Articolo metodologico

Differenziazione efficiente dei neuroni simpatici postganglionici utilizzando cellule staminali pluripotenti umane in condizioni di coltura senza alimentatore e definite chimicamente

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DOI:

10.3791/60843

⸱

24 maggio 2020

 , 
1Center for Molecular Medicine, University of Georgia, 2Department of Biochemistry and Molecular Biology, Franklin College of Arts and Sciences, University of Georgia, 3Department of Cellular Biology, Franklin College of Arts and Sciences, University of Georgia

In questo articolo

Sommario

In questo protocollo, descriviamo una strategia di differenziazione stabile e altamente efficiente per la generazione di neuroni simpatici postganglionici dalle cellule staminali pluripotenti umane. Questo modello renderà i neuroni disponibili per l'uso di studi di disturbi autonomici multipli.

Abstract

Le cellule staminali pluripotenti umane (hPSC) sono diventate un potente strumento per la modellazione della malattia e lo studio dello sviluppo embrionale umano in vitro. In precedenza abbiamo presentato un protocollo di differenziazione per la derivazione dei neuroni autonomi con carattere simpatico che è stato applicato ai pazienti con neuropatia autonomica. Tuttavia, il protocollo è stato costruito su Knock Out Serum Replacement (KSR) e sulle condizioni di coltura basate sull'alimentatore, e per garantire un'elevata efficienza di differenziazione, lo smistamento cellulare era necessario. Questi fattori causano un'elevata variabilità, costi elevati e bassa riproducibilità. Inoltre, le proprietà simpatiche mature, compresa l'attività elettrica, non sono state verificate. Qui, presentiamo un protocollo ottimizzato in cui la cultura e la differenziazione del PSC vengono eseguite in condizioni di coltura senza alimentatore e definite chimicamente. Sono identificati marcatori genetici che identificano la cresta neurale del tronco. Un'ulteriore differenziazione nei neuroni simpatici postganglionici si ottiene dopo 20 giorni senza la necessità di smistamento cellulare. La registrazione elettrofisiologica mostra ulteriormente l'identità del neurone funzionale. La cottura rilevata dai nostri neuroni differenziati può essere potenziata dalla nicotina e soppressa dall'antagonista del recettore adrenergico. I progenitori neurali simpatici intermedi in questo protocollo possono essere mantenuti come sferoidi neurali fino a 2 settimane, il che consente l'espansione delle colture. In sintesi, il nostro protocollo di differenziazione del neurone simpatico aggiornato mostra un'elevata efficienza di differenziazione, una migliore riproducibilità, una maggiore flessibilità e una migliore maturazione neurale rispetto alla versione precedente. Questo protocollo fornirà ai ricercatori le cellule necessarie per studiare i disturbi umani che colpiscono il sistema nervoso autonomo.

Introduzione

I neuroni simpatici postganglionici (symN) appartengono al sistema nervoso autonomo (ANS) e hanno molteplici ruoli importanti nel rispondere e regolare l'omeostasi del corpo indipendente dalla coscienza. Ad esempio, lo stress stimola i simN ed evoca la risposta di lotta o volo che porta ad un aumento della frequenza cardiaca, della pressione sanguigna e della sudorazione. Le simn sono colpite da molteplici disturbi umani a causa di genetica, tossicità/lesioni o come compagni di altre malattie. Un esempio di neuropatia genetica è il disturbo infantile Familial Dysautonomia (FD), dove una grave disregolazione delle simile provoca crisi disautonomica, evidente sudorazione, slottatura della pelle, attacchi di vomito, ipertensione e ansia1. Un esempio di tossicità è il trattamento chemioterapico, che è stato segnalato per avere effetti collaterali tossici sui neuroni autonomici2. È noto che la denervazione autonoma e l'iperinnervazione possono sia portare, o accompagnare, malattie come il morbo di Parkinson o la malattia renale ipertensiva3,4. Pertanto, essere in grado di condurre ricerche e comprendere i meccanismi della biologia symN e dei difetti nel contesto della malattia è utile per la ricerca di trattamenti nuovi ed efficaci.

Anatomia
Il sistema nervoso periferico si dirama in divisioni sensoriali e autonomiche. I nervi afferenti del sistema nervoso sensoriale sono responsabili della sensazione di dolore e tatto, mentre l'ANS è responsabile della raccolta di informazioni da tutti gli organi al cervello. L'ANS è diviso nel sistema nervoso enterico, innervanendo il tratto gastrointestinale, il sistema nervoso parasimpatico, che è importante per il rilassamento, e il sistema nervoso simpatico (SNS), che è importante per l'attivazione / regolazione degli organi. Il SNS adatta un sistema a due neuroni5. Preganglionico simpatico assoni neurali simpatici nel primo progetto del midollo spinale ai gangli simpatici, dove si trovano i corpi cellulari symN postganglionico. Questi neuroni inviano quindi lunghe proiezioni per innervare i tessuti bersaglio di ogni organo nel corpo. I segnali trasmessi dai neuroni preganglioni sono colinergici, mentre le simpatie postganglioniche sono adrenergiche e quindi esprimono noradrenalina (NE) come neurotrasmettitore principale. Ci sono poche eccezioni notevoli di neuroni postganglionici e simpatici che sono colinergici, compresi quelli innervati vasi sanguigni. I neuroni postganglionici adrenergici esprimono gli enzisi drossidi idrossido di tirosina (TH), la decarboxylasi aromatica di amminoacido L (AAAD), la dopamina-idrossilasi (DBH) e l'ossidasi monoamina (MAO-A), tutti responsabili della generazione e della metabolizzazione di NE. Inoltre, esprimono i trasportatori NE che riciclano e/o i recettori del recettore adrenergico (ADRA2), il recettore z-adrenergico (ADR2B), il trasportatore di noradrenalina noradrenalina (NET1) e il trasportatore di monoamina vescicolare (VMAT1/2).

Sviluppo
Durante lo sviluppo embrionale i symN sono derivati dalla cresta neurale (NC), che emerge tra il tubo neurale e l'ectoderma sovrapposto6, e può differenziarsi in linee multiple cellulari, tra cui melanociti, osteoblasti, adipociti, glia, neuroni enterici, neuroni sensoriali e neuroni autonomi7 . Le cellule di cresta neurale (NCC) sono cellule altamente migratorie che prendono diverse rotte attraverso l'embrione. In questa fase iniziale dello sviluppo NC, le celle esprimono i marcatori SNAIL1/2, FOXD3 e SOX108,9,10,11. Il percorso di migrazione insieme alla posizione assiale che adottano determina il sottotipo NC in cui si svilupperanno. Questi sottotipi NC possono essere distinti per la loro specifica espressione genica HOX: le CNC craniali non esprimono geni HOX, i cCI vagali esprimono HOX 1–5, i CCI trunk esprimono HOX 6–9 e le CPC sacrali esprimono HOX 10–1112. Tra questi, le NCC trunk sono riconosciute come la principale fonte di symN. I precursori di SymN esprimono il fattore di trascrizione MASH1/ASCL113, che promuove l'espressione di PHOX2B14 e INSM115. La famiglia GATA di fattori di trascrizione è espressa durante lo sviluppo di qualsiasi simpatia tardiva. GATA2 e GATA3 sono espressi nelle simine, che a loro volta attiva NOC16. Il fattore di trascrizione HAND2 è importante anche per l'espressione e la manutenzione di DBH e TH17.

Le HPCC (ad esempio, cellule staminali pluripotenti embrionali e indotte) sono un potente strumento18 per ricapitolare i paradigmi dello sviluppo e generare simN che possono poi essere impiegati per la modellazione della malattia di vari disturbi umani. Pertanto, generando simN da hPSC, è fondamentale seguire le linee guida di sviluppo e valutare l'espressione dei marcatori appropriati lungo il processo di differenziazione.

Protocollo symN precedente
Pochi gruppi di ricerca hanno precedentemente segnalato la generazione di simN da hPSC19,20,21. Il confronto diretto di questi protocolli tra loro e il nostro è stato esaminato di recente22. Nel 201623, abbiamo pubblicato un protocollo di differenziazione per la generazione di neuroni autonomi con carattere symN (Figura 1A). Questo protocollo ha utilizzato il mezzo basato su KSR, che è stato utilizzato sia nella manutenzione di hPSC indifferenziati che nella differenziazione cellulare. Inoltre, gli hPSC sono stati mantenuti su fibroblasti embrionali di topo (cellule feeder MEF). Abbiamo impiegato questo protocollo e PSC da pazienti con FD per modellare il disturbo23. Nel 2019, abbiamo descritto una versione più dettagliata di questo protocollo precedente24. In sintesi, il destino neurale è stato indotto dalla doppia inibizione SMAD25 per bloccare la segnalazione TGF-e BMP nei primi 2 giorni. L'attivazione WNT con CHIR99021 ha promosso i progenitori neurali a diventare cellule NC. Il giorno 11, le cellule sono state ordinate da FACS per CD49D, o SOX10, popolazioni26,23, che ha prodotto circa 40% NC efficienza di generazione. Pertanto, lo smistamento era necessario per garantire l'efficienza e la purezza per le prossime fasi di differenziazione. Gli NCC sono stati mantenuti e amplificati come sferoidi con il trattamento combinato di FGF2 e CHIR. Dopo 4 giorni, gli sferoidi NC di manutenzione sono stati placcati e dato BDNF, GDNF, e NGF per completare la maturazione symN. Sebbene queste simN abbiano espresso forti marcatori simbolici come ASCL1, TH, DBH e PHOX2A, i marcatori per le simN più mature, inclusa l'espressione del recettore dell'acetilcolina nicotinica (CHRNA3/CHRNB4) e del trasportatore di vescicole (VMAT1/2), erano bassi anche dopo 70 giorni di differenziazione. I geni HOX in questo protocollo non sono stati testati formalmente e le proprietà neurali mature, compresa l'attività elettrofisiologica delle cellule, non sono state verificate.

In questo caso, presentiamo un protocollo ottimizzato per generare symN (Figura 1B). Le HPSC sono mantenute in condizioni di assenza di alimentatori, su piatti rivestiti di vitronectin (VTN), utilizzando i supporti Essential 8 (E8)27. La formula dei mezzi di differenziazione è stata modificata in ogni fase, aumentando così la percentuale della popolazione NC28. La maturazione della simN può essere eseguita su CD49D-/SOX10- popolazioni NCC di massa ordinate o non ordinate. Entrambi mostrano alti livelli di espressione del marcatore symN per giorno 30. Inoltre, i symN generati con questo protocollo sono sensibili alla registrazione elettrofisiologica e ai trattamenti con composti di attivazione e inibitori.

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Protocollo

NOTA: la linea di reporter H9 PHOX2B:GFP è stata fornita da Oh etal. Alcuni primer qPCR utilizzati in questo articolo sono stati ottenuti da OriGene Technologies, mentre alcune sequenze sono ottenute da Frith et al.20,30.

1. Set-up per il rivestimento dei piatti, la preparazione dei supporti e la manutenzione hPSC

  1. Rivestimento per piatti
    1. Rivestimento vitronectina (VTN)
      1. Mettere le fiale di VTN in un bagno d'acqua a 37 gradi fino a completa scongelazione, quindi mescolare accuratamente.
      2. Per una parabola Petri da 100 mm, mescolare 7 mL di 1x fosfato buffered salina (PBS) con 0,5 mg/mL VTN, aggiungere la soluzione VTN alla parabola e incubare a temperatura ambiente (RT) per 1 h.
    2. Rivestimento a matrice a membrana del seminterrato
      1. Scongelare le fiale della matrice della membrana del seminterrato (vedi Tabella dei materiali)sul ghiaccio a 4 gradi durante la notte.
      2. Per un pozzo di un 6 pozzetto, mescolare 2 mL di DMEM/F12 con 20 -L di 100x matrice di membrana seminterrato, aggiungere la soluzione di matrice di membrana seminterrato al piatto, avvolgere il piatto con pellicola di paraffina, e conservare in un contenitore pulito a 4 gradi durante la notte. Lavora il più velocemente possibile. I piatti rivestiti possono essere conservati in 4 gradi centigradi per un massimo di 2 settimane.
    3. Rivestimento poliornitina (PO)/lamininina (LM)/fibronectina (FN)
      1. Il primo giorno, per un pozzo di 24 pozzetto, mescolare 15 g/mL di PO con 1 mL di 1x PBS, incubare a 37 gradi centigradi, 5% di CO2 durante la notte. Scongelare sia LM che FN a -20 gradi durante la notte e conservare a 4 gradi centigradi fino a completa scongelazione.
      2. Il secondo giorno, aspirare la soluzione PO, lavare i pozzetti 2x con 1x PBS, aggiungere 1 mL di 1x PBS contenente 2 g/mL di LM e 2 g/mL di FN e incubare a 37 gradi centigradi nel 5% di COdurante la notte. A questo punto il piatto con la soluzione LM/FN può essere conservato nell'incubatrice per mesi, purché non si asciughi. Aggiungere più 1x PBS per evitare che il piatto si secchi.
  2. Preparazione dei supporti
    1. Preparare il mezzo Essential 8 (E8) scongelando una bottiglia di supplemento E8 a 4 gradi durante la notte. Mescolare il supplemento con 500 mL di E8 medio e antibiotici se necessario.
      NOTA: la soluzione Working E8 deve essere utilizzata entro 2 settimane.
    2. Preparare il supporto di congelamento hPSC mescolando 90 mL di supporto E8 completo con 10 mL di DMSO per un volume totale di 100 mL. Filtrare sterilizzare.
    3. Preparare il mezzo di differenziazione del giorno 0 al giorno 1 mescolando 100 mL di mezzo essenziale 6 (E6) con 10 SB431542, 1 ng/mL BMP4, 300 nM CHIR99021 e 10 Y27632 per un volume totale di 100 mL.
    4. Preparare il mezzo di differenziazione dal giorno 2 al giorno 10 mescolando 100 mL di mezzo E6 con 10 SB e 0,75 M CHIR99021 per un volume totale di 100 mL.
    5. Preparare il giorno 10 al giorno 14 sferoide medio mescolando mezzo neurobasal con 2 mL di B27 (50x), 1 mL di N2 (100x), 2 mM L-Glutamate, 3 CHIR99021 e 10 ng/mL FGF2 per un volume totale di 100 mL.
    6. Preparare il giorno 14 al giorno 28 medio per la manutenzione a lungo termine sferoide aggiungendo 0,5 M di RA fresca al giorno 10 al giorno 14 sferoide medio per ogni alimentazione.
      NOTA: Mantenere sempre RA a -80 gradi centigradi.
    7. Preparare il mezzo di maturazione SymN mescolando il mezzo neurobasale con 2 mL di B27 (50x), 1 mL di N2 (100x), 2 mM L-glutamate, 25 ng/mL GDNF, 25 ng/mL BDNF, 25 ngF ng/mL, 200 m acido ascorbico e 0,2 mm dbc amp per un volume totale di 10 m. La soluzione deve essere utilizzata entro 2 settimane. Prima di ogni alimentazione, aggiungere ra fresca di 0,125 M. Questa soluzione viene utilizzata dal giorno 14 (opzione 1) o dal giorno 28 (opzione 2).
    8. Preparare il buffer FACS mescolando DMEM con 2% FBS, 2 mM l-glutammato e antibiotici se necessario per un volume totale di 100 mL.
  3. Manutenzione hPSC
    1. Scongelamento e mantenimento di hPSC
      1. Preparare un piatto VTN rivestito 100 mm.
      2. Per scongelare una fiala di hPSC direttamente dall'azoto liquido, mettere la fiala in un bagno d'acqua a 37 gradi centigradi, oscillando con cura il tubo nell'acqua fino a quando non si scongela. Trasferire gli hPSCs scongelati su un tubo da 15 mL contenente 10 mL di 1x PBS e centrifugare a 200 x g per 4 min.
      3. Scartare il supernatante e aggiungere 1 mL di Mezzo E8 al tubo. Pipette un paio di volte per risospendere completamente il pellet e quindi aggiungere altri 9 mL di mezzo E8 per raggiungere 10 mL totali.
      4. Aspirare la soluzione VTN dal piatto da 100 mm.
      5. Trasferire gli hPSC in un piatto da 100 mm, agitare delicatamente (su e sinistra-destra, non in cerchio) per assicurarsi che le cellule siano distribuite uniformemente nel piatto
      6. Incubare a 37 gradi centigradi, in 5% CO2.
      7. Il giorno successivo, aspirare tutto il mezzo e alimentazione con 10 mL di E8.
      8. Alimenta in questo modo ogni giorno per i prossimi 3-4 giorni e poi preparati a dividerti.
    2. Suddivisione di hPSC
      NOTA: gli hPSC nel punto di divisione devono essere confluenti dell'80%-90%. Grandi colonie con bordi lisci e luminosi dovrebbero essere osservate. Tuttavia, il contatto tra ogni colonia deve essere evitato (Figura 2B, giorno 0 e Figura 6B).
      1. Preparare i piatti rivestiti VTN da 100 mm in base alle esigenze.
      2. Aspirati l'E8 e lavate il piatto che deve essere diviso 1x con 1x PBS.
      3. Aspirate il 1x PBS e aggiungere 4 mL di 0.25 M EDTA. Incubare per 2 min a 37 gradi centigradi, 5% CO2.
        NOTA: gli hPSC devono essere divisi/riplaccati come piccole colonie. Non trattare con EDTA più di 2 min per evitare la separazione in singole cellule. Le cellule devono essere ancora attaccate alla superficie del piatto dopo il trattamento di 2 min.
      4. Aspirati l'EDTA, staccate le colonie con un tubo di 10 mL di mezzo E8 sulla superficie del piatto e raccogliete tutto il mezzo e le cellule in un tubo da 15 mL.
      5. Con hPSC con una confluenza dell'80%-90%, dividi le colonie per 1:15-1:20. Ad esempio, per dividere gli hPSCs per 1:20 in un piatto da 100 mm, prendere 500 L di soluzione E8/hPSCs e mescolare con 9,5 mL di mezzo E8 fresco.
      6. Piatto hPSCs in piatti VTN rivestiti 100 mm.
        NOTA: Si consiglia di stabilire il rapporto di divisione ideale per ogni ricercatore e linea cellulare in modo indipendente.
    3. Congelamento di hPSC
      1. Per un piatto da 100 mm di hPSCs pronto per essere diviso, preparare tre crioviali e 3,5 mL di mezzo di congelamento.
        NOTA: I supporti e le fiale devono essere conservati in 4 gradi centigradi o sul ghiaccio fino all'uso.
      2. Aspirate E8 e lavare il piatto 2x con 1x PBS.
      3. Aspirate 1x PBS e aggiungere 4 mL di 0,25 M EDTA, incubare per 2 min a 37 gradi centigradi, nel 5% di CO2.
        NOTA: gli hPSC dovrebbero essere congelati come piccole colonie nel momento in cui sarebbero stati divisi. Non trattare le cellule con EDTA più lungo di 2 min per evitare la separazione in singole cellule. Le cellule devono essere ancora attaccate sulla superficie del piatto dopo il trattamento di 2 min.
      4. Aspirate l'EDTA, staccarle le colonie con un tubo di 10 mL di 1x PBS sulla superficie del piatto e raccogliere tutti i mezzi e le cellule in un tubo da 50 mL.
      5. Aggiungere 20 mL di 1x PBS e centrifugare a 200 x g per 4 min per lavare il restante EDTA.
      6. Scartare il supernatante e risospendere il pellet in 3 mL di mezzo di congelamento.
      7. Distribuire gli hPSC in modo uniforme nei tre crioviali, 1 mL ciascuno.
      8. Conservare a -80 gradi durante la notte in una scatola di congelamento controllata o in un panino al polistirolo per garantire un calo lento della temperatura, e poi trasferirlo in un serbatoio di azoto liquido per lo stoccaggio a lungo termine.

2. Seeding hPSCs per avviare la differenziazione (giorno 0)

NOTA: gli hPSC devono essere pronti per la differenziazione dopo essere stati stabilizzati (cioè essere divisi 2-3 volte dopo lo scongelamento). Assicurarsi che le colonie siano sane, con bordi lisci e lucidi e una differenziazione minima (Figura 2B).

  1. Preparare piatti rivestiti a matrice di membrana seminterrato (24 bene o 6 piatti ben) un giorno prima del giorno 0, se necessario. Portare i piatti in RT all'inizio della differenziazione.
  2. Rendere il giorno medio di differenziazione da 0 a 1 in base alle esigenze.
  3. Aspirare l'E8 dal confluente, pronto a dividere hPCS, e lavare il piatto 2x con 1x PBS.
  4. Aggiungete 7 mL di 1,25 M EDTA per un piatto da 100 mm, incubate a 37 gradi centigradi, 5% CO2,per 15 min.
    NOTA: A questo punto, il trattamento EDTA si sta prolungando per disperdersi in singole cellule.
  5. Pipet off tutti gli hPSC (dovrebbero essere galleggianti) e trasferire in un tubo 50 mL. Aggiungere la stessa quantità o più di 1x PBS come soluzione EDTA per diluire l'EDTA.
  6. Centrifuga a 200 x g per 4 min.
  7. Scartare il supernatante, aggiungere 1 mL del giorno 0–1 mezzo di differenziazione e pipet per omogeneizzare le cellule. Seguire aggiungendo più mezzo e poi mescolare per diluire la soluzione cellulare ad una concentrazione ideale per contare le cellule.
    NOTA: non esanéela soluzione cellulare. Le celle di un piatto completo da 100 mm devono essere diluite in 5 mL di media partenza.
  8. Contare il numero di cella utilizzando un contatore cellulare automatico o un emocitometro.
  9. Diluire la soluzione cellulare in base alle esigenze per raggiungere 125.000 celle/cm2 in un volume finale basso (ad esempio, 2 mL per pozzo per un piatto di 6 pozzetti o 500 l per pozzo per un piatto di 24 pozzetti).
    NOTA: Un basso volume aiuta le cellule ad attaccarsi più velocemente.
  10. Aspirati tutta la soluzione di matrice di membrana seminterrato dai piatti rivestiti e piastra la soluzione cellulare nei pozzi.
  11. Incubare a 37 gradi centigradi, in 5% CO2.

3. Induzione delle cellule di cresta neurale (giorno 1 al giorno 10, Figura 2A)

  1. Il giorno 1 alimentano le celle con il mezzo di differenziazione giorno 0–1 (3 mL per pozzo per 6 piatti ben e 1 mL per pozzo per 24 piatti ben).
  2. Il giorno 2 alimentano le cellule con il giorno 10 supporto di differenziazione (3 mL per pozzo per 6 piatti ben e 1 mL per pozzo per 24 piatti ben).
  3. D'ora in poi, le cellule dovrebbero essere nutrite a giorni alterni fino al giorno 10 (cioè, il giorno di alimentazione successivo sarà il giorno 4).
    NOTA: Dal giorno 6 in giorno, le creste NC devono essere rilevate (Figura 2B). Per verificare se è in corso la differenziazione, si consiglia di portare una coltura di differenziazione parallela in pozzi più piccoli (ad esempio, 24 pozzi), che può essere macchiata per SOX10/AP2a e utilizzata per l'espressione genica del marcatore lungo il tempo della differenziazione (Figura 2B,C).
  4. Se si ordinano le celle, passare alla sezione 4. In caso contrario, passare alla sezione 5.

4. Fluorescenza attivato smistamento delle cellule (FACS) per marcatore cresta neurale CD49D e aggregando le cellule NC in sferoidi

NOTA: Per lo smistamento FACS, i campioni devono essere tenuti sul ghiaccio e non essere esposti alla luce dopo la colorazione fino allo smistamento.

  1. Preparare il buffer FACS se le celle sono ordinate.
  2. Preparare giorno 10–14 sferoide medio.
  3. Il giorno 10, rimuovere il mezzo e lavare 1x con 1x PBS.
  4. Aggiungere la soluzione di dissociazione (vedi Tabella dei materiali)a 2 mL per pozzo per un piatto 6 pozzetti o 1 mL per pozzo per un piatto di 24 pozzetti, e incubare a 37 gradi centigradi, 5% CO2 per 20 min.
  5. Strappare via tutti gli hPSC e trasferire in un tubo da 50 mL.
  6. Riempire il resto del tubo con tampone FACS e centrifuga a 200 x g per 4 min.
    NOTA: Ogni tubo da 50 mL può ospitare fino a 20 mL o meno di soluzione cellulare. Il volume del buffer FACS dovrebbe essere sufficientemente alto da neutralizzare la soluzione di dissociazione.
  7. Eliminare il supernatante, risospendere le celle con la quantità appropriata di buffer FACS (2 mL per pozzo di un 6 piastra di pozzo), e contare per determinare il numero di cella.
  8. Preparare gli esempi seguenti.
    1. Esempio 1 (controllo non colorato): 1 x 106 celle in 400 - L di buffer FACS. Filtrare le cellule attraverso un tappo di 20 m e tenere il tubo sul ghiaccio.
    2. Esempio 2 (controllo solo DAPI): 1 x 106 celle in 400 - L di buffer FACS contenente 0,5 ug/mL DAPI. Filtrare le cellule attraverso un tubo FACS con un tappo di colino e mantenere il tubo sul ghiaccio.
    3. Campione 3 (etichettato CD49d): sospendere il resto delle celle con buffer FACS contenente anticorpi CD49D coniugati PE/Cy7 (5 -L per 1 x 106 celle per 100 buffer FACS) in un tubo da 15 mL e incubare sul ghiaccio per 20 min.
  9. Riempire i tubi con tampone FACS e centrifugare a 200 x g per 4 min.
  10. Eliminare il supernatante e risospendere nuovamente ogni 5–10 x 106 celle in 1 mL di buffer FACS contenente 0,5 ug/mL DAPI secondo le istruzioni del produttore.
  11. Filtrare le cellule attraverso il tubo FACS con il tappo del colino e mantenere il tubo sul ghiaccio.
  12. Preparare la raccolta di tubi FACS contenenti 2 mL di buffer FACS.
  13. Ordinare la macchina FACS con laser in grado di rilevare DAPI e PE-Cy7 per isolare lapopolazione CD49D.
  14. Dopo l'ordinamento, contare le celle ordinate.
  15. Centrifugare tutte le cellule ordinate e risospendere nel giorno 10–14 mezzo sferoide ad una concentrazione finale di 0,5 x 106 cellule per 500 .
  16. Piastra 0,5 x 106 celle per ben in accessorio ultra-basso 24 piastre ben.
  17. Incubare le cellule a 37 gradi centigradi, nel 5% di CO2.

5. Aggregazione di cellule NC in sferoidi

  1. Se non si utilizza NOCER per isolare le cellule NC e invece di aggregarle direttamente in sferoidi, preparare prima le cellule come descritto nei passaggi da 4.2 a 4.5.
  2. Riempire il resto del tubo con 1x PBS, e centrifugare a 200 x g per 4 min.
  3. Eliminare il supernatante, riutilizzare le cellule con una quantità appropriata di giorno 10–14 sferoidmedio sferoide (ad esempio, 2 mL di media per bene per un 6 piastra di pozzo), e contare per determinare il numero di cella.
  4. Diluire le cellule nel giorno 10–14 sferoide medio a 0,5 x 106 celle per 500 - L di media.
  5. Piastra 500 - L delle sospensioni cellulari per bene in accessoriultra-basso 24 piastre ben.
  6. Incubare le cellule a 37 gradi centigradi, nel 5% di CO2.

6. Manutenzione sferoide NC e induzione progenitore simpatico (giorno 10 al giorno 14, Figura 4A)

  1. Opzione 1: coltura minima degli sferoidi
    1. Il giorno 11, aggiungere il mezzo sferoide 10–14 all'uomo dal giorno 10. Incubare a 37 gradi centigradi, in 5% CO2.
    2. Il giorno 12, inclinare la piastra per accumulare gli sferoidi NC su un lato dei pozzi. Aspirare con attenzione e scartare il più mezzo possibile, e nutrire con 1 mL del giorno 10–14 sferoidmedio.
    3. Continuare a nutrire le cellule ogni giorno fino al giorno 14.
    4. Facoltativo: se gli sferoidi si aggregano e generano un grosso grumo, utilizzare una pipetta per rompere gli sferoidi. Questo assicura anche che i singoli sferoidi non si ingrandiscano.
      NOTA: La gamma ideale di dimensioni sferoidi dovrebbe essere di circa 100-500 m. All'interno di tale intervallo, la dimensione dei singoli sferoidi non è critica. Tuttavia, la morfologia, ad esempio un bordo liscio e chiaro (Figura 3 e Figura 6) è importante per un ulteriore successo. Al giorno 14, ogni 24 bene piatto contiene idealmente circa 50-60 sferoidi di diverse dimensioni all'interno della gamma di dimensioni di cui sopra.
  2. Opzione 2: cultura degli sferoidi espansa
    1. Il giorno 15, per mantenere gli sferoidi NC, nutrire con 1,5 mL del giorno 10–14 mezzo sferoide contenente 0,5 .M RA. Incubare a 37 gradi centigradi, 5% CO2.
      NOTA: RA deve essere aggiunto fresco per ogni alimentazione ed essere sempre conservato a -80 gradi centigradi.
    2. D'ora in poi, nutriti ogni due giorni fino al giorno 28 e poi continua con la placcatura degli sferoidi (sezione 7.1).
      NOTA: Gli sferoidi in crescita vengono divisi circa 1 volte a settimana convogliandoli con una pipetta da 1 mL per romperli. Sono divisi con un rapporto approssimativo di 1:2–1:4. Entro il periodo di espansione di 2 settimane, le celle dovrebbero approssimativamente quadruplicare in numero.

7. Differenziazione e maturazione SymN (Opzione 1: dopo il giorno 14; Opzione 2: dopo il giorno 28)

  1. Placcatura sferoidi in piatti regolari
    1. Preparare 24 lastre di PO/LM/FM rivestite.
    2. Preparare il supporto symN contenente 0,125 RA M (aggiungere ogni mangime fresco) e 10 -M Y27632 (solo il giorno 14).
    3. Il giorno 14, inclinare la piastra per accumulare sferoidi NC su un lato dei pozzi. Aspirare con attenzione e scartare il più mezzo possibile, e nutrire con 1 mL di supporto symN.
    4. Rimuovere LM/FN dalle piastre rivestite.
    5. Dividere e piastra ogni bene dal 24 piastra di bene in 4 pozze separate del nuovo, rivestito 24 pozzetto. Ogni pozzo originale avrà 1 mL, contenente sferoidi da 50 a 60 dollari. Questo produce 250 l, contenenti circa 10-15 sferoidi per ogni pozzo sulla nuova piastra.
    6. Aggiungere 250 l di mezzo aggiuntivo per pozzo.
      NOTA: Questa è una divisione di 1:4; assicurarsi che gli sferoidi siano distribuiti correttamente all'interno della soluzione in modo che la divisione sia relativamente uniforme. Il numero di sferoidi non viene conteggiato perché il numero finale non influisce sul successo della generazione di symN.
    7. Incubare a 37 gradi centigradi, 5% CO2.
    8. Il giorno 15 (o il giorno 29 per l'opzione 2), effettuare l'alimentazione sostituendo tutto il supporto con 1 mL di supporto symN contenente 0,125 RA M. D'ora in giù, i neuroni dovrebbero essere alimentati ogni 2 giorni fino al giorno 20 (o giorno 35 per l'opzione 2).
    9. Dopo il giorno 20 (o il giorno 35 per l'opzione 2), i neuroni devono essere alimentati sostituendo con attenzione solo la metà del mezzo esistente (500 . D'ora in e' ora, nutriti ogni settimana a meno che il mezzo diventi rapidamente giallo.
    10. Continuare l'alimentazione settimanale fino al momento desiderato.
      NOTA: le simin tendono ad aggregarsi in strutture simili a gangli a gangli e sono inclini a staccarsi dai piatti della cultura. Per evitare questo, si raccomanda la mezza alimentazione e la manipolazione minima.
  2. Cellule di placcatura per la registrazione elettrofisiologica
    1. Preparare piastre di elettrofisiologia ben rivestite di PO/LM/FM.
    2. Preparare il supporto symN contenente 0,125 RA M (aggiungere ogni mangime fresco) e 10 -M Y27632 (solo il giorno 14).
    3. Il giorno 14, raccogliere tutti gli sferoidi, quindi centrifugarli a 200 x g per 4 min.
    4. Scartare il supernatante, aggiungere 2 mL di soluzione di dissociazione e trasferire la miscela su uno dei pozze della piastra di fissaggio ultra-bassa. Incubare a 37 gradi centigradi, in 5% CO2 per 20-45 min.
      NOTA: A seconda delle dimensioni degli sferoidi, il periodo di dissociazione può essere più lungo di 20 min. Controllare la dissociazione della cellula ogni 10 min fino a 45 min. O facoltativamente, 0,1 mg/mL di DNase può essere aggiunto con soluzione di dissociazione per evitare che il DNA libero da cellule morte rende la soluzione appiccicosa. Questo è facoltativo in questo protocollo perché gli sferoidi non verranno aggregati una volta completamente dissociati.
    5. Pipet per dissociare completamente gli sferoidi, quindi centrifugare a 200 x g per 4 min.
    6. Eliminare il supernatante, risospendere le celle con la quantità appropriata di supporto symN e contare il numero di cella.
    7. Placcare le cellule a 100.000/cm2 nei pozzi di elettrofisiologia rivestiti po/LM/FN in 200 - volume totale per pozzo.
    8. Il giorno 15 (o il giorno 29 per l'opzione 2), seguire gli stessi processi di alimentazione della sezione 7.1. Il volume totale dopo il giorno 15 (o il giorno 29 per l'opzione 2) deve essere di 300 -L per pozzo.
    9. Misurare i segnali elettrici utilizzando una macchina a matrice multielettrodi dopo il giorno 20 (o il giorno 35 per l'opzione 2).
      NOTA: Nell'opzione 2, gli sferoidi possono essere placcati in qualsiasi momento tra il giorno 14 e il giorno 28. Le prime misurazioni dei segnali elettrici possono essere effettuate 1 settimana dopo la placcatura degli sferoidi.

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Risultati

In questo protocollo vengono fornite istruzioni su come generare symN da hPSCs. Le condizioni di coltura qui illustrate sono state migliorate da un protocollo pubblicato in precedenza23,24 (Figura 1A) a condizioni prive di alimentatore e definite chimicamente ( Figura1B). Vengono fornite due opzioni, una in cui le simN vengono realizzate entro 20 giorni e un'altra in cui le CNC possono essere espanse per...

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Discussione

Recentemente abbiamo pubblicato due recensioni, una che discute l'uso di symN derivati da hPSC per la modellazione delle malattie31, nonché un confronto approfondito dei protocolli di differenziazione disponibili22. Così, qui ci concentriamo sulla risoluzione dei problemi del protocollo attuale per aiutare il ricercatore interessato a riuscire a fare simN. Durante l'intero processo di differenziazione, al fine di ottenere dati coerenti e cellule differenziate sane, la conta...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Ringraziamo Heidi Ulrichs per la lettura critica e l'editing del manoscritto.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
piastre per coltura cellulare da 100 mmFalcon353003
Provette coniche per coltura tissutale da 15 mLVWR/Corning89039-664
Piastre per coltura tissutale a 24 pozzettiFalcon353047
Piastre a bassissimo attaccoCorning07 200 601 e 07 200 602
Incubatore per coltura tissutale 5% CO2/20% O2Thermo Fisher/Life TecnologieHeracell VIOS 160i
Provette coniche per coltura tissutale da 50 mlVWR/Corning89039-656
Piastre per coltura tissutale a 6 pozzettiCostar3516
AccutaseInnovation Cell TechnologiesAT104500Soluzione di dissociazione cellulare
Anticorpo anti-AP2aAbcamab108311Ospite: Coniglio; diluizione
1:400Anticorpo anti-Ascl1BD Pharmingen556604Ospite: IgG1 di topo; diluizione 1:200
Anticorpo anti-CD49DBioLegend304313Ospite: IgG1 di topo; 5 μ l/milione di cellule in 100 μ l volume
Anticorpo anti-CD49D (isotipo)BioLegend400125Ospite: IgG1 di topo; 5 μ l/milione di cellule in 100 μ l volume
colorante DAPISigmaD9542diluizione 1:1000
Anticorpo anti-DBHImmunostar22806Ospite: Coniglio; diluizione 1:500
Anticorpo anti-GFPAbcamab13970Ospite: Pollo; diluizione 1:1000
Anticorpo anti-HOXC9Abcamab50839Ospite: Topo; diluizione 1:100
Anticorpo anti-NET1MabNET17-1Ospite: Topo; diluizione 1:1000
Anticorpo anti-PRPHSanta Cruz BiotechnologySC-377093/H0112Ospite: IgG2a di topo; diluizione 1:200
Anticorpo anti-SOX10Santa Cruz Biotechnologysc-365692Host: IgG1 di topo; diluizione 1:100
Anticorpo anti-THPel-FreezP40101- 150Ospite: Coniglio; diluizione 1:500 Acido
ascorbicoSigmaA8960-5GConcentrazione di base: 100 mM
di integratore di B27Thermo Fisher/Life Technologies12587-010Concentrazione di base: 50x
BDNFR& D Systems248-BDConcentrazione di base: 10 μ g/mL
BMP4R& D Systems314-BPConcentrazione di riserva: 6 mM
Contatore di celluleThermo Fisher/Life TechnologiesCountess II
Vetrini per camera di conteggio delle celluleInvitrogenC10312
CentrifugaEppendorf57021& 5424R
CHIR99021R& D Systems4423Concentrazione delle scorte: 6 mM
Cryo-vialThermo Fisher/Life Technologies375353
dbcAMPSigmaD0627Concentrazione delle scorte: 100 mM
DMEMThermo Fisher/Life Technologies10829-018Concentrazione delle scorte: 1x
DMEM/F12Thermo Fisher/Life Technologies11330-057Concentrazione delle scorte: 1x
DMSOThermo Fisher/Life TechnologiesBP231-100
E6gibcoA15165-01
E8gibcoA15169-01Concentrazione di riserva: 1x
integratore E8gibcoA15171-01Concentrazione di riserva: 50x
EDTASigmaED2SSConcentrazione di riserva: 0,5 M
Piastre per elettrofisiologia (AXION cytoview MEA96)Axion BioSystemsM768-tMEA-96W
Macchina FACSBeckman CoulterCytoFLEX (per FACS)
Macchina FACSBeckman CoulterMoFlo Astrios EQ (per smistamento)
Tubi FACS (tappo filtro blu)Tubi Falcon352235
FACS (tappo bianco)Falcon352063
Siero fetale bovino (FBS)Atlanta BiologicalsS11150
GDNFPeproTech450Concentrazione di riserva: 10 μ g/mL
di GeltrexInvitrogenA1413202Matrice di membrana basale; Concentrazione di riserva: 100x
hPSCsThomson et al., (1998)WA09
hPSCsOh et al. (2016)H9-PHOX2B::eGFP
Fibronectina umana (FN)VWR/Corning47743-654Concentrazione di riserva: 1 mg/mL
di L-glutamminaThermo Fisher/Gibco25030-081Concentrazione di riserva: 200 mM
LN tankCustom Biogenic SystemsV-1500AB
Lettore MEAAxion BioSystemsMaestro Pro
Mouse laminin I (LM)R& D Systems3400-010-01Concentrazione di riserva: 1 mg/mL
di integratore di N2Thermo Fisher/Life Technologies17502-048Concentrazione di riserva: 100x
Medium neurobasalegibco21103-049Concentrazione di riserva: 1x
NGFPeproTech450-01Concentrazione di riserva: 25 μ g/mL
Soluzione salina tamponata con fosfato (PBS)Gibco14190-136Concentrazione di riserva: 1x
Bromidrato di poli-L-ornitina (PO)SigmaP3655Concentrazione di riserva: 15 mg/mL
Primocin (antibiotici)InvivoGenANTPM1Concentrazione di riserva: 50 mg/mL
macchina qPCRPiastre Bio-Rad LaboratoriesC1000 Touch
qPCRBio-Rad LaboratoriesHSP9601
FGF2 ricombinanteR& D Systems233-FB/CFConcentrazione di base: 10 μ g/mL
Acido retinoicoSigmaR2625Concentrazione di base: 1 mM
SB431542Tocris/R& D Systems1614Concentrazione di base: 10 mM
Blu di tripanoCorningMT-25-900-CI
Vitronectina (VTN)Thermo Fisher/Life TechnologiesA14700Concentrazione di base: 0,5 mg/mL
Bagno d'acquaVWR/Corning706308
Y27632R& D Systems1254Concentrazione di magazzino: 10 mM
medio medio

Riferimenti

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