie, M. S., Shah, B. R. Spinal cord injury produced by consistent mechanical displacement of the cord in rats: behavioral and histologic analysis. Journal of Neurotrauma. 9 (3), 197-217 (1992).
  34. Soblosky, J. S., Colgin, L. L., Chorney-Lane, D., Davidson, J. F., Carey, M. E. Ladder beam and camera video recording system for evaluating forelimb and hindlimb deficits after sensorimotor cortex injury in rats. Journal of Neuroscience Methods. 78 (1-2), 75-83 (1997).
  35. Bareyre, F. M., et al. The injured spinal cord spontaneously forms a new intraspinal circuit in adult rats. Nature Neuroscience. 7 (3), 269-277 (2004).
  36. Courtine, G., et al. Recovery of supraspinal control of stepping via indirect propriospinal relay connections after spinal cord injury. Nature Medicine. 14 (1), 69-74 (2008).
  37. van den Brand, R., et al. Restoring voluntary control of locomotion after paralyzing spinal cord injury. Science. 336 (6085), 1182-1185 (2012).
  38. Lukovic, D., et al. Complete rat spinal cord transection as a faithful model of spinal cord injury for translational cell transplantation. Scientific Reports. 5, 9640-9640 (2015).
  39. Wilson, S., et al. The hemisection approach in large animal models of spinal cord injury: overview of methods and applications. Journal of Investigative Surgery. 10, 1-12 (2018).
  40. Martinez, M., Delivet-Mongrain, H., Leblond, H., Rossignol, S. Incomplete spinal cord injury promotes durable functional changes within the spinal locomotor circuitry. Journal of Neurophysiology. 108 (1), 124-134 (2012).
  41. Martinez, M., Delivet-Mongrain, H., Leblond, H., Rossignol, S. Recovery of hindlimb locomotion after incomplete spinal cord injury in the cat involves spontaneous compensatory changes within the spinal locomotor circuitry. Journal of Neurophysiology. 106 (4), 1969-1984 (2011).
  42. Capogrosso, M., et al. A brain–spine interface alleviating gait deficits after spinal cord injury in primates. Nature. 539, 284-288 (2016).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Emisezione toracicamidollo spinale di rattoprocedura di laminectomiatecnica di rimozione della dura madrescoring delle articolazioni degli arti posteriorivalutazione del supporto del pesovalutazione dei parametri del passocoordinazione arti anteriori e posteriori
Toracico Spinal Cord Emisezione Chirurgia e valutazione locomotoria a campo aperto nel ratto
Contattaci
Raccomanda alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.