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Articolo metodologico

Time-Lapse 2D Imaging dell'attività fagocitica in M1 Macrophage-4T1 Mouse Mammary Carcinoma Cells in Co-cultures

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DOI:

10.3791/60281

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14 dicembre 2019

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1Department of Cell and Molecular Biology, Faculty of Biotechnology and Biomolecular Sciences, Universiti Putra Malaysia, 2Institute of Tropical Forestry and Forestry Products (INTROP), Universiti Putra Malaysia, 3Department of Biomedical Science, Faculty of Medicine, University of Malaya, 4Agro-Biotechnology Institute (ABI), National Institute of Biotechnology Malaysia (NIBM)

In questo articolo

Sommario

In questo studio è stata esaminata l'attività fagocitica dei macrofagi contro le cellule tumorali, in particolare le cellule carcinoma mammario dei topi da 4T1. Il modello di cocoltura a cellule vive è stato stabilito e osservato utilizzando una combinazione di microscopia a contrasto di interferenza fluorescente e differenziale. Questa valutazione è stata immaginata utilizzando un software di imaging per sviluppare video time-lapse multipunto.

Abstract

I macrofagi associati al tumore (TAM) sono stati identificati come una componente importante per la crescita del tumore, l'invasione, la metastasi e la resistenza alle terapie tumorali. Tuttavia, i macrofagi associati al tumore possono essere dannosi per il tumore a seconda del microambiente tumorale e possono alterare reversibilmente le loro caratteristiche fenotipiche antagonizzando l'attività citotossica delle cellule immunitarie o migliorando la risposta antitumorale. Le azioni molecolari dei macrofagi e le loro interazioni con le cellule tumorali (ad esempio, la fagocitosi) non sono state ampiamente studiate. Pertanto, l'interazione tra le cellule immunitarie (M1/M2-sottotipo TAM) e le cellule tumorali nel microambiente tumorale è ora al centro della ricerca sull'immunoterapia del cancro. Nel presente studio, è stato sviluppato un modello di cocultura di cellule vive di macrofagi M1 indotti e cellule carcinoma 4T1 mammaria indotta per valutare l'attività fagocitica dei macrofagi utilizzando una funzione video time-lapse utilizzando la microscopia di contrasto di fase, fluorescente e contrasto differenziale (DIC). Il metodo attuale può osservare e documentare l'imaging multipunto a cellule vive della fagocitosi. La fagocitosi di 4T1 cellule da macrofagi M1 può essere osservata utilizzando la microscopia fluorescente prima di colorare le cellule 4T1 con carboxyfluorescein succinimidyl ester (CFSE). La pubblicazione attuale descrive come co-cocoltura macrofagi e cellule tumorali in un unico piatto di imaging, polarizzare i macrofagi M1 e registrare eventi multipunto di macrofagi che inghiottiscono le cellule 4T1 durante 13 h di cocultura.

Introduzione

I macrofagi sono la prima linea di difesa immunitaria e svolgono un ruolo nell'orchestrazione delle risposte immunitarie contro agenti patogeni e materiali estranei, comprese le cellule tumorali. Sono un fagocitato specializzato che distrugge e si sbarazza delle particelle indesiderate nel corpo. I macrofagi contribuiscono a funzioni difensive come lo sgombero di cellule e microrganismi apoptotici e il reclutamento di altre cellule immunitarie1. I macrofagi possono differenziarsi in due tipi diversi, i macrofagi M1 e M2, in risposta ai segnali ambientali2. I macrofagi polarizzati M1 (cioè i macrofagi attivati classicamente) vengono attivati dall'interferone-interferone-interferone-interferone-citochina (IFN-z) e dai lipopolisiari (LPS) e sono coinvolti nella risposta, nella clearance degli agenti patogeni, nell'efficiente fagocitosi infiammatoria e nell'immunità tumoricidala3,4. I macrofagi M2 sono strettamente correlati ai macrofagi associati al tumore (ARM) e hanno proprietà di promozione antiinfiammatorie e tumorale4.

Fagocitosi, derivata dall'antico greco (phagein), che significa "divorare", (kytos), che significa "cellula" e -osis, che significa "processo"5. La fagocitosi è un processo mediato dal recettore in cui i fagociti (compresi macrofagi, monociti e neutrofili) uccidono e inghiottiscono agenti patogeni invasori, ripuliscono le particelle estranee e ripuliscono i detriti cellulari apoptotici. I macrofagi associati al tumore (TAM) si trovano nello stroma in diversi tumori, tra cui il cancro al seno, e hanno funzioni pro-tumore6,7, con conseguente resistenza alla fagocitosi. Il meccanismo dettagliato della fagocitosi delle cellule tumorali da parte dei macrofagi non è ancora compreso.

Questo studio presenta un metodo in due fasi: 1) 4T1 cellule di carcinoma mammario e macrofagi polarizzati M1 sono costati, e 2) l'attività fagocistica dei macrofagi viene valutata utilizzando la microscopia video a cellule vive. Il coloranti fluorescente CFSE è stato utilizzato per macchiare le cellule carcinoma mammario del topo 4T1. La macchia etichetta le cellule 4T1 per distinguerle dai macrofagi M1 cocolto all'interno di un singolo piatto di imaging. I macrofagi RAW 264,7 sono polarizzati con LPS e IFN-z in un fenotipo M1. Per garantire una polarizzazione completa, è stata eseguita l'immunostaining con anticorpo anti-iNOS coniugato al FITC. Successivamente, è stata acquisita una serie multipunto di immagini time-lapse per osservare più eventi, tra cui la fagocitosi, all'interno della cocultura.

Una migliore comprensione delle interazioni tra cellule tumorali e macrofagi può portare a una potenziale immunoterapia del cancro. L'imaging a cellule vive offre una visione dettagliata della dinamica cellulare in un ambiente in tempo reale ed è stata utilizzata per studiare la migrazione cellulare, lo screening fenotipico, l'apoptosi e la citotossicità8,9 in neuroscienze, biologia dello sviluppo e scoperta di farmaci. Anche se il tumore proposto in questo studio è il cancro al seno, il metodo può essere applicato anche a più cellule bersaglio e cellule echeggiatrici distinte.

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Protocollo

NOTA: Le sezioni 1-6 descrivono il modello di cocultura delle cellule carcinoma mammario 4T1 e dei macrofagi di topo RAW 264.7. La sezione 7 descrive la valutazione time-lapse delle cellule 4T1 fagicitarie M1.

1. Coltivare cellule carcinoma mammario 4T1 e macrofagi di topo RAW 264.7

  1. Scongelare una fiala di criogenicamente conservato 4T1 e RAW 264.7 passaggio 6 celle con agitazione delicata in un bagno d'acqua a 37 gradi centigradi o la temperatura di crescita normale per le linee cellulari.
    NOTA: Lo scongelamento deve essere fatto rapidamente, approssimativamente entro 2 min. Per evitare la contaminazione, rimuovere la fiala dal bagno d'acqua e decontacerarla spruzzandola con il 70% di etanolo. Per evitare la deriva genetica, soprattutto per i macrofagi, utilizzare un numero di passaggio basso (cioè meno di 20).
  2. Diluire le cellule scongelate in 10 mL di mezzo DMEM completo in un tubo conico da 15 mL e centrificare le cellule a 600 x g per 5 min per ottenere un pellet cellulare.
    NOTA: il mezzo DMEM completo integrato con il 10% (v/v) del siero bovino fetale (FBS), 200 U/mL penicillina/streptomicina e 2 mM L-glutamine viene utilizzato in tutto il protocollo.
  3. Aspirare con attenzione il supporto, risospendere le cellule in 8 mL di mezzo completo e trasferire in una coltura di tessuto 25 cm2 trattati. Coltura sia 4T1 e RAW 264.7 cellule in completo DMEM medio a 37 .C con 5% CO2.
    NOTA: Risospendere delicatamente i pellet cellulari e aggiungere la sospensione cellulare nel flacone di coltura goccia a goccia per evitare di uccidere le cellule.
  4. Dopo 1 settimana di coltura per consentire l'aderenza cellulare, monitorare il pallone ogni giorno e aggiungere 8 mL di mezzo DMEM completo secondo necessità.

2. Immunostaining di M1 polarizzato RAW 264.7 macrofagi

  1. Poiché la confluenza di cellule RAW 264,7 raggiunge il 70-80%, scartare i mezzi di coltura e risciacquare delicatamente 2x con almeno 2 mL di PBS.
    NOTA: Prima di seminare cellule RAW 264.7, assicurarsi che non si sia verificata alcuna differenziazione cellulare (ad esempio, fenotipo dendrite e/o dimensioni delle cellule aumentate). Se i cambiamenti di morfologia cellulare sono visibili, eliminare la coltura e scongelare una nuova linea cellulare dal passaggio precedente fiala.
  2. Preparare i macrofagi per la raccolta dislocando delicatamente le cellule aderenti utilizzando un raschietto cellulare e trasferirle in un tubo conico da 15 mL.
  3. Contare le cellule utilizzando un emocitometro e preparare una sospensione cellulare di 1 x 105 cellule / piatto utilizzando il mezzo DMEM completo.
  4. Seme 2 mL della sospensione dei macrofagi in due piatti di imaging. Incubare le cellule a 37 gradi centigradi con il 5% di CO2 per consentire l'aderenza alle cellule.
  5. Preparare il supporto di polarizzazione M1 aggiungendo 100 lPS ng/mL e 20 ng/mL IFN-z nel mezzo DMEM completo10,11.
  6. Eliminare il supernatante di coltura dai macrofagi e lavare con cura i monostrati nel piatto 2x con almeno 1 mL di PBS.
  7. Aggiungere 2 mL di supporti di polarizzazione M1 in uno dei piatti di imaging, consentire alle cellule RAW 264.7 di indurre il fenotipo del macrofago M1 e incubare 2-3 h a 37 gradi centigradi con il 5% di CO2.
    NOTA: Seme RAW 264.7 macrofaages in una teglia di imaging con DMEM integrato con 10% FBS come controllo per la colorazione anti-iNOS. Etichettare i piatti di imaging RAW (controllo) e M1 macrofagi (LPS e IFN-polarizzati), rispettivamente.
  8. Prima dell'immunostaining, fissare le cellule RAW 264.7 e M1 utilizzando 2 mL di paraformaldeide del 4% e incubare per 15 min a 37 gradi centigradi (temperatura ambiente, RT).
  9. Rimuovere il supernatante e lavare il monostrato cellulare con 1 mL di PBS almeno 3x.
  10. Quench con 2 mL di cloruro di ammonio da 50 mm in PBS e incubazione per 15 min a RT.
  11. Permeabilitare utilizzando 2 mL di 0,3% Triton X-100 in PBS per 15 min a RT.
  12. Rimuovere il supernatante e lavare il monostrato cellulare con 1 mL di PBS almeno 3x.
  13. Bloccare l'utilizzo di 2 mL di 10% FBS in PBS per 30 min a RT.
    NOTA: La fase di blocco nell'immunostaining consiste nel ridurre al minimo il legame non specifico dell'anticorpo all'interno della cellula.
  14. Rimuovere il supernatante e lavare il monostrato cellulare con 1 mL di PBS almeno 3x.
  15. Incubare con 2 mL di anti-iNOS-FITC in PBS e 1% FBS durante la notte a 4 gradi centigradi.
    NOTA: Etichettare le cellule utilizzando la diluizione dell'anticorpo appropriato in base alle raccomandazioni del produttore. Proteggere i piatti dalla luce coprendoli con un foglio di alluminio da questo punto in elogno.
  16. Rimuovere il supernatante e lavare il monostrato cellulare con 1 mL di PBS almeno 3x.
  17. Incubare 1 mL di 300 nM 6-diamidino-2-fenilondole (DAPI) in piatti di imaging per 10 min in 37 gradi c, al buio coprendo con un foglio di alluminio.
  18. Lavare le celle con 1 mL di PBS almeno 3x e aggiungere 1 mL di mezzo DMEM completo nei piatti di imaging.
    NOTA: le cellule sono ora pronte per l'imaging a fluorescenza. La configurazione del microscopio avrà bisogno di uno stadio invertito e filtri di eccitazione per le macchie scelte (in questo caso, FITC e DAPI).
  19. Accendere il microscopio e caricare il software di imaging. Montare il pofonio di imaging al microscopio e regolare la messa a fuoco per osservare i macrofagi RAW 264.7 e M1. Ottimizzare l'aspetto delle immagini FITC e DAPI a contrasto di fase regolando i tempi di luce e di esposizione trasmessi.
    NOTA: Iniziare l'imaging quando tutti i punti sono a fuoco e i canali sono ottimizzati.
  20. Acquisire immagini FITC e DAPI a contrasto di fase(Figura 1).

3. Semina 4T1 cellule carcinoma mammario

  1. Poiché la confluenza delle cellule 4T1 raggiunge il 70-80%, scartare i mezzi di coltura e risciacquare delicatamente 2x con almeno 2 mL di PBS. Aggiungere 1 mL di prova preriscaldata per dissociare le cellule e incubare fino a 20 min a 37 gradi centigradi.
    NOTA: Osservare le cellule al microscopio. Le celle scollegate verranno arrotondate.
  2. Una volta staccate le cellule, trasferirle in un tubo conico da 15 mL e aggiungere 2 mL di mezzo DMEM completo preriscaldato per inattivare la trypsin. Disperdere delicatamente il mezzo convogliando la superficie dello strato cellulare per recuperare le cellule. Quindi, centrifugare a 600 x g per 5 min per ottenere un pellet cellulare.
  3. Rimuovere il supernatante e rispendere il pellet in 10 mL di preriscaldato mezzo DMEM completo.
  4. Contare le cellule utilizzando un emocitometro e semi 1 x 105 4T1 cellule in 2 mL di mezzo DMEM completo in ciascuno dei due piatti di imaging in vetro-fondo da 35 mm trattati con coltura tissutale. Incubare le cellule durante la notte a 37 gradi centigradi con il 5% di CO2.
    NOTA: Coltura 4T1 cellule in uno dei piatti di imaging con supporto di polarizzazione M1 e etichetta 4T1-Inducer (controllo). Questo per garantire la normale crescita delle cellule 4T1 quando esposte agli induttori.

4. Etichettatura vivente 4T1 cellule carcinoma mammario utilizzando la colorazione CFSE

  1. In primo luogo, rimuovere il supporto esistente dai piatti di imaging delle cellule 4T1. Lavare il monostrato cellulare almeno 2x con 1 mL di PBS.
  2. Preparare 5 M di soluzione di colorazione CFSE diluindo CFSE in 1 mL di PBS. Aggiungete 1 mL di 5 mSoluzione di colorazione CFSE in ogni piatto di imaging e incubate le cellule per 20 min a RT o 37 gradi centigradi, al buio.
    NOTA: Etichettare le cellule utilizzando un'adeguata concentrazione di lavoro CFSE in base alle raccomandazioni del produttore e agli esperimenti preliminari per ottenere la concentrazione di colorazione CFSE ottimale. L'efficienza di etichettatura sarà maggiore se CFSE viene diluito in PBS.
  3. Quench la colorazione con l'aggiunta di un volume uguale di supporto DMEM completo contenente 10% FBS e soluzione di colorazione alle cellule e incubare per 5 minuti a RT al buio.
  4. Eliminare la soluzione contenente CFSE e lavare le cellule 1x con un volume uguale di supporti di coltura.
    NOTA: 4T1 cellule sono ora etichettate in modo fluorescente.
  5. Riportare le celle 4T1-CFSE alle condizioni di coltura standard a RT con 5% CO2.

5. Seeding RAW 264.7 macrofagi murini e coculture con 4T1

  1. Poiché la confluenza di RAW 264,7 raggiunge il 70-80%, scartare i mezzi di coltura e risciacquare delicatamente 2x con almeno 2 mL di PBS.
  2. Preparare i macrofagi per la raccolta dislocando delicatamente le cellule aderenti utilizzando un raschietto cellulare e trasferirle in un tubo conico da 15 mL.
  3. Contare le celle utilizzando un emocitometro e preparare una sospensione cellulare di 1 x 105 cellule / mL diluindo la soluzione rimanente con un supporto DMEM completo in base alla densità di semina.
    NOTA: Le cellule eccessivamente confluenti nelle coculture possono ridurre gravemente la fagocitosi. In questo studio, il rapporto di semina dei macrofagi: le cellule tumorali sono state regolate in un rapporto 1:1. Il rapporto può essere regolato a seconda dell'aggressività delle cellule tumorali e dell'origine dei macrofagi.
  4. Prima di cocultura, scartare il supernatante di coltura dalle cellule 4T1 seminate un giorno prima (passaggio 4.5) e lavare attentamente i monostrati 2x con almeno 1 mL di PBS.
  5. Seme 1 x 105 RAW 264,7 celle per 2 mL di media DMEM completa in uno dei piatti di imaging 4T1. Incubare le cellule a 37 gradi centigradi con il 5% di CO2 per consentire l'aderenza alle cellule. Etichettare la cocultura 4T1-M1 del piatto di imaging.
    NOTA: le celle 4T1 (controllo) non erano costati con i macrofagi.

6. M1 polarizzazione di RAW 264.7 macrofagi

  1. Preparare i supporti di polarizzazione M1 aggiungendo 100 ng/mL LPS e 20 ng/mL IFN-z nel mezzo DMEM completo integrato con 10% (v/v) FBS10,11.
  2. Eliminare il supernatante di coltura dai macrofagi incubati prima (passaggio 5.5) e lavare con cura i monostrati nel piatto 2x con almeno 1 mL di PBS.
  3. Quindi, aggiungere 2 mL di supporti di polarizzazione M1 nella parabola di imaging e consentire alle cellule RAW 264.7 di indurre nel fenotipo del macrofago M1 incubando a 37 gradi centigradi con 5% di CO2.
    NOTA: Le cellule di macrofalo M1 possono occupare 2/3 h di incubazione per ottenere una polarizzazione completa. Gli esperimenti preliminari devono essere fatti per garantire il periodo di incubazione adeguato per consentire la completa polarizzazione dei macrofagi.

7. Microscopia video a cellule vive della fagocitosi

NOTA: molti fattori devono essere considerati quando si esegue l'imaging a celle vive per ottenere un video producibile, tra cui l'ottimizzazione dell'esposizione dell'immagine, la misurazione del tempo e la correzione automatica della messa a fuoco.

  1. Prima dell'esperimento, impostare l'incubatrice a coltura cellulare accendendo il termostato a 37 gradi centigradi e fornendo il 5% di CO2.
    NOTA: la configurazione del microscopio richiede uno stadio invertito, un'incubatrice superiore dello stadio, un controllo dell'umidità (95%) e un sistema di incubazione del gas. Questa configurazione è fondamentale per mantenere le cellule per la valutazione della microscopia video a cellule vive a lungo termine.
  2. Accendere il microscopio, compreso lo stadio di piezo e caricare il software di imaging del microscopio.
  3. Posizionare le cellule di cocultura dei semi in un piatto di imaging con fondo di vetro da 35 mm al centro dello stage e avvitare delicatamente sulla camera superiore. Utilizzare il joystick per motorizzare lo stage selezionando la posizione da immagine.
  4. Per visualizzare il campione, selezionare il filtro a contrasto di fase sulla torretta. Dopo aver visualizzato inizialmente l'esempio, individuare i campi appropriati e mettere a fuoco l'esempio.
    NOTA: il software di imaging consente l'utilizzo di una selezione obiettivo completamente automatizzata, di Perfect Focus System, di serie time-lapse, di acquisizione di immagini multicanale e di acquisizione di immagini multipunto.
  5. Per impostare la fluorescenza multicanale per l'etichettatura CFSE e l'acquisizione del contrasto delle interferenze differenziali, aprire la finestra di dialogo di acquisizione del software di imaging e selezionare la casella di controllo della scheda [Lambda] (Figura 2).
    NOTA: per un'imaging time-lapse di 13 h, deve essere utilizzato un canale di contrasto di fase.
  6. Selezionare la scheda [Lambda] [Configurazione ottica] e selezionare [10X DIC] per il contrasto delle interferenze differenziali e [GFP-R] per la casella di controllo del filtro a fluorescenza verde. Sotto il [Lambda] Colonna [Focus], selezionare la casella di controllo [10X DIC] per impostare come riferimento dello stato attivo.
  7. Aprire la finestra di dialogo di acquisizione del software di imaging e fare clic sul pulsante [XY-Time ...] e selezionare la scheda [XY].
  8. Passare al punto di acquisizione dell'immagine utilizzando il joystick sullo stage motorizzato mentre si controlla l'immagine dal vivo o selezionare una posizione diversa attraverso gli oculari. Quindi fare clic sulla casella di controllo nella colonna [Nome punto] per impostare ogni punto in ogni posizione per l'acquisizione di immagini (vedere Figura 3).
    NOTA: la fase automatica consente l'acquisizione di immagini multipunto di diverse coordinate XY per acquisire più campi.
  9. Ottimizzare lo stato attivo per ogni campione visualizzato sullo schermo. Utilizzare i controlli della correzione automatica dello stato attivo.
  10. Utilizzare il software per impostare l'acquisizione di immagini time-lapse. Nella finestra di dialogo di acquisizione del software di imaging, selezionare la scheda [Ora] (vedere la Figura 4).
  11. Determinare [Intervallo] (il ritardo tra l'inizio di un punto temporale a un altro punto temporale) e [Durata] (la durata totale dell'esperimento). Le unità di tempo variano e possono essere selezionate in millisecondi (ms), secondi (s), minuti (m) o ore (h) dal menu a discesa.
    NOTA: la durata del periodo di imaging per l'imaging time-lapse di fluorescenza e acquisizione multicanale DIC time-lapse può variare a seconda del coloranti fluorescente utilizzato in questo saggio. Il fotobleaching può verificarsi se le cellule etichettate sono esposte per troppo tempo.
  12. Selezionare la casella di controllo [Salva su file] per salvare le immagini acquisite. Nella scheda [Pianificazione ora] fare clic sul pulsante [Esegui ora] per acquisire immagini di serie temporali multipunto (vedere Figura 5).
    NOTA: nel software di imaging, le immagini vengono salvate in formato file nd2. Ogni time-lapse può essere salvato singolarmente in un formato di file MP4 in un secondo momento.

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Risultati

Le immagini bidimensionali (2D) del modello di cocultura 4T1 del carcinoma mammario del topo mostrano che le cellule 4T1 sono inghiottite dai macrofagi M1 durante un periodo di 13 h. È importante garantire una completa polarizzazione dei macrofagi M1 eseguendo l'immunostaining. I risultati (Figura 1) mostrano che la concentrazione di 100 lipopolysaccharides (LPS) e 20 ng/mL IFN -b-polarizzato RAW 264.7 nello stato M1. L'etichettatura delle cellule mirate con un colorante fluorescente e l'abb...

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Discussione

Il protocollo descritto richiede due passaggi: 1) cocultura di 4T1 cellule carcinoma mammario e macrofagi polarizzati M1, e 2) valutazione dell'attività fagocitica del macrofago utilizzando la microscopia time-lapse. La cocultura delle cellule vive è ampiamente utilizzata nella fagocitosi e nei saggi di migrazione. Il modello di cocoltura a cellule vive qui è un semplice, procedura in vitro adattabile (Figura 2) che utilizza un colore fluorescente, CFSE, che viene utilizzato per etichettare ...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato finanziato finanziariamente da Geran Putra Berimpak (GBP), Universiti Putra Malaysia: 9542800. Ringraziamo i laboratori Agro-Biotechnology Institute, Malaysia (ABI) e la struttura di microscopia. Un ringraziamento speciale a Mohd Daniel Hazim per l'aiuto nell'editing e nella registrazione del video sperimentale per questo lavoro.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Anticorpo anti-INOS coniugato FITCMiltenyi BiotecREA982150 µ g in 1 mL
di carbossifluoresceina succinimidil estere (CFSE)InvitrogenC115725 mg
DAPI (4',6-Diamidino-2-Fenilindolo, Dicloridrato)InvitrogenD130610 mg
DMEM/alto glucosioHyCloneSH30003.04670.0 g
Siero fetale bovinoTico EuropeFBSEU500500 mL
LipopolisaccaridiSigmaL4516-1MG1 mg
Interferone-gamma ricombinante di topoStemcell Technologies78021100 µ g
Soluzione di penicillina-streptomicinaCellgro30-003-CI100 mL
Soluzione salina tamponata con fosfatoSigma-AldrichP5368-10PAKConfezione da 10
Tripsina EDTACellgro25-052-CI1X, 100 mL
1000 &; L puntali per pipetteWhiteBoxWB-301-01-0525000 puntali/confezione
2 mL pipetta sierologicaJET BIOFILGSP012002Non piogenica
200 &; L puntali per pipetteWhiteBoxWB-301-02-30220.000 tps/cassa
25 cm2 pallone per colture cellulariCorningCLS430639Coltura tissutale trattata
Centrifuga da bancoDynamicaFA15CModello: Velocity 14R
Cappa di sicurezza biologicaNuaireNU-565-400Modello: Home/ LabGard® ES TE NU-565 Classe II, Tipo B2 Cappa di biosicurezza Miscelatore
CO2/ariaChamlide (Live Cell Instrument)FC-R-20FC-5 (CO2/Miscelatore d'aria) con il flussometro
Raschiatore per celleNEST710001220 mm
Incubatore per celle CO2PanasonicN/AModello: MCO-19M(UV)
Microscopio confocaleNikon Instruments Inc.N/ANikon Ti-Eclipse
Piatto inferiore in vetroIbidi81218-20035 mm
NIS elements softwareNikon Instruments Inc.Disponibile per il download
Pipetta controllerCappAidPA-100CappController, 0,1-100ml
TermostatoShinkoFuori produzioneJCS-33A 48 x 48 x 96,5mm
online

Riferimenti

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Ristampe e permessi

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