Articolo metodologico

Chirurgia stereotassica per l'impianto di array di microelettrodi nel Common Marmoset (Callithrix jacchus)

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DOI:

10.3791/60240

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29 settembre 2019

 ,  ,  ,  ,  , 
1Edmond and Lily Safra International Institute of Neuroscience, Santos Dumont Institute, 2Neuroscience Program, University of Colorado Anschutz Medical Campus, 3Department of Physiological Sciences, Health Sciences Center, Federal University of Espírito Santo

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Questo lavoro presenta un protocollo per eseguire un impianto stereotassico e neurochirurgico di array di microelettrodi nel comune marmoset. Questo metodo consente specificamente registrazioni elettrofisiologiche in animali che si comportano liberamente, ma può essere facilmente adattato a qualsiasi altro intervento neurochirurgico simile in questa specie (ad esempio, cannula per la somministrazione di farmaci o elettrodi per la stimolazione cerebrale).

Abstract

I marmoset (Callithrix jacchus) sono piccoli primati non umani che stanno guadagnando popolarità nella ricerca biomedica e preclinica, comprese le neuroscienze. Filogeneticamente, questi animali sono molto più vicini agli esseri umani dei roditori. Mostrano anche comportamenti complessi, tra cui una vasta gamma di vocalizzazioni e interazioni sociali. Qui, viene descritta un'efficace procedura neurochirurgica stereotassica per l'impianto di array di elettrodi di registrazione nel marmoset comune. Questo protocollo descrive anche i passaggi pre e postoperatori della cura degli animali che sono necessari per eseguire con successo tale intervento chirurgico. Infine, questo protocollo mostra un esempio di potenziale sul campo locale e registrazioni di attività di picco in una marmoset liberamente comandata 1 settimana dopo la procedura chirurgica. Nel complesso, questo metodo offre l'opportunità di studiare la funzione cerebrale in marmoset svegli e liberamente comportandosi. Lo stesso protocollo può essere facilmente utilizzato dai ricercatori che lavorano con altri piccoli primati. Inoltre, può essere facilmente modificato per consentire altri studi che richiedono impianti, come elettrodi stimolanti, microiniezioni, impianto di optrodes o cannula guida, o ablazione di regioni tissutali discrete.

Introduzione

Marmoset comuni (Callithrix jacchus) stanno guadagnando il riconoscimento come un importante organismo modello in molti campi della ricerca, tra cui le neuroscienze. Questi primati del nuovo mondo rappresentano un importante modello animale complementare sia per i roditori che per altri primati non umani (NHP), come il macaco di rhesus. Come i roditori, questi animali sono piccoli, facili da manipolare e relativamente economici da curare e allevare1,2,3,4, rispetto ai NHP più grandi. Inoltre, questi animali hanno una propensione per il gemellaggio e l'elevata fecondità rispetto ad altri NHP1,2,3. Un altro vantaggio che il marmoset ha rispetto a molti altri primati è che i moderni strumenti di biologia molecolare3,4,5,6,7 e un genoma sequenziato2 ,3,4,5,8 sono stati utilizzati per modificarli geneticamente. Entrambi gli animali knock-in che utilizzano il lentivirus5, e gli animali knock-out utilizzando nucleasi zinco-dito (FN) e trascrizione attivatore-come nucleases (TALENS)7, hanno prodotto animali fondatori vitali.

Un vantaggio in relazione ai roditori è che i marmoset, come primati, sono filogeneticamente più vicini agli esseri umani3,5,6,9,10,11. Come gli esseri umani, le marmotte sono animali diurni che dipendono da un sistema visivo altamente sviluppato per guidare gran parte del loro comportamento10. Inoltre, le marmotte presentano complessità comportamentale, tra cui una vasta gamma di comportamenti sociali come l'uso di diverse vocalizzazioni3, consentendo ai ricercatori di affrontare questioni non possibili in altre specie. Da un punto di vista neuroscientifico, le marmotte hanno cervelli lissencefalia, a differenza del macaco rhesus9 piùcomunemente usato. Inoltre, le marmotte hanno un sistema nervoso centrale simile agli esseri umani, tra cui una corteccia prefrontale9più sviluppata. Insieme, tutte queste caratteristiche posizionano le marmotte come un modello prezioso per studiare la funzione cerebrale in salute e malattia.

Un metodo comune per studiare la funzione cerebrale consiste nell'impiantare elettrodi in posizioni specifiche anatomicamente per mezzo di neurochirurgia stereotassica. Questo permette la registrazione cronica dell'attività neurale in diverse aree bersaglio in animali svegli e liberamente comportanti12,13. La neurochirurgia stereotassica è una tecnica indispensabile utilizzata in molte linee di ricerca, in quanto consente un targeting preciso delle regioni neuroanatomiche. Rispetto alla letteratura macaca e roditore, ci sono meno studi pubblicati che descrivono la neurochirurgia stereotassica specifica per il marmoset, e tendono a fornire dettagli sparse dei passaggi coinvolti nell'intervento chirurgico. Inoltre, coloro che hanno maggiori dettagli si concentrano principalmente sulle procedure per la registrazione elettrofisiologica in animali a testa limitata14,15,16,17.

Al fine di facilitare una più ampia adozione delle marmotte come organismo modello nella ricerca sulle neuroscienze, il metodo attuale definisce i passaggi specifici necessari per una neurochirurgia stereotassica di successo in questa specie. Oltre all'impianto di array di registrazione, come descritto nel presente metodo, la stessa tecnica può essere adattata per molti altri scopi sperimentali, compreso l'impianto di elettrodi stimolanti per il trattamento delle malattie18 o la guida causale comportamento del circuito19; l'impianto di cannule guida per l'estrazione e la quantificazione dei neurotrasmettitori20, iniezioni di reagenti, compresi quelli perl'induzione di modelli di malattia 12 o per studi di tracciamento del circuito15; ablazione di regioni tissutali discrete21; impianto di optrodes per studi optogenetici22; impianto di finestre ottiche per l'analisi microscopica corticale23; e l'impianto di array elettrocorticografici (ECoG)24. Pertanto, l'obiettivo generale di questa procedura è quello di delineare i passaggi chirurgici coinvolti nell'impianto di array di microelettrodi per registrazioni elettrofisiologiche croniche in marmoset che si comportano liberamente.

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Protocollo

Gli esperimenti sugli animali sono stati effettuati in conformità con il National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals e approvati dal Santos Dumont Institute Ethics Committee (protocollo 02/2015AAS).

1. Preparazione chirurgia

  1. Fissare ogni array di elettrodi a un supporto per elettrodi compatibile con il telaio stereotassico da utilizzare.
  2. Collegare un supporto per elettrodi al micromanipolatore stereotassico e impostare un microfilo alle coordinate interaurali. Ripetere questa operazione per gli array e i supporti di elettrodi aggiuntivi, se necessario.
    NOTA: La coordinata interaurale di qualsiasi microfilo può essere utilizzata per calcolare le coordinate di impianto per l'intero array, poiché la distanza relativa tra i microfili è costante. Quando l'array ha fasci con lunghezze diverse, la coordinata interaurale del filo più lungo è la più comoda da usare per impostare lo zero interaurale.
  3. Staccare i supporti dell'elettrodo dal micromanipolatore stereotassico e sterilizzare gli assiemi (elettrodo attaccato al supporto dell'elettrodo) in un armadietto di luce ultravioletta (UV) per almeno 2 h.
  4. Attaccare un ago da 24 G a un supporto della sonda stereotassico, collegarlo al micromanipolatore e impostare le coordinate interaurali per la punta dell'ago.
    NOTA: Prima dell'intervento, le coordinate di tutte le craniotomie devono essere predefinite come un perimetro di 200 m2 più grande della posizione anteroposteriore (AP) e mediolaterale (ML) del sito di impianto di destinazione dell'array. Utilizzare l'assieme del supporto della sonda ad ago da 24 G per determinare la posizione delle craniotomie nel cranio in base alle coordinate zero.
  5. Staccare il supporto della sonda dal micromanipolatore e sterilizzare l'assieme in un armadio UV per almeno 2 h.
  6. Raccogli viti in titanio o in acciaio inossidabile. Solder un filo di terra a metà di loro.
  7. Organizzare e sterilizzare tutti gli strumenti, le attrezzature e gli usa e getta rimanenti necessari per l'intervento chirurgico.

2. Procedure di preoperatoria

NOTA: in questo studio sono state utilizzate due marmoset maschi adulti (Callithrix jacchus) del peso di 320-370 g. Assicurarsi che l'animale non abbia mangiato per 6 h prima dell'induzione dell'anestesia.

  1. Anestetizzare l'animale con un'iniezione intramuscolare di atropina (0,05 mg/kg) per ridurre la salivazione e le secrezioni bronchiali. Verificare la mancanza di risposte ai pedali.
  2. Dopo 5 min applicare la chetamina (10-20 mg/kg) per via intramuscolare.
  3. Rasa la testa dell'animale usando un tagliabarista elettrico.
  4. Somministrare il tramadolo (2 mg/kg) per via intramuscolare come analgesico generale.
  5. Intubare l'animale.
    1. Usando una maschera, esponi il marmoset all'isoflurane con ossigeno dell'1%2% con una portata di 1/5 L/min per indurre l'anestesia profonda. Quando l'animale è profondamente anetizzato, ridurre e mantenere l'isoflurane a 1/3 L/min.
    2. Fissare un elastico al tavolo chirurgico con del nastro adesivo.
    3. Posizionare il marmoset in una posizione supina con la testa verso il tecnico e posizionare l'elastico nella bocca del marmoset dietro i suoi canini.
      NOTA: È meglio posizionare la testa in modo che la superficie dorsale sia rivolta verso il pavimento e la sua faccia sia rivolta verso il tecnico.
    4. Utilizzando una sonda con punta di cotone, asciugare la lingua del marmoset e afferrarla in una mano per tenere la bocca aperta.
    5. Spruzzare il 10% di lidocaina sulla punta del tubo endotracheale.
    6. Inserire il tubo endotrachea di dispari di 2,0 mm di diametro nella trachea fino a quando il marchio di 4,0 cm è all'ingresso della trachea.
    7. Attaccare il tubo al gruppo di anestesia con il ventilatore artificiale impostato a 40 respiri/min e confermare la corretta espansione e contrazione del torace.
      NOTA: In questo momento l'isoflurane e l'ossigeno devono essere erogati attraverso il tubo endotracheale, non la maschera.
    8. Togliere la fascia elastica dalla bocca del marmoset in modo che il tubo endotracheale possa essere agcato alla mascella.
  6. Posizionare il marmoset in una posizione prona in linea con il telaio stereotassico e fissare la testa dell'animale nel telaio stereotassico.
    1. In primo luogo, inserire la punta della barra dell'orecchio destro nel giusto canale uditivo dell'animale.
    2. Successivamente, inserire la punta della barra dell'orecchio sinistro nel canale uditivo sinistro.
    3. Centrare la testa dell'animale al centro del telaio stereotaxic e fissare le barre dell'orecchio in posizione.
    4. Inserire il boccaglio nella bocca dell'animale e regolarne l'altezza in modo che tocchi il palato dell'animale. Allo stesso tempo, posizionare le barre orbitali sulla superficie inferiore dell'osso orbitale.
    5. Assicurarsi che la superficie inferiore dell'osso orbitale sia allineata orizzontalmente con il centro delle barre dell'orecchio.
  7. Collegare un ossimetro a impulsi portatile alla mano del marmoset. Assicurarsi che la frequenza cardiaca sia entro 154,180 battiti/min (bpm) per tutta la durata dell'intervento chirurgico; spesso una frequenza cardiaca superiore a 200 bpm implica che l'animale si sta svegliando. Assicurarsi che la saturazione di ossigeno sia superiore al 95%. Occasionalmente può scendere al 90% senza danni.
    NOTA: Se la frequenza cardiaca scende al di sotto di 154 bpm, diminuire l'isoflurane.
  8. Posizionare la sonda di temperatura rettale collegata a una piastra di riscaldamento omeotermica nell'ano, con la temperatura desiderata impostata per 37 gradi centigradi. Nastro questo sensore alla coda per tenerlo fisso in posizione.
  9. Applicare un lubrificante oftalmico sterile agli occhi.
  10. Pulire e disinfettare la testa dell'animale con clorolessidine e iodio povidone prima di coprire l'animale con un campo chirurgico.
    NOTA: Eseguire tutte le seguenti procedure chirurgiche in condizioni asettiche.

3. Procedure chirurgiche

  1. Applicare sottocutaneamente analgesico locale (ad esempio, lidocaina 20 mg/mL, 0,1 mL) nel sito dell'incisione prevista. Fare un'incisione nella linea mediana del cuoio capelluto.
  2. Esporre e preparare la superficie del cranio.
    1. Staccare con attenzione il muscolo temporale dal cranio. In primo luogo, utilizzare un bisturi per tagliare la fascia al suo inserimento nel cranio. Quindi, separare delicatamente il muscolo temporale dal cranio utilizzando un raspatory periosteal.
    2. Rimuovere il periosteo da tutto il cranio esposto utilizzando un raspatorio periosteal.
    3. Controllare il sanguinamento con un tampone di cotone sterile, se necessario.
    4. Pulire la superficie ossea con perossido di idrogeno.
  3. Delineare la posizione della craniotomia segnando i suoi angoli con fori di burro poco profondi nella superficie ossea. Quindi, perforare il perimetro della craniotomia utilizzando un trapano dentale alla massima velocità (cioè 350.000 rpm). Aggiungere qualche goccia di sterile salina sul cranio durante la perforazione per evitare il surriscaldamento. Misurare la posizione della craniotomia e le coordinate dell'impianto dell'elettrodo rispetto alle coordinate entrol.
  4. Impianto viti nel cranio.
    1. Forare i fori a vite 6-8 nel cranio.
    2. Impiantare le viti in modo che ogni vite di filo di terra fusa sia adiacente e in prossimità di una vite inalterata (cioè senza un filo di terra collegato ad esso).
    3. Avvolgere ogni filo di terra intorno all'adiacente, vite inalterata.
    4. Aggiungere una goccia di vernice d'argento tra il filo di terra e ogni vite.
  5. Rimuovere l'osso al centro della craniotomia utilizzando pinze con una punta curva (ad esempio, pinze McPherson). Mantenere il dura mater idratato con sterile salina.
  6. Togliere la dura mater. Utilizzare un ago ipodermico sterile (25 o 26 G) con la smussatura piegata a circa 90 gradi per forare e sollevare la superficie del dura mater lontano dalla superficie del cervello. Quindi, tagliare la dura mater con microscissors. Mantenere il cervello esposto idratato con salina.
    NOTA: Se si osserva un sanguinamento in durale significativo, utilizzare cavolo o spugne sterili di gelatina assorbenti imbevuti di trombina25.
  7. Array di microelettrodi implantari.
    1. Attaccare il supporto sterilizzato per gli elettrodi e l'array di elettrodi al micromanipolatore stereotassico.
    2. Posizionare il micromanipolatore in modo che l'elettrodo si trova alle coordinate anteroposteriori e mediolaterali desiderate.
    3. Abbassare l'array di elettrodi fino a toccare la superficie del cervello fino a quando la punta del fascio più lungo.
    4. Inserire lentamente l'array nel tessuto cerebrale fino a raggiungere le coordinate dorsoventral.
    5. Coprire la corteccia esposta con piccoli pezzi di sterili spugne di gelatina assorbente.
    6. Fissare l'elettrodo al cranio applicando l'acrilico dentale al cranio esposto, una vite e l'elettrodo.
    7. Staccare il supporto dell'elettrodo e rimuoverlo dal micromanipolatore.
  8. Ripetere la procedura di impianto dal passaggio 3.7 con gli array aggiuntivi, se necessario.
  9. Avvolgere insieme e saldare i fili di terra dei fili separati e viti. Utilizzare vernice argentata per formare un ponte intorno alla saldatura per garantire che sia stato raggiunto un collegamento elettrico.
  10. Utilizzando l'acrilico dentale, fare un robusto headcap intorno all'estensione laterale degli array, e racchiudere completamente i fili di terra e qualsiasi cranio esposto e viti.
  11. Se necessario, inserire una barra di supporto nel tappo della testa. Questo può essere un cilindro di plastica robusto come quelli di un tampone di cotone. Sigillalo in posizione con l'acrilico dentale.
    NOTA: Questo può essere utile per proteggere i connettori dei cavi di elettrofisiologia in atto, ma potrebbe non essere necessario a seconda dell'apparecchiatura utilizzata. Nel metodo attuale, un'asta di supporto simile è apposto sullo stadio della testa in modo che una fascia elastica possa tenere robustamente le fasi della testa in posizione sui connettori.
  12. Suturare la pelle intorno alla testata.

4. Recupero postoperatorio

  1. Applicare la soluzione antisettica (ad esempio, clorhessia) intorno alla ferita.
  2. Spegnere l'alimentazione isoflurane ma non l'ossigeno e rimuovere l'animale dal telaio stereotassico.
  3. Posizionare l'animale sul pad di riscaldamento con l'ossigeno mantenuto attraverso il tubo endotracheale.
  4. Rimuovere il tubo endotracheale quando si osservano i primi segni di riflessi neurogenici, come i ladengosmi.
  5. Continua a fornire l'ossigeno con una maschera fino a quando l'animale presenta chiari segni di recupero anestetico, come riflessi protettivi, tono posturale e tentativi di ambulazione.
  6. Posizionare l'animale all'interno di una gabbia pulita in una stanza di recupero per 24-48 ore prima di spostare l'animale nella sua gabbia di casa. Casa ogni animale impiantato individualmente.
    NOTA: Poiché le marmotte tendono a scalare le pareti della gabbia, utilizzare una gabbia con pareti lisce o coprire le pareti della gabbia con una superficie liscia per evitare che l'animale cada.
  7. Nella prima ora dopo l'intervento chirurgico, osservare l'animale per guardare per segni di angoscia o contatto visivo non coordinato contro il lato della gabbia.
  8. Somministrare antibiotici (ad es. enrofloxcin 5 mg/kg, sottocutaneamente, una volta al giorno per 5/7 giorni), analgesici (ad esempio, oral tramadol 1 mg/kg, ogni 8 h h per 3/5 giorni) e farmaci antinfiammatori (ad esempio, dexamethasone 0,5-1,5 mg/kg, sottocutaneamente, una volta al giorno per 1/3 giorni) .
    NOTA: Dopo un intervento chirurgico di successo, gli animali saranno completamente recuperati entro 3/5 giorni.

5. Registrazioni elettrofisiologiche croniche in marmotte che si comportano liberamente

  1. Iniziare le sessioni di registrazione elettrofisiologica almeno 1 settimana dopo l'intervento chirurgico.
    NOTA: abituare gli animali al ricercatore e agli ambienti sperimentali prima di iniziare tutte le procedure sperimentali per almeno 1 mese.
  2. All'inizio di ogni sessione, anantichezzare leggermente l'animale usando l'isoflurane (1-5 L/min, 1% O2).
    NOTA: Seguire le linee guida dell'istituzione competente in merito alla sedazione di piccoli primati. Se le sessioni di registrazione sono molto frequenti, abituare gli animali da maneggiare in modo che i cavi possano essere collegati senza anestesia.
  3. Collegare gli array di elettrodi a un sistema di registrazione neurale commerciale.
  4. Posizionare l'animale all'interno della camera sperimentale.
    NOTA: La camera sperimentale utilizzata qui è una scatola acrilica cubica (0,45 m x 0,45 m x 0,45 m) progettata per valutare la quantità e il modello di attività motoria spontanea26,27.
  5. Attendere 30 min prima di iniziare le registrazioni per assicurarsi che l'animale sia completamente recuperato dall'anestesia.
    NOTA: Isoflurane ha una rapida insorgenza e un'azione di compensazione che consente una rapida sedazione erisveglio 28. Una volta disattivato l'alimentazione dell'isoflurane, l'animale inizierà a svegliarsi. L'animale è sveglio quando rimane in posizione eretta e può ambulatoare liberamente nella camera sperimentale senza cadere. Questo richiede meno di 15 min. Per garantire l'assenza di effetti sedativi, iniziare le registrazioni 30 min dopo l'isoflurane è interrotto.
  6. Confermare la posizione degli impianti di microelettrodi postmortem da colorazione NISSL dopo aver fissato e sezioato il tessuto29.

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Risultati

Lo scopo di questo studio era quello di descrivere una procedura neurochirurgica stereotassica per l'impianto di array di microelettrodi per registrazioni elettrofisiologiche nel marmoset comune. Un intervento chirurgico tipico (dall'induzione dell'anestesia al recupero dell'anestesia) durerà circa 5-7 h, a seconda del numero di array impiantati. Qui, due array sono stati impiantati simmetricamente, uno in ogni emisfero cerebrale. Ogni matrice conteneva 32 microfili in acciaio inossidabile disposti in sette fasci mirati ...

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Discussione

Questo lavoro fornisce una descrizione dettagliata delle procedure coinvolte nell'impianto di array di registrazione di microelettrodi nel cervello marmoset. Questo stesso protocollo può essere facilmente utilizzato quando si impiantano elettrodi, sia fatti in casa che disponibili in commercio, in altri piccoli primati. Inoltre, può essere facilmente adattato per altre estremità sperimentali che richiedono un targeting preciso delle strutture cerebrali. Pertanto, questo protocollo è volutamente vago per quanto riguarda l...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Gli autori desiderano ringraziare Bernardo Luiz per l'assistenza tecnica con le riprese e il montaggio. Questo lavoro è stato sostenuto dall'Istituto Santos Dumont (ISD), dal Ministero dell'Istruzione brasiliano (MEC) e dal Superiore di Coordenao de Aperfei-oamento de Pessoal de Novel (CAPES).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Equipments
683 Ventilatore per piccoli animaliHarvard Apparatus, Inc.55-0000
Gruppo per anestesiaBRASMEDCOLIBRI
Forbici da barbiereMundialHC-SERIES
Trapano dentaleNorgenB07-201-M1KG
Termoforo omeotermico e monitorHarvard Apparatus, Inc.50-7212
Telaio stereotassico dell'uistitìNarishige Scientific Instrument LabSR-6C-HT
Monitor paziente e pulsossimetroBionet Co., LtdBM3
Micromanipolatore stereotassicoNarishige Scientific Instrument LabSM-15R
Microscopio chirurgicoOptoSM PLUS IBZ
Instruments
Allis pinze per tessutiSklar36-2275
Divaricatore Alm, punta arrotondata, 4x4 dentiRhosseRH11078
Angled McPherson ForcepsOftalmologiabr11301A
Forbici chirurgiche curveHarvard Apparatus, Inc.72-8422
Pinza per tessuti curviSklar47-1186
Pinza per dissezione delicataWPIWP5015
Punta da trapano dentaleMicrodontISO.806.314.001.524.010
Pinza per tessuti EssringSklar19-2460
FG 1/4 Punta da trapano dentaleMicrodontISO.700.314.001.006.005
Halsey Needle Holder WPI15926-G
Halstead Mosquito PinzeWPI503724-12
Pinze emostatiche, StraightSklar17-1260
Jewler ForcepsSklar66-7436
McPherson-Vannas Microforbice optatalmica, punta da 3 mmArgos InstrumentalARGOS-4004
Pereosteal RaspatoryGolgran38-1
Scalpal HandleHarvard Apparatus, Inc.72-8354
CacciavitiEurotoolSCR-830.00
Ferro da stiroHikari21K006
Forbice chirurgicaHarvard Apparatus, Inc.72-8400
Pinze dentateWPI501266-G
Monouso
Siringa sterile da 1 ml con ago da 26 GDescarpack7898283812785
campo chirurgico 130 cm x 140 cm, presterilizzatoProtDesc7898467276344
Ago 24G, Descarpack presterilizzato7898283812846
campo chirurgico 50 cm x 50 cm, sonde con110100236Esterili-med
presterilizzate,Jiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD23007
Qutips con punta in cotoneHigie Topp7898095296063
Electrode Arrayfatto in casa
Tubo endotracheale senza cuffia, diametro interno 2,0 mm, diametro esterno 2,9 mmSolidor7898913077201
Filo di rame stagnato, diametro
M1,4x3 Viti in acciaio inoxUSMICROSCREWM14-30M-SS-P
Nastro medicoMissner7896544910102
Suture chirurgiche in nylonShalonN540CTI25
Lama per scalpo, presterilizzataAdvantiVe1037
solderKesterSN63PB37
soluzione fisiologica sterile 0,9%Isofarma7898361700041
Guanti chirurgici steriliMaxitex7898949349051
Camice chirurgico sterileProtDesc7898467281208
Garza chirurgica, 15 cm x 26 cm presterilizzatoHé ika7898488470315
GelfoamPfizer
Drugs/Chemicals
0.25mg/ml AtropinaIsofarma
10% Lidocaina SprayProdutos Quí micos Farmacê uticos Ltda.
2,5% Enrofloxacino antibiotico veterinarioChemitec0137-02
Dexametasona veterinario antinfiammatorioMSDR06177091A-00-15
Perossido di idrogenoFarmax7896902211537
IsoflouraneBioChimico7897406113068
Jet Soluzionedi polimerizzazione acrilicaArtigos Odontoló gicos Clá ssico
Jet Auto Polimerizzazione AcrilicoArtigos Odontoló gicos Clá ssico
Ketamina 10%Syntec
Lidocaina e Fenilefrina 1,8 ml anestetico localeSS Bianco7892525041049
Soluzione di iodio povidoneFarmax7896902234093
Riohex 2% sapone chirurgicoRioquí mica7897780209418
Silver PaintSPI Supplies05002-AB
Cloruro di tramadolo 50 mg/mlUniã o Quí mica7896006245452
Gel rinfrescante (acido poliacrilico)Allergan
punta in cotone 0,15 mm7896676405644

Riferimenti

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