Descriviamo un'iniezione intracisternache che impiega un ago piegato sulla punta che può essere stabilizzato al cranio, eliminando così il rischio di danni al parenchyma sottostante. L'approccio può essere utilizzato per la mappatura genetica del destino e manipolazioni delle cellule leptomeningeee e per il monitoraggio del movimento del fluido cerebrospinale.
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Articolo metodologico
Induzione di cellule leptomeningeali Modifica tramite iniezione intracisternale
In questo articolo
Sommario
Abstract
Il protocollo qui descritto descrive come iniettare soluzioni in modo sicuro e manuale attraverso la cisterna magna, eliminando il rischio di danni al parenchyma sottostante. I protocolli pubblicati in precedenza raccomandano l'utilizzo di aghi dritti che devono essere abbassati a un massimo di 1-2 mm dalla superficie durale. L'improvviso calo di resistenza una volta che la membrana durale è stata forata rende difficile mantenere l'ago in una posizione costante. Il nostro metodo, invece, impiega un ago piegato alla punta che può essere stabilizzato contro l'osso occipitale del cranio, impedendo così alla siringa di penetrare nel tessuto dopo la perforazione della membrana durale. La procedura è semplice, riproducibile e non causa disagio duraturo negli animali operati. Descriviamo la strategia di iniezione intracisternale nel contesto della mappatura genetica del destino delle cellule leptomeningeali vascolari. La stessa tecnica può, inoltre, essere utilizzata per affrontare una vasta gamma di questioni di ricerca, come sondare il ruolo dei leptomeningi nel neurosviluppo e la diffusione della meningite batterica, attraverso l'ablazione genetica dei geni putativamente implicati in questi fenomeni. Inoltre, la procedura può essere combinata con un sistema di infusione automatizzato per una consegna costante e utilizzato per monitorare il movimento del fluido cerebrospinale tramite iniezione di molecole fluorescenti etichettate.
Introduzione
Le cellule leptomeningeali sono una popolazione fibroblasta di cellule organizzate in uno strato sottile sovrapponendo il cervello ed esprimendo geni implicati nel crosslinking collagene (ad esempio, Dcn e Lum), e nella creazione di una barriera rompi-meningea (ad esempio, Cldn11)1,2. Le cellule leptomeningee sono implicate in una vasta gamma di funzioni fisiologiche, dal rigoroso controllo sul drenaggio del liquido cerebrospinale3 alla guida di progenitori neurali nel cervello in via di sviluppo4,5. Uno studio recente ha anche proposto che i leptomeningi nel neonato possano ospitare cellule radiali simili a glia che migrano nel parenchyma cerebrale e si sviluppano in neuroni corticali funzionali6.
Le cellule leptomeningealsi si trovano in prossimità di astrociti di superficie e condividere con loro, così come altri astroglia parenchymal, espressione di connexin-30 (Cx30)7. La procedura chirurgica descritta di seguito consente l'etichettatura diffusa e specifica di queste cellule meningee attraverso una consegna una tantum di endoxife nella cisterna magna di topi transgenici che esprimono condizionalmente tdTomato in Cx30- cellule (cioè, utilizzando un sistema CreER-loxP per la mappatura del destino). Endoxifen è un metabolita attivo del Tamoxifeen e induce la ricombinazione delle cellule che esprimono CreER allo stesso modo di Tamoxifen. È, tuttavia, la soluzione consigliata per l'applicazione topica perché si dissolve in 5-10% DMSO, invece di alte concentrazioni di etanolo. Inoltre, endoxifen non attraversa la barriera cervello-meningea, consentendo in tal modo una ricombinazione specifica delle cellule leptomeningeali, senza etichettatura della popolazione+ astrogliale sottostante (vedi Risultati rappresentativi).
La tecnica qui presentata mira a iniettare manualmente e in modo sicuro il composto nel liquido cerebrospinale, attraverso l'accesso diretto alla cisterna magna. A differenza di altre procedure più invasive che richiedono craniotomia, questo approccio consente di infondere composti senza causare danni al cranio o al parenchyma cerebrale. Pertanto, non è associato all'induzione di reazioni infiammatorie innescate dall'attivazione di cellule glia parenchychimiche. Simile ad altre strategie di iniezione descritte primadi 8,9,10, l'approccio attuale si basa sull'esposizione chirurgica della membrana durale atlanto-occipital che copre la cisterna magna, dopo una dissezione smussata dei muscoli del collo sovrapposti. Tuttavia, a differenza di altre procedure, si consiglia l'uso di un ago piegato sulla punta, che può essere stabilizzato contro l'osso occipitale durante la somministrazione. Ciò eviterà il rischio che l'ago penda troppo in profondità e danneggi il cervelletto sottostante e la medulla.
Questa procedura chirurgica è compatibile con le indagini di tracciamento del lignaggio che mirano a mappare i cambiamenti nelle identità cellulari e le rotte migratorie attraverso strati parenchyschi. Può anche essere adattato agli studi di ablazione genetica che intendono sondare il ruolo delle cellule leptomeningeali nella salute e nella malattia, come il loro contributo allo sviluppo corticale5 o la diffusione della meningite batterica3,11. Infine, può essere utilizzato per monitorare il movimento del fluido cerebrospinale quando combinato con la consegna di traccianti fluorescenti in animali selvatici.
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Protocollo
Le procedure chirurgiche qui presentate sono state approvate da Norra Djurf'ksetiska N'mnd di Stoccolma e realizzate in accordo con le specifiche fornite dall'istituto di ricerca (Karolinska Institute, Svezia).
NOT: L'iniezione intracisternale può essere adattata in modo flessibile per molteplici scopi di ricerca. Di seguito è riportata una procedura sviluppata per etichettare in modo efficiente le cellule leptomeningeali per la mappatura del destino basata sull'iniezione di endoxifeen in una linea di mouse transgenica che trasporta R26R-tdTomato12 e CreER, quest'ultima sotto il promotore Cx3013. L'etichettatura di questa popolazione di cellule può essere ottenuta attraverso l'iniezione di costrutti virali utilizzando la stessa procedura descritta di seguito. Infine, questo approccio può essere impiegato per tracciare il flusso del liquido cerebrospinale, mediante infusione di traccianti fluorescenti.
1. Preparazione del sistema di iniezione
NOT: Si consiglia di eseguire la procedura in una sala chirurgica adatta e in condizioni asettiche. Gli utensili chirurgici possono essere sterilizzati utilizzando il calore (autoclave, sterilizzatore di perline di vetro) o sanificati utilizzando un disinfettante chimico di alto livello se sono sensibili al calore. Risciacquare gli strumenti prima dell'uso quando si impiegano disinfezioni chimiche o lasciarli raffreddare quando sanificati con calore.
- Usando le pinze, piegare l'ago della siringa di iniezione a 30 gradi a 3 mm dalla punta.
NOT: Usa le siringhe Hamilton con un ago smussato da 30 G. - Preparare 1 mg/mL di soluzione endoxifen, diluita in 10% DMSO e riempire la siringa con l'ago piegato.
NOTA: Amministrare 5 -L del composto per garantire un'esposizione diffusa delle cellule meningeali nel topo adulto C57Bl/6j (ca. 25-30 g), anche se gli esperimenti pilota che testano diverse concentrazioni e volumi di iniezione possono essere necessari durante il trattamento di animali di età e ceppi diversi. - Regolare il supporto della testa del mouse in modo che il pezzo della bocca si trova a circa 30 gradi dalla superficie del tavolo chirurgico.
NOT: Un telaio stereotassico con fissazione a tre punti (cioè orecchie e bocca) può essere utilizzato anche per questa procedura. In questo caso, tuttavia, l'animale sarà fissato solo con il pezzo della bocca, mentre le barre dell'orecchio possono essere estese sotto gli arti anteriori dell'animale e possono essere utilizzate per sostenere il corpo dell'animale durante la procedura.
2. Induzione di anestesia
- Per gli anestetici iniettabili, utilizzare le concentrazioni e le modalità di somministrazione raccomandate dall'unità veterinaria dell'istituto locale.
- Per gli anestetici inalatori, come l'isoflurane, preparare l'unità di somministrazione secondo le specifiche del produttore.
- Con isoflurane, impostare la concentrazione del composto al 4% per l'induzione dell'anestesia.
- Consegnare l'aria ad una velocità di 400 mL/min.
- Lasciare che l'unità di anestesia riempia la camera con l'anestesia per alcuni minuti e posizionare il mouse nella camera in seguito.
NOT: Per gli esperimenti attuali, abbiamo usato topi transgenici maschi e femmine adulti (>2 mesi e circa 30 g) che trasportano Cx30-CreER e R26R-tdTomato e allevati su uno sfondo C57Bl/6j. - Monitorare l'animale durante l'induzione dell'anestesia. Il modello respiratorio dovrebbe rallentare quando il mouse è in anestesia completa.
- Togliere l'animale dalla camera e verificare la soppressione del riflesso della zampa pizzicando delicatamente le zampe posteriori.
NOT: Il riflesso può essere ancora presente, ma ritardato di un paio di secondi. In tal caso, riporre l'animale nella camera fino a ottenere la completa soppressione del riflesso della zampa. - Somministrare analgesico (ad esempio, Carprofen, 5 mg/kg attraverso l'iniezione sottocutanea) per aiutare la gestione post-operatoria del dolore.
3. Posizionamento dell'animale per la procedura
- Fissare la testa dell'animale sul supporto della testa. Per migliorare l'accessibilità alla cisterna magna, posizionare il corpo dell'animale a circa 30 gradi dalla superficie del tavolo e la testa titolata verso il basso, per stabilire un angolo di 120 gradi con il resto del corpo ed estendere la parte posteriore del collo per facilitare l'accesso alla cisterna magna (Figura 1A).
- Aggiungere asciugamani di carta sotto l'animale per sostenere il suo corpo durante tutta la procedura.
- Assicurare la consegna dell'anestesia attraverso il pezzo della bocca e ridurre la concentrazione di isoflurane al 2,5% e la consegna dell'aria a 200 ml/min.
- Applicare unguento oftalmico.
4. Esposizione della Cisterna Magna
- Rasare la parte posteriore del collo dell'animale e sanificare l'area con 70% etanolo e Betadine.
- Utilizzando forbici chirurgiche, eseguire un'incisione media (c. 7 mm di lunghezza) a partire dal livello dell'osso occipitale e estendendolo posteriormente.
- Separare delicatamente i muscoli superficiali del tessuto connettivo e del collo tirando lateralmente dalla linea mediana con pinzette a punta fine. Questo esporrà la membrana durale sovrapposta alla magna della cisterna, modellata come un triangolo invertito.
- Utilizzare lance sterili di assorbimento o tamponi di cotone per controllare eventuali emorragie risultanti.
- Posizionare un piccolo separatore chirurgico per mantenere da parte i muscoli del collo e consentire la visualizzazione della cisterna magna durante tutta la procedura.
5. Iniezione intracisternale
- Per ottenere l'accesso alla cisterna magna, identificare l'estremità caudale dell'osso occipitale e inserire l'ago precedentemente piegato immediatamente sotto.
NOT: Ci sarà un improvviso calo di resistenza come la membrana durale è forata. Tuttavia, la punta dell'ago penetrerà solo leggermente sotto la superficie meningea, grazie alla sua forma agganciata. - Una volta che la dura è stata perforata, lasciare che la punta piegata dell'ago penetri sotto la superficie durale tirando delicatamente la siringa verso l'alto e parallela al corpo dell'animale, al fine di "agganciare" l'ago al cranio (vedi Figura 1B). Ciò garantirà una migliore stabilità e impedirà all'ago di penetrare più in profondità, evitando così il rischio di danneggiare il cervelletto sottostante o la medulla.
- Iniettare lentamente il composto per evitare interferenze con il flusso naturale del liquido cerebrospinale.
NOT: A seconda dello scopo dell'esperimento, il tasso di infusione può variare. Se è richiesto un tasso di infusione lento e costante (ad esempio, quando si utilizza la procedura per tracciare il movimento del fluido cerebrospinale), può essere consigliabile utilizzare un sistema di microinfusione automatizzato in combinazione con la siringa. - Dopo l'iniezione, lasciare riposare l'ago in loco per 1 min e rimuoverlo con attenzione. Utilizzare pinze di punta fine per facilitare la retrazione dell'ago dalla sua posizione agganciata.
NOT: L'uso di un ago sottile (ad esempio, 30 G) non comporta danni sostanziali della membrana meningea e conseguente deflusso del liquido cerebrospinale. Se sono necessarie dimensioni di ago più grandi, si consiglia di arrestare la perdita di liquido applicando pressione presso il sito di iniezione utilizzando una punta di cotone sterile.
6. Conclusione della procedura e assistenza post-operatoria
- Rimuovere il separatore e consentire ai muscoli di tornare alla loro posizione originale sovrapponendo la membrana durale.
- Chiudere l'incisione cutanea con alcune gocce di adesivo cianoacrilato.
NOT: In alternativa, utilizzare suture assorbibili (ad esempio, suture in vicrino 5-0) e chiudere l'incisione cutanea con punti interrotti. - Applicare l'anestetico locale (ad es., 100 - L of 5% lidocaine) nel sito di incisione.
- Rimuovere l'animale dal supporto e posizionare in una gabbia pulita posizionata su un pad di riscaldamento. Monitorare l'animale fino a quando non riacquista conoscenza.
NOT: La procedura non dovrebbe causare dolore o disagio duraturo nell'animale. Tuttavia, il topo deve essere monitorato attentamente per i primi giorni postoperatori e le misure di sollievo dal dolore possono essere intraprese quando ritenuto necessario, e in conformità con le raccomandazioni fornite dall'unità veterinaria presso il vostro istituto.
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Risultati
L'iniezione intracisternale di endoxifeen in topi transgenici che esprimono CreER sotto il promotore Cx30 sotto il promotore Cx3013 e un reporter fluorescente inducibile consente una ricombinazione specifica delle cellule leptomeningeali senza etichettare la superficie che esprime Cx30 e gli astrociti traditi vicini nella corteccia (Figura 1). Al fine di ottenere l'accesso alla cisterna magna, l'animale anestetizzato è posizionato con ...
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Discussione
Il protocollo qui descritto presenta una procedura semplice e riproducibile per etichettare le cellule leptomeningeali per la mappatura del destino. Usiamo l'iniezione intracisternale di endoxife, un metabolita attivo di Tamoxifen, per indurre l'espressione del reporter fluorescente tdTomato in Cx30-CreER; Topo R26R-tdTomato12,13.
Rispetto ad altri protocolli utilizzati per ottenere l'accesso al liquido cerebrospinale attraverso la cis...
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Dichiarazioni
Gli autori non dichiarano interessi concorrenti.
Ringraziamenti
Questo studio è stato sostenuto da sovvenzioni del Consiglio svedese della ricerca, della Società svedese contro il cancro, della Fondazione svedese per la ricerca strategica, di Knut och Alice Wallenbergs Stiftelse e del programma di ricerca strategica nelle cellule staminali e nella medicina rigenerativa presso l'Istituto Karolinska (StratRegen).
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Unità di anestesia | Univentor 410 | 8323102 | Completo di vaporizzatore, camera e tubo che si collega alla camera e al supporto della testa del mouse |
| Anestesia (isoflurano) | Baxter Medical AB | 000890 | |
| Betadine | Sigma-Aldrich | PVP1 | |
| Carprofen | Orion Pharma AB | 014920 | Nome commerciale Rymadil |
| Colla cianoacrilica | Carl Roth | 0258.1 | Utilizzare suture di seta 5-0, in alternativa |
| Medbond Colla tissutale | Stoelting | 50479 | |
| DMSO | Sigma-Aldrich | D2650 | |
| Endoxifen | Sigma-Aldrich | E8284 | |
| Etanolo 70% | Histolab | 01370 | |
| Siringa Hamilton (30 G ago smussato) | Hamilton | 80300 | |
| Lidocaina | Aspen Nordic | 520455 | |
| Supporto per testa di topo | Narishige International | SGM-4 | Con boccaglio per anestesi inalatori. In alternativa, utilizzare un telaio stereotassico |
| Forbici | Strumenti per le scienze fini | 15009-08 | |
| Rasoio | Aesculap | GT420 | |
| Lance ad assorbimento sterili Strumenti per | scienze fini | 18105-01 | Anche i tamponi di cotone sterili sono una buona opzione |
| Separatore chirurgico | World Precision Instrument | 501897 | |
| Pinzette | Dumont | 11251-35 | |
| Viscotears | Bausch& Lomb Nordic AB | 541760 |
Riferimenti
- Vanlandewijck, M., et al. A molecular atlas of cell types and zonation in the brain vasculature. Nature. 554 (7693), 475-480 (2018).
- Whish, S., et al. The inner CSF-brain barrier: developmentally controlled access to the brain via intercellular junctions. Frontiers in Neuroscience. 9, 16(2015).
- Weller, R. O., Sharp, M. M., Christodoulides, M., Carare, R. O., Mollgard, K. The meninges as barriers and facilitators for the movement of fluid, cells and pathogens related to the rodent and human CNS. Acta Neuropathologica. 135 (3), 363-385 (2018).
- Choe, Y., Siegenthaler, J. A., Pleasure, S. J. A cascade of morphogenic signaling initiated by the meninges controls corpus callosum formation. Neuron. 73 (4), 698-712 (2012).
- Siegenthaler, J. A., et al. Retinoic acid from the meninges regulates cortical neuron generation. Cell. 139 (3), 597-609 (2009).
- Bifari, F., et al. Neurogenic Radial Glia-like Cells in Meninges Migrate and Differentiate into Functionally Integrated Neurons in the Neonatal Cortex. Cell Stem Cell. 20 (3), 360-373 (2017).
- De Bock, M., et al. A new angle on blood-CNS interfaces: a role for connexins? FEBS Letters. 588 (8), 1259-1270 (2014).
- Ramos, M., et al. Cisterna Magna Injection in Rats to Study Glymphatic Function. Methods in Molecular Biology. 1938, 97-104 (2019).
- Xavier, A. L. R., et al. Cannula Implantation into the Cisterna Magna of Rodents. Journal of Visualized Experiments. (135), (2018).
- Iliff, J. J., et al. A paravascular pathway facilitates CSF flow through the brain parenchyma and the clearance of interstitial solutes, including amyloid beta. Science Translational Medicine. 4 (147), (2012).
- Coureuil, M., Lecuyer, H., Bourdoulous, S., Nassif, X. A journey into the brain: insight into how bacterial pathogens cross blood-brain barriers. Nature Reviews Microbiology. 15 (3), 149-159 (2017).
- Madisen, L., et al. Transgenic mice for intersectional targeting of neural sensors and effectors with high specificity and performance. Neuron. 85 (5), 942-958 (2015).
- Slezak, M., et al. Transgenic mice for conditional gene manipulation in astroglial cells. Glia. 55 (15), 1565-1576 (2007).
- Hardy, S. J., Christodoulides, M., Weller, R. O., Heckels, J. E. Interactions of Neisseria meningitidis with cells of the human meninges. Molecular Microbiology. 36 (4), 817-829 (2000).
- Colicchio, R., et al. The meningococcal ABC-Type L-glutamate transporter GltT is necessary for the development of experimental meningitis in mice. Infection and Immunity. 77 (9), 3578-3587 (2009).
- Ricci, S., et al. Inhibition of matrix metalloproteinases attenuates brain damage in experimental meningococcal meningitis. BMC Infectious Diseases. 14, 726(2014).
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