Questo articolo dimostra un modello per studiare il rimodellamento cardiaco dopo la crioinfortuni miocardica nei topi.
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Articolo metodologico
Un modello di criolesionismo per studiare l'infarto miocardico nel mouse
* These authors contributed equally
In questo articolo
Sommario
Abstract
L'uso di modelli animali è essenziale per sviluppare nuove strategie terapeutiche per la sindrome coronarica acuta e le sue complicazioni. In questo articolo, dimostriamo un modello infarto crioinfortunio criologico murino che genera dimensioni infarto precise con elevata riproducibilità e replicabilità. In breve, dopo l'intubazione e la sternotomia dell'animale, il cuore viene sollevato dal torace. La sonda di un sistema di erogazione di azoto liquido portatile viene applicata sulla parete miocardiale per indurre criolesioni. La funzione ventricolare alterata e la conduzione elettrica possono essere monitorate con ecocardiografia o mappatura ottica. Il rimodellamento miocardico transmurale dell'area infartuata è caratterizzato dalla deposizione di collagene e dalla perdita di cardiomiociti. Rispetto ad altri modelli (ad esempio, la legatura LAD), questo modello utilizza un sistema di somministrazione di azoto liquido portatile per generare dimensioni infarto più uniformi.
Introduzione
La sindrome coronarica acuta (ACS) è la principale causa di morte nel mondo occidentale1,2. L'occlusione acuta delle arterie coronarie porta all'attivazione della cascata ischemica e della necrosi del tessuto cardiaco interessato3. Il miocardio danneggiato viene gradualmente sostituito dal tessuto cicatriziale non contrattuale, che manifesta clinicamente come insufficienza cardiaca4,5. Nonostante i recenti progressi nel trattamento dell'ACS, la prevalenza di ACS e insufficienza cardiaca correlata all'ACS è in aumento e le opzioni terapeutiche sono limitate6,7. Pertanto, lo sviluppo di modelli animali per studiare ACS e le sue complicazioni sono di immenso interesse.
Ad oggi, il modello animale più utilizzato per studiare il rimodellamento miocardico indotto da ACS e ACS è la legatura dell'arteria coronaria discendente sinistra (LAD). La legatura del LAD porta ad ischemia acuta del miocardio, simile al tessuto miocardico umano durante l'ACS. Tuttavia, le dimensioni infarto incoerenti rimangono il tallone d'Achille della legatura LAD. La variazione chirurgica e la variabilità anatomica del LAD portano a dimensioni incoerenti degli infarti e ostacolano la riproducibilità e la replicabilità di questa procedura8,9,10. Inoltre, la legatura LAD ha un'alta mortalità intra e postchirurgica. Nonostante i recenti sforzi per migliorare la riproducibilità e ridurre la mortalità11,12, un gran numero di animali sono ancora necessari per valutare correttamente le terapie anti-rimodellamento.
Modelli alternativi di ACS sono stati proposti e studiati negli ultimi anni, tra cui radiofrequenza13,14 termiche o lesioni criogeniche15,16,17,18. Gli attuali metodi di crioinfortuni applicare un'asta metallica pre-raffreddata in azoto liquido per danneggiare il tessuto cardiaco del soggetto15,16. Tuttavia, questa procedura deve essere ripetuta più volte per generare una dimensione infarto sufficiente. A causa dell'elevata conduttività e della bassa capacità di calore dell'asta rispetto al tessuto, la sonda si riscalda rapidamente e il tessuto viene raffreddato (e quindi infarcerato) eterogeneamente. Per superare queste limitazioni, descriviamo qui un modello di criointazione utilizzando un sistema portatile di somministrazione di azoto liquido. Questo modello è riproducibile, facile da eseguire e può essere stabilito velocemente e in modo affidabile. Viene generata una lesione infarto riproducebile indipendente dall'anatomia coronarica, che alla fine porta a insufficienza cardiaca. Questo metodo è particolarmente adatto per studiare il processo di rimodellamento per la valutazione di nuove strategie terapeutiche basate sull'ingegneria farmacologica e tissutale.
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Protocollo
Gli animali hanno ricevuto cure umane nel rispetto della Guida per i Principi degli Animali da Laboratorio, preparata dall'Istituto di Risorse Animali da Laboratorio, e pubblicata dai National Institutes of Health. Tutti i protocolli sugli animali sono stati approvati dall'autorità locale competente (comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali dell'Università della California (UCSF).
1. Cura degli animali
- Ottenere topi all'età di 14 settimane del peso di circa 27 g (ad esempio, dall'Istituto di Animali da laboratorio).
NOTA: i mouse BALB/c vengono utilizzati per questo articolo. - Tenere i topi in condizioni convenzionali in armadi ventilati, alimentando loro cilici standard e acqua autoclaved ad libitum.
2. Preparazione del mouse
- Utilizzare una camera di induzione per anantenere il topo con isoflurane (3,5%).
- Rimuovere i capelli sul petto e sul collo con un trimmer per capelli.
- Posizionare il mouse in posizione supina su un pad riscaldato e mantenere l'anestesia con una maschera facciale che copre bocca e naso del mouse.
- Controllare la profondità sufficiente di anestesia pizzicando i piedi posteriori e la coda per verificare l'assenza di riflessi.
- Iniettare buprenorphina sottocutanea (0,03 mg/kg) per l'analgesia.
- Stendere gli arti posteriori e anteriori e fissare la loro posizione utilizzando il nastro.
- Con iodio povidone, disinfettare l'area rasata, seguita da strofinamento con 80% di etanolo. Ripetere questo passaggio due volte.
- Utilizzare una piccola forbice per fare un'incisione della pelle mediana dal terzo inferiore dello sterno al mento.
- Utilizzare pinze curve e separare con attenzione i muscoli intorno al collo per esporre la trachea.
- Utilizzare una micro forbice per eseguire una tracheotomia tra il secondo e il terzo anello della cartilagine.
- Impostare il ventilatore su una frequenza di ventilazione di 110/min con un volume di marea di 0,5 mL.
- Rimuovere la maschera facciale e inserire una cannula di plastica (20 G), collegata al ventilatore, nella trachea. Ventilate l'animale.
NOTA: Assicurarsi che la cannula di ventilazione non sia inserita troppo in profondità confermando la ventilazione polmonare bilaterale. - Utilizzare il cauterio per staccare il muscolo pettorale destro dalla sua origine sternale tra la terza e la settima costola.
- Utilizzare forbici a molla angolate laterali per tagliare la quarta o la sesta costola il più vicino possibile allo sterno.
- Cauterizzare l'arteriamammaria, se il sanguinamento è visibile.
- Diminuire l'isoflurane al 2,5%.
- Disseta il tessuto connettivo alla base per ottenere una visione chiara nella cavità toracica.
- Utilizzare pinze smussate per aprire il pericardio ed esporre il cuore.
- Utilizzare un mini retrattore Goldstein per stendere le costole e mantenere aperta la cavità toracica.
- Sollevare il cuore dalla cavità toracica con un'asta smussata.
- Diminuire la tensione del retrattore per ridurre l'apertura del torace e per evitare che il cuore ricada.
- Precool la criosonia (3 mm di diametro) per 10 s.
- Applicare la criosonia sulla parete anteriore del ventricolo sinistro e congelare per 10 s per generare un infarto crioferico ventricolare sinistro.
NOTA: Il criosone può essere applicato a diverse pareti del cuore a seconda della domanda scientifica e delle necessità. - Irrigare la criosonia con salina a temperatura ambiente per staccare la sonda dalla parete ventricolare sinistra.
- Utilizzare il retrattore per ingrandire l'apertura del torace.
- Riportare delicatamente il cuore alla cavità toracica con un'asta smussata.
- Rimuovere il retrattore e collegare la sternotomia con un singolo nodo utilizzando 6-0 sutura.
- Chiudere la cavità toracica con sutura in esecuzione 6-0. Utilizzare una siringa da 10 mL per evacuare l'aria rimanente dal petto prima di legare il nodo.
- Adattare la pelle sul bordo caudale e suturarla fino al punto dell'apertura tracheale con sutura in esecuzione (5-0).
- Impostare isoflurane all'1,5% e attendere che l'animale acquisisca la respirazione spontanea.
- Rimuovere il catetere tracheale e riapplicare la maschera facciale sulla bocca e sul naso dell'animale per mantenere l'anestesia.
- Chiudere l'incisione tracheale con un 8-0 sutura.
- Riposizionare i muscoli ventrali del collo nella loro posizione per coprire la trachea.
- Completare la sutura della pelle.
- Aggiungere metamizolo all'acqua potabile (50 mg di metamizolo per 100 mL) per l'analgesia del dolore per 3 giorni e monitorare l'animale ogni giorno.
NOTA: il periodo di osservazione per questo modello è di 8 settimane. Assicurati di seguire le linee guida della tua istituzione in materia di regime di analgesia.
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Risultati
Il modello infarto crioinfortuni è adatto per studiare ACS e le sue complicazioni. In questo modello si riscontrano bassi tassi di mortalità e un efficiente recupero postchirurgico. Il crioinfortuni ha indotto danni miocardici che portano a una ridotta funzione cardiaca, allo saccoppiamento elettrico e al rimodellamento transmurale.
L'ecocardiografia può essere utilizzata per monitorare la funzione cardiaca in modo non invasivo in vivo. Nei cuori crioferiti, l'ecocardiografia dimostra una ridu...
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Discussione
Questo articolo descrive un modello di crioglione del topo per studiare ACS e le relative opzioni farmacologiche e terapeutiche.
Il passo più importante è l'applicazione della criosonia sul tessuto cardiaco. La durata del contatto deve essere strettamente controllata per ottenere la dimensione ottimale dell'infarto e per garantire risultati riproducibili. Il raffreddamento prolungato del miocardio porterà a infarti di grandi dimensioni o perforazione ventricolare. Al contrario, il tempo di raf...
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Dichiarazioni
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Ringraziamenti
Ringraziamo Christiane Pahrmann per la sua assistenza tecnica. D.W. è stato sostenuto dalla Max Kade Foundation. La T.D. ha ricevuto sovvenzioni dall'Else Kroner Fondation (2012_EKES.04) e dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (DE2133/2-1_. S. S. ha ricevuto sovvenzioni per la ricerca dalla Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG; SCHR992/3- 1, SCHR992/4-1).
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Siringa da 10 ml | Thermo Scientific | 03-377-23 | |
| Sutura 5-0 prolene | Ethicon | EH7229H | |
| Sutura 6-0 prolene | Ethicon | 8706H | |
| Sutura 8-0 Ethilon | Ethicon | 2808G | |
| Assorbimento Spears | Fine Science Tools | 18105-01 | |
| BALB/c | Il laboratorio Jackson | Codice 000651 | |
| Bepanthen Unguento per occhi e naso | Bayer | 1578675 | Unguento per gli occhi |
| Soluzione di betadine | Betadine Purdue Pharma | NDC:67618-152 | |
| Pinze smussate | Strumenti per la scienza fine | 18025-10 | |
| Buprenex | Reckitt Benckiser | NDC Codici: 12496-0757-1, 12496-0757-5 | Buprenorfina |
| Cryoprobe 3mm | Brymill Cryogenic Systems | Cry-AC-3 B-800 | |
| etanolo 70% | Th. Geyer | 2270 | |
| Forcipe curvo | S & T | 00284 | |
| Pinze fini | Strumenti per le scienze | 11251-20 | |
| Pinze standard | Strumenti per le scienze | 11023-10 | |
| Sonda per anatomia lorda | Strumenti per le scienze | 10088-15 | |
| Tagliacapelli | WAHL | 8786-451A ARCO SE | |
| Kit cauterio per alte temperature | Bovie | 18010-00 | |
| ISOFLURANO | Henry Schein Animal Health | 029405 | |
| Catetere IV 20G | B. Braun | 603028 | |
| Divaricatore Mini-Goldstein | Strumenti di Fine Science | 17002-02 | |
| NaCl 0,9% | B.Braun | PZN 06063042 Arte. Nr.: 3570160 | soluzione salina |
| Porta aghi | Fine Science Tools | 12075-14 | |
| Apparecchio curvo Harvard | 72-0146 | ||
| Novaminsulfon | Ratiopharm | PZN 03530402 | Metamizole |
| Operating Board | Braintree Scientific | 39OP | |
| Punta fine sostituibile | Bovie | H101 | |
| Forbici | Fine Science Tools | 14028-10 | |
| Ventilatore per piccoli animali | Kent Scientific | RV-01 | |
| Forbici a molla - Angolato al lato | Fine Science Tools | 15006-09 | |
| Microscopio operatorio | Leica | M651 | |
| Nastro chirurgico Transpore | 3M | 1527-1 | |
| Vannas Forbici a molla | Strumenti di scienza fine | 15400-12 | |
| Vaporizzatore | Kent Scientific | VetFlo-1205S |
Riferimenti
- Writing Group. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 38-360 (2016).
- de Alencar Neto, J. N. Morphine, Oxygen, Nitrates, and Mortality Reducing Pharmacological Treatment for Acute Coronary Syndrome: An Evidence-based Review. Cureus. 10 (1), 2114(2018).
- Detry, J. M. The pathophysiology of myocardial ischaemia. European Heart Journal. 17, Suppl G 48-52 (1996).
- Ertl, G., Frantz, S. Healing after myocardial infarction. Cardiovascular Research. 66 (1), 22-32 (2005).
- Jugdutt, B. I. Ventricular remodeling after infarction and the extracellular collagen matrix: when is enough enough. Circulation. 108 (11), 1395-1403 (2003).
- Velagaleti, R. S., Vasan, R. S. Heart failure in the twenty-first century: is it a coronary artery disease or hypertension problem. Cardiology Clinics. 25 (4), 487-495 (2007).
- Benjamin, E. J., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2017 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 135 (10), 146-603 (2017).
- Morrissey, P. J., et al. A novel method of standardized myocardial infarction in aged rabbits. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 312 (5), 959-967 (2017).
- Degabriele, N. M., et al. Critical appraisal of the mouse model of myocardial infarction. Experimental Physiology. 89 (4), 497-505 (2004).
- Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).
- Reichert, K., et al. Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (122), e55353(2017).
- Kim, S. C., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (65), e3896(2012).
- Antonio, E. L., et al. Left ventricle radio-frequency ablation in the rat: a new model of heart failure due to myocardial infarction homogeneous in size and low in mortality. J Card Fail. 15 (6), 540-548 (2009).
- Ovsepyan, A. A., et al. Modeling myocardial infarction in mice: methodology, monitoring, pathomorphology. Acta Naturae. 3 (1), 107-115 (2011).
- Ciulla, M. M., et al. Left ventricular remodeling after experimental myocardial cryoinjury in rats. Journal of Surgical Research. 116 (1), 91-97 (2004).
- Grisel, P., et al. The MRL mouse repairs both cryogenic and ischemic myocardial infarcts with scar. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 14-22 (2008).
- Duerr, G. D., et al. Comparison of myocardial remodeling between cryoinfarction and reperfused infarction in mice. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 961298(2011).
- Ma, N., et al. Intramyocardial delivery of human CD133+ cells in a SCID mouse cryoinjury model: Bone marrow vs. cord blood-derived cells. Cardiovascular Research. 71 (1), 158-169 (2006).
- Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology (1985). 102 (6), 2104-2111 (2007).
- van den Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: a comparison with coronary artery ligation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).
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