È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Un saggio ex vivo per studiare Candida albicans Morphogenesi ifale nel tratto gastrointestinale

4.7K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/61488

⸱

1 luglio 2020

 ,  , 
1College of Veterinary Medicine, Midwestern University, 2Masters in Biomedical Science Program, College of Graduate Studies, Midwestern University, 3Department of Pathology and Population Medicine, College of Veterinary Medicine, Midwestern University

In questo articolo

Sommario

Il saggio ex vivo descritto in questo studio utilizzando estratti di omogenato intestinale e colorazione ad immunofluorescenza rappresenta un nuovo metodo per esaminare la morfogenesi iftale degli albicani Candida nel tratto GASTROINTESTINALe. Questo metodo può essere utilizzato per indagare i segnali ambientali che regolano la transizione morfogenetica nell'intestino.

Abstract

La morfogenesi ifobica candida albicans nel tratto gastrointestinale (IG) è strettamente controllata da vari segnali ambientali e svolge un ruolo importante nella diffusione e nella patogenesi di questo patogeno fungino opportunistico. Tuttavia, i metodi per visualizzare l'ife fungina nel tratto GASTROINTESTINAL in vivo sono impegnativi che limita la comprensione dei segnali ambientali nel controllo di questo processo di morfogenesi. Il protocollo qui descritto dimostra un nuovo metodo ex vivo per la visualizzazione della morfogenesi ifale negli estratti di omogenato intestinale. Utilizzando un saggio ex vivo, questo studio dimostra che il contenuto di cecal da topi trattati con antibiotici, ma non da topi di controllo non trattati, promuove la morfogenesi ifale C. albicans nel contenuto intestinale. Inoltre, l'aggiunta di gruppi specifici di metaboliti intestinali al contenuto di cecal da topi trattati con antibiotici regola in modo differenziato la morfogenesi ifogenesi ex vivo. Nel complesso, questo protocollo rappresenta un nuovo metodo per identificare e indagare i segnali ambientali che controllano la morfogenesi ifale di C. albicans nel tratto GASTROINTESTINALe.

Introduzione

Candida albicans è un patogeno fungino opportunistico e polimorfico che normalmente è commensale, ma può subire un cambiamento morfologico in una forma virulento in grado di causare infezioni potenzialmente letali in individui immunocompromati1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13. C. albicans è una delle principali cause di infezioni nosocomiali sistemiche, con un tasso di mortalità del 40\u201260% anche con trattamento antimicotico2,14,15. Sebbene C. albicans risieda in diverse nicchie ospiti tra cui il sistema riproduttivofemminile 16,17, la cavità orale di individuisani 18 e il tratto gastrointestinale (GI)19,20, la maggior parte delle infezioni sistemiche provengono dal tratto GASTROINTESTINALe e inoltre, la fonte dell'infezione sistemica è spesso confermata come il trattoGASTROINTESTINAL 21,22,23,24,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34. C. la patogenicità degli albicani nel tratto gastrointestinale è influenzata da un'ampia gamma di fattori; tuttavia, una delle principali caratteristiche necessarie per la virulenza è il passaggio da una morfologia cellulare di lievito a una morfologia virulento delle cellule ifali35,36,37,38,39,40,41,42,43,44. C. l'attaccamento e la diffusione degli albicani dal tratto gastrointestinale durante l'infezione è altamente associato alla sua capacità di passare da un lievito commensale in ife virulenti, consentendo ai funghi di causare malattie invasive44,45,46,47,48,49,50,51,52,53.

Una varietà di fattori nell'intestino, tra cui n-acetilglucosamina, regolano la formazione ifale di C. albicans. Pertanto, è fondamentale ridurre il divario di conoscenza per quanto riguarda la morfogenesi ifale di questo agente patogeno fungino nel trattoGASTROINTESTINAL 54,55,56. Recenti prove indicano che vari metaboliti intestinali controllano in modo differenziato la morfogenesi ifale di C. albicans in vitro57,58,59,60. Tuttavia, i vincoli tecnici presentano problemi quando si tenta di studiare la formazione di ife di C. albicans in campioni intestinali in vivo, in particolare la colorazione di lieviti e cellule ife e l'analisi quantitativa dello sviluppo ifale. Per comprendere la morfogenesi ifobia di C. albicans nel tratto GASTROINTESTINAL, è stato sviluppato un metodo ex vivo utilizzando estratti solubili di contenuto intestinale omogeneizzato dai topi per studiare l'effetto dei metaboliti sulla morfogenesi ifossica fungina. Utilizzando campioni intestinali di topi resistenti e suscettibili all'infezione da GI C. albicans, questo metodo aiuterà a identificare e studiare l'effetto di metaboliti, antibiotici e xenobiotici sulla morfogenesi ifossica fungina nel tratto GASTROINTESTINALe.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Tutti i protocolli sugli animali sono stati approvati dal Midwestern University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) come descritto primadel 57. Il Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali della Midwest University ha approvato questo studio nell'ambito del protocollo MWU IACUC #2894. Le politiche di assistenza agli animali del MWU seguono la politica del Servizio sanitario pubblico (PHS) sulla cura e l'uso umano degli animali da laboratorio e le politiche stabilite nella legge sul benessere degli animali (AWA).

1. I topi studiano il protocollo standard

  1. Utilizzare topi C57BL/6J maschi e femmine di almeno sei settimane. Completarli con acqua sterile con o senza cefoperazone (0,5 mg/mL).
    1. Co-house topi in gruppi di 5, con ogni gabbia contenente tutti i topi maschi o tutti femmine. Fornire ai topi il chow standard del mouse e l'acqua (tramite una bottiglia da 400 ml) in ogni momento.
    2. Controlla le gabbie ogni giorno per garantire che i livelli di cibo e acqua siano sufficienti e per esaminare i topi alla ricerca di segni di angoscia.
  2. Sostituire l'acqua con cefoperazone ogni 48 ore per assicurarsi che venga fornito antibiotico fresco indipendentemente dall'acqua rimanente nelle bottiglie di alimentazione della gabbia.
  3. Dopo 5\u20127 giorni di trattamento cefoperazone, eutanasiare i topi tramite asfissia di CO2 osservando il protocollo IACUC stabilito. Confermare la morte tramite lussazione cervicale.
  4. Sezionare i topi usando forbici affilate sterilizzate in autoclave e forcep sterilizzate in autoclave.
    1. Dopo l'eutanasia, fissare l'animale su una superficie di dissezione inchiodando tutti gli arti in modo che l'addome sia esposto.
    2. Spruzzare la regione addominale con il 70% di etanolo per evitare che la pelliccia si attacchi a forcep, forbici o sezioni intestinali durante la dissezione.
    3. Utilizzare le forcep per pizzicare e sollevare una sezione di pelle alla base dell'addome e creare una piccola incisione attraverso la pelle e la fascia sottostante usando le forbici. Fai molta attenzione quando fai questa incisione per evitare di forare il cieco o la parete intestinale.
    4. Estendere questo taglio alla gabbia toracica, esponendo parzialmente la cavità peritoneale. Effettuare un taglio a partire dal punto dell'incisione iniziale su entrambi i lati che si estende verso l'alto e lateralmente.
    5. Tirare questi lembi lateralmente e perno sulla superficie di sezionatura per esporre completamente la cavità peritoneale.
  5. Estrarre il tratto GI usando le forcep, mentre si usano le forbici per effettuare tagli superiori allo stomaco e nella regione distale dell'intestino crasso per garantire la raccolta della massima quantità di contenuto intestinale da ogni sezione.
  6. Quando si rimuove il tratto GI, fare attenzione a evitare di rupturing i singoli componenti. Separare lo stomaco, l'intestino tenue, il cieco e l'intestino crasso singolarmente usando le forbici alle estremità prossimali e distali.
  7. Per la raccolta di ogni contenuto intestinale da ogni sezione, effettuare una singola incisione all'estremità distale di ogni sezione utilizzando forbici, seguita dall'espulsione manuale del contenuto intestinale in un tubo di microcentrifugo da 1,5 ml utilizzando forcep.
  8. Conservare il contenuto intestinale a -80 °C per i saggi ex vivo.

2. Preparazione di piastre di agar di estratto di lievito-peptone-destrosio (YPD)

  1. Ad una bottiglia di vetro da 1 L aggiungere 25 g di estratto di lievito peptone-destrosio brodo in polvere, 10 g di agar e acqua ultrapura ad un volume finale di 500 mL.
  2. Autoclave a 121 °C per 30 minuti su un ciclo liquido per sterilizzare il supporto.
  3. Sotto una cappa di flusso laminare, versare circa 20 mL di mezzi di agar in una piastra di Petri sterile. 500 mL di supporti di agar devono produrre circa 25 piastre.
  4. Conservare le lastre a 4 °C fino a quando non sono pronte per l'uso.

3. Preparazione ex vivo per test di morfogenesi ifale

  1. Striare una nuova coltura di C. albicans SC5314 su una piastra di agar YPD e incubare durante la notte a 30 °C.
  2. Scegli da due a tre colonie individuali di medie dimensioni dalla coltura di C. albicans SC5314 coltivata durante la notte e riasspendi in 1 mL di salina tamponata di fosfato (PBS).
  3. Recuperare il contenuto intestinale congelato dal congelatore -80 °C e scongelare a 25 °C.
  4. Pesare circa 150 mg di contenuto intestinale in un nuovo tubo da 1,5 ml.
  5. Sospendere di nuovo il contenuto intestinale con 150 μL di PBS (contenuto intestinale e PBS con un rapporto peso/volume di 1:1).
  6. Vortice ad alta velocità per 30 s per omogeneizzare il contenuto intestinale e consentire di sedersi a temperatura ambiente per circa un minuto.
  7. Centrifugare gli omogeneati a 1000 x g per 3 min.
  8. Trasferire il supernatante su un nuovo tubo da 1,5 ml.
  9. Ripetere i passaggi 3.7 e 3.8 per rimuovere tutti i detriti nel supernatante.
  10. Aggiungere 10 μL dell'inoculo C. albicans SC5314 preparato sopra a questo supernatante
  11. Mescolare bene e incubare a 37 °C per 4-5 ore.

4. Aggiunta esogena di metaboliti agli estratti di omogenato intestinale per il saggio di morfogenesi ifogena

  1. Recuperare il contenuto intestinale congelato dal congelatore -80 °C e ri-sospeso in PBS con un rapporto 1:1 (peso: volume).
  2. Aggiungere la concentrazione desiderata di metaboliti intestinali al contenuto intestinale e alla miscela PBS.
  3. Vortice ad alta velocità per 30 s per omogeneizzare il contenuto intestinale contenente metaboliti e lasciare riposare a temperatura ambiente per circa 10 min.
  4. Centrifugare gli omogeneati a 1000 x g per 3 min.
  5. Trasferire il supernatante su un nuovo tubo da 1,5 ml. Ripetere i passaggi 4.4 e 4.5 per rimuovere tutti i detriti nel supernatante.
  6. Aggiungere 10 μL dell'inoculo C. albicans SC5314 preparato sopra a questo supernatante. Mescolare bene e incubare a 37 °C per 4-5 ore.

5. Test di morfogenesi C. albicans (immunostaining e imaging)

  1. Centrifugare i campioni a 1000 x g per 2 minuti e scartare il supernatante tramite pipettaggio.
  2. Fissare i campioni in 100 μL di paraformaldeide al 2% (PFA) per 15 min.
  3. Centrifugare a 1000 x g per 2 minuti e scartare il supernatante tramite pipettaggio.
  4. Lavare i campioni due volte con 1 mL di PBS. Per lavare i campioni, sospendere di nuovo il pellet in PBS tubazione delicatamente. Non vortice il campione in quanto ciò può danneggiare le strutture ifali. Dopo la riaspensione, centrifugare a 1000 x g per 2 minuti e scartare il supernatante tramite pipettaggio.
  5. Incubare i campioni a temperatura ambiente in 100 μL di PBS contenente anticorpo policlonale C. albicans (diluizione 1:100) per 30 min.
  6. Lavare i campioni tre volte con 1 mL di PBS.
    NOTA: Quando si utilizza un anticorpo fluorescente, si consiglia di eseguire tutte le fasi di diluizione e lavaggio in condizioni di scarsa illuminazione per evitare lo sbiancamento fotografico e migliorare la longevità del campione.
  7. Incubare i campioni a temperatura ambiente per 15 minuti in 100 μL di PBS contenente anticorpo anti-Coniglio IgG Alexafluor 488 a 1:500 diluizione. Eseguire l'incubazione in un cassetto o in una stanza buia per evitare lo sbiancamento delle foto.
  8. Lavare i campioni tre volte con 1 mL di PBS.
  9. Sospendere di nuovo i campioni in 100 μL di PBS e trasferirli su una piastra da 96 pomp po' per l'imaging.
    NOTA: Quando non viene immaginato, si consiglia di avvolgere la piastra da 96 pozzi in un foglio di alluminio per evitare lo sbiancamento fotografico.
  10. Immagini cellule fungine che utilizzano lenti obiettivo 20x e 40x utilizzando un microscopio per immagini a fluorescenza. Utilizzare un filtro proteico fluorescente verde (GFP) (lunghezza d'onda di eccitazione 470/40 e lunghezza d'onda di emissione 525/50) per rilevare la fluorescenza.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Questi risultati, insieme ai precedenti risultati del laboratorio Thangamani60, indicano che quando C. albicans viene coltivato ex vivo in estratti di omogenato intestinale prelevati dallo stomaco, dall'intestino tenue e dall'intestino crasso di controllo non trattato e topi trattati con antibiotici, C. albicans si sviluppa generalmente con una morfologia del lievito(figura 1B). Tuttavia, se coltivato nell'estratto cecale di topi trattati con antibio...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Il metodo qui descritto presenta un nuovo modo per indagare l'effetto degli impatti antibiotici, dietetici, xenobiotici e terapeutici sulla morfogenesi ifale di C. albicans nel tratto GASTROINTESTINALe. Poiché la maggior parte delle infezioni sistemiche proviene dal trattogastrointestinale 21,22,23,24,25,26,

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno interessi finanziari concorrenti o altri conflitti di interesse.

Ringraziamenti

Gli autori riconoscono le risorse e il supporto della midwest University Cellular and Molecular Core Research facility.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
1 - 10 µ L Punte per pipetteFisher Scientific02-707-454Misc
100 - 1000 µ L Punte per pipetteFisher Scientific02-707-400Misc
20 - 200 µ L Punte per pipetteFisher Scientific02-707-451Acido misc
2-metilbutirricoSigma193070-25Gcomposto inibitorio dell'ifa
488 capra anti-coniglioIgG Invitrogen (Fisher)A11008IF Colorazione secondaria ab
AgarFisherBP1423-500YPD componente agar
Microscopio per immagini automatizzatoKeyenceBZX700
Candida Albicans AnticorpoInvitrogen (Fisher)PA1-27158IF Colorazione primaria ab
cefoperazoneCayman16113antibiotico
acido desossicolicoSigma30960composto inibitorio dell'ifa
D-glucosioFisherD16-500pinza del composto che promuove l'ifa
Fisher08-885
acido latticoAlfa AesarAAAL13242-06composto inibitorio dell'ifa
acido litocolicoSigmaL6250-10Gcomposto inibitorio dell'ifa
acido palmiticoSigmaP5585-10Gcomposto inibitorio dell'ifa
ParaformaldeideAlfa AesarA11313IF Fissativo colorante
Soluzione salina tamponata con fosfato (PBS), 10xAlfa AesarJ62692PBS componente
acido p-tolilaceticoSCBTsc-257959composto inibitorio dell'ifa
acido sebacicoSigma283258-250Gcomposto inibitorio dell'ifa
forbici affilateFisher28301
acqua sterile Milli-QN/AN/ABrodo
YPDBD Biosciences242810Componente di agar YPD
vario

Riferimenti

  1. Huffnagle, G. B., Noverr, M. C. The emerging world of the fungal microbiome. Trends in Microbiology. 21 (7), 334-341 (2013).
  2. Wisplinghoff, H., et al. Nosocomial bloodstream infections in US hospitals: analysis of 24,179 cases from a prospective nationwide surveillance study. Clinical Infectious Diseases. 39 (3), 309-317 (2004).
  3. Hajjeh, R. A., et al. Incidence of Bloodstream Infections Due to Candida Species and In Vitro Susceptibilities of Isolates Collected from 1998 to 2000 in a Population-based Active Surveillance Program. Journal of Clinical Microbiology. 42 (4), 1519-1527 (2004).
  4. Lockhart, S. R., et al. Species Identification and Antifungal Susceptibility Testing of Candida Bloodstream Isolates from Population-Based Surveillance Studies in Two U.S. Cities from 2008 to 2011. Journal of Clinical Microbiology. 50 (11), 3435-3442 (2012).
  5. Pfaller, M., et al. Epidemiology and outcomes of candidemia in 3648 patients: data from the Prospective Antifungal Therapy (PATH Alliance(R)) registry, 2004-2008. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 74 (4), 323-331 (2012).
  6. Angarone, M. Fungal infections in cancer patients. Cancer Treatment and Research. 161, 129-155 (2014).
  7. Brown, G. D., et al. Hidden killers: human fungal infections. Science Translational Medicine. 4 (165), 113(2012).
  8. Calton, E. A., et al. Invasive bacterial and fungal infections in paediatric patients with cancer: incidence, risk factors, aetiology and outcomes in a UK regional cohort 2009-2011. Pediatric Blood & Cancer. 61 (7), 1239-1245 (2014).
  9. Carter, J. H., et al. Medical management of invasive fungal infections of the central nervous system in pediatric cancer patients. Pediatric Blood & Cancer. 62 (6), 1095-1098 (2015).
  10. Low, C. Y., Rotstein, C. Emerging fungal infections in immunocompromised patients. F1000 Medicine Reports. 3, 14(2011).
  11. Mousset, S., et al. Treatment of invasive fungal infections in cancer patients-updated recommendations of the Infectious Diseases Working Party (AGIHO) of the German Society of Hematology and Oncology (DGHO). Annals of Hematology. 93 (1), 13-32 (2014).
  12. Perfect, J. R., Hachem, R., Wingard, J. R. Update on epidemiology of and preventive strategies for invasive fungal infections in cancer patients. Clinical Infectious Diseases. 59, Suppl 5 352-355 (2014).
  13. Sipsas, N. V., Kontoyiannis, D. P. Invasive fungal infections in patients with cancer in the Intensive Care Unit. International Journal of Antimicrobial Agents. 39 (6), 464-471 (2012).
  14. Falagas, M. E., Apostolou, K. E., Pappas, V. D. Attributable mortality of candidemia: a systematic review of matched cohort and case-control studies. European Journal of Clinical Microbiology and Infectious Diseases. 25 (7), 419-425 (2006).
  15. Chi, H. W., et al. Candida albicans versus non-albicans bloodstream infections: the comparison of risk factors and outcome. Journal of Microbiology, Immunology and Infection. 44 (5), 369-375 (2011).
  16. Drell, T., et al. Characterization of the vaginal micro- and mycobiome in asymptomatic reproductive-age Estonian women. PLoS One. 8 (1), 54379(2013).
  17. Merenstein, D., et al. Colonization by Candida species of the oral and vaginal mucosa in HIV-infected and noninfected women. AIDS Research and Human Retroviruses. 29 (1), 30-34 (2013).
  18. Ghannoum, M. A., et al. Characterization of the oral fungal microbiome (mycobiome) in healthy individuals. PLoS Pathogens. 6 (1), 1000713(2010).
  19. Hoffmann, C., et al. Archaea and fungi of the human gut microbiome: correlations with diet and bacterial residents. PLoS One. 8 (6), 66019(2013).
  20. Noble, S. M., Gianetti, B. A., Witchley, J. N. Candida albicans cell-type switching and functional plasticity in the mammalian host. Nature Reviews Microbiology. 15 (2), 96-108 (2017).
  21. Samonis, G., et al. Prospective evaluation of effects of broad-spectrum antibiotics on gastrointestinal yeast colonization of humans. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 37 (1), 51-53 (1993).
  22. Sahni, V., et al. Candidemia--an under-recognized nosocomial infection in Indian hospitals. The Journal of the Association of Physicians of India. 53, 607-611 (2005).
  23. Meijer-Severs, G. J., Joshi, J. H. The effect of new broad-spectrum antibiotics on faecal flora of cancer patients. Journal of Antimicrobial Chemotherapy. 24 (4), 605-613 (1989).
  24. Kennedy, M. J., Volz, P. A., Edwards, C. A., Yancey, R. J. Mechanisms of association of Candida albicans with intestinal mucosa. Journal of Medical Microbiology. 24 (4), 333-341 (1987).
  25. Miranda, L. N., et al. Candida colonisation as a source for candidaemia. Journal of Hospital Infections. 72 (1), 9-16 (2009).
  26. Nucci, M., Anaissie, E. Revisiting the source of candidemia: skin or gut. Clinical Infectious Diseases. 33 (12), 1959-1967 (2001).
  27. Raponi, G., Visconti, V., Brunetti, G., Ghezzi, M. C. Clostridium difficile infection and Candida colonization of the gut: is there a correlation. Clinical Infectious Diseases. 59 (11), 1648-1649 (2014).
  28. Guastalegname, M., Russo, A., Falcone, M., Giuliano, S., Venditti, M. Candidemia subsequent to severe infection due to Clostridium difficile: is there a link. Clinical Infectious Diseases. 57 (5), 772-774 (2013).
  29. Nerandzic, M. M., Mullane, K., Miller, M. A., Babakhani, F., Donskey, C. J. Reduced acquisition and overgrowth of vancomycin-resistant enterococci and Candida species in patients treated with fidaxomicin versus vancomycin for Clostridium difficile infection. Clinical Infectious Diseases. 55, Suppl 2 121-126 (2012).
  30. Krause, R., Krejs, G. J., Wenisch, C., Reisinger, E. C. Elevated fecal Candida counts in patients with antibiotic-associated diarrhea: role of soluble fecal substances. Clinical and Diagnostic Laboratory Immunology. 10 (1), 167-168 (2003).
  31. Krause, R., et al. Role of Candida in antibiotic-associated diarrhea. The Journal of Infectious Diseases. 184 (8), 1065-1069 (2001).
  32. Zuo, T., et al. Gut fungal dysbiosis correlates with reduced efficacy of fecal microbiota transplantation in Clostridium difficile infection. Nature Communications. 9 (1), 3663(2018).
  33. Delaloye, J., Calandra, T. Invasive candidiasis as a cause of sepsis in the critically ill patient. Virulence. 5 (1), 161-169 (2014).
  34. Cole, G. T., Halawa, A. A., Anaissie, E. J. The role of the gastrointestinal tract in hematogenous candidiasis: from the laboratory to the bedside. Clinical Infectious Diseases. 22, Suppl 2 73-88 (1996).
  35. Lo, H. J., et al. Nonfilamentous C. albicans mutants are avirulent. Cell. 90 (5), 939-949 (1997).
  36. Gale, C. A., et al. Linkage of adhesion, filamentous growth, and virulence in Candida albicans to a single gene, INT1. Science. 279 (5355), 1355-1358 (1998).
  37. Bendel, C. M., et al. Systemic infection following intravenous inoculation of mice with Candida albicans int1 mutant strains. Molecular genetics and metabolism. 67 (4), 343-351 (1999).
  38. Toenjes, K. A., et al. Small-molecule inhibitors of the budded-to-hyphal-form transition in the pathogenic yeast Candida albicans. Antimicrobial agents and chemotherapy. 49 (3), 963-972 (2005).
  39. Carlisle, P. L., et al. Expression levels of a filament-specific transcriptional regulator are sufficient to determine Candida albicans morphology and virulence. Proceedings of the National Academy of Sciences. 106 (2), 599-604 (2009).
  40. Fazly, A., et al. Chemical screening identifies filastatin, a small molecule inhibitor of Candida albicans adhesion, morphogenesis, and pathogenesis. Proceedings of the National Academy of Sciences. 110 (33), 13594-13599 (2013).
  41. Pande, K., Chen, C., Noble, S. M. Passage through the mammalian gut triggers a phenotypic switch that promotes Candida albicans commensalism. Nature genetics. 45 (9), 1088(2013).
  42. Bar-Yosef, H., Gonzalez, N. V., Ben-Aroya, S., Kron, S. J., Kornitzer, D. Chemical inhibitors of Candida albicans hyphal morphogenesis target endocytosis. Scientific reports. 7 (1), 5692(2017).
  43. Mendelsohn, S., Pinsky, M., Weissman, Z., Kornitzer, D. Regulation of the Candida albicans hypha-inducing transcription factor Ume6 by the CDK1 cyclins Cln3 and Hgc1. mSphere. 2 (2), 00248(2017).
  44. Vila, T., et al. Targeting Candida albicans filamentation for antifungal drug development. Virulence. 8 (2), 150-158 (2017).
  45. Pande, K., Chen, C., Noble, S. M. Passage through the mammalian gut triggers a phenotypic switch that promotes Candida albicans commensalism. Nature Genetics. 45 (9), 1088-1091 (2013).
  46. Lo, H. J., et al. Nonfilamentous C. albicans mutants are avirulent. Cell. 90 (5), 939-949 (1997).
  47. Bar-Yosef, H., Vivanco Gonzalez, N., Ben-Aroya, S., Kron, S. J., Kornitzer, D. Chemical inhibitors of Candida albicans hyphal morphogenesis target endocytosis. Scientific Reports. 7 (1), 5692(2017).
  48. Carlisle, P. L., et al. Expression levels of a filament-specific transcriptional regulator are sufficient to determine Candida albicans morphology and virulence. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 106 (2), 599-604 (2009).
  49. Mendelsohn, S., Pinsky, M., Weissman, Z., Kornitzer, D. Regulation of the Candida albicans Hypha-Inducing Transcription Factor Ume6 by the CDK1 Cyclins Cln3 and Hgc1. mSphere. 2 (2), (2017).
  50. Bendel, C. M., et al. Effects of Alteration of the Candida albicans Gene INT1 on Cecal Colonization in Orally Innoculated Mice. Pediatric Research. 45, 156(1999).
  51. Gale, C. A., et al. Linkage of adhesion, filamentous growth, and virulence in Candida albicans to a single gene, INT1. Science. 279 (5355), 1355-1358 (1998).
  52. Toenjes, K. A., et al. Small-molecule inhibitors of the budded-to-hyphal-form transition in the pathogenic yeast Candida albicans. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 49 (3), 963-972 (2005).
  53. Fazly, A., et al. Chemical screening identifies filastatin, a small molecule inhibitor of Candida albicans adhesion, morphogenesis, and pathogenesis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (33), 13594-13599 (2013).
  54. Naseem, S., Gunasekera, A., Araya, E., Konopka, J. B. N-acetylglucosamine (GlcNAc) induction of hyphal morphogenesis and transcriptional responses in Candida albicans are not dependent on its metabolism. Journal of Biological Chemistry. 286 (33), 28671-28680 (2011).
  55. Piispanen, A. E., Hogan, D. A. PEPped up: induction of Candida albicans virulence by bacterial cell wall fragments. Cell Host & Microbe. 4 (1), 1-2 (2008).
  56. Xu, X. L., et al. Bacterial peptidoglycan triggers Candida albicans hyphal growth by directly activating the adenylyl cyclase Cyr1p. Cell Host & Microbe. 4 (1), 28-39 (2008).
  57. Guinan, J., Thangamani, S. Antibiotic-induced alterations in taurocholic acid levels promote gastrointestinal colonization of Candida albicans. FEMS microbiology letters. 365 (18), (2018).
  58. Guinan, J., Villa, P., Thangamani, S. Secondary bile acids inhibit Candida albicans growth and morphogenesis. Pathogens and disease. 76 (3), (2018).
  59. Guinan, J., Wang, S., Hazbun, T. R., Yadav, H., Thangamani, S. Antibiotic-induced decreases in the levels of microbial-derived short-chain fatty acids correlate with increased gastrointestinal colonization of Candida albicans. Scientific Reports. 9 (1), 1-11 (2019).
  60. Gutierrez, D., et al. Antibiotic-induced gut metabolome and microbiome alterations increase the susceptibility to Candida albicans colonization in the gastrointestinal tract. FEMS microbiology ecology. 96 (1), 187(2020).
  61. Witchley, J. N., et al. Candida albicans morphogenesis programs control the balance between gut commensalism and invasive infection. Cell Host & Microbe. 25 (3), 432-443 (2019).
  62. Witchley, J. N., Penumetcha, P. M., Noble, S. M. Visualization of Candida albicans in the Murine Gastrointestinal Tract Using Fluorescent In Situ Hybridization. JoVE (Journal of Visualized Experiments). (153), e60283(2019).
  63. Johansson, M. E., Hansson, G. C. Preservation of mucus in histological sections, immunostaining of mucins in fixed tissue, and localization of bacteria with FISH. Mucins. , Springer. 229-235 (2012).
  64. Lossinsky, A. S., et al. The histopathology of Candida albicans invasion in neonatal rat tissues and in the human blood-brain barrier in culture revealed by light, scanning, transmission and immunoelectron microscopy scanning. Histology and histopathology. , (2006).
  65. Rosenbach, A., Dignard, D., Pierce, J. V., Whiteway, M., Kumamoto, C. A. Adaptations of Candida albicans for growth in the mammalian intestinal tract. Eukaryotic Cell. 9, 1075-1086 (2010).
  66. Vautier, S., et al. C andida albicans colonization and dissemination from the murine gastrointestinal tract: the influence of morphology and T h17 immunity. Cellular Microbiology. 17, 445-450 (2015).
  67. Lyman, C., Navarro, E., Garrett, K., Roberts, D., Pizzo, P., Walsh, T. Adherence of Candida albicans to bladder mucosa: development and application of a tissue explant assay. Mycoses. 42, 255-259 (1999).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Metaboliti intestinalicontenuto cecaletopi trattati con antibioticimicroscopia a fluorescenzacoltura cellulare funginaestratti di omogenato intestinale
Un saggio ex vivo per studiare Candida albicans Morphogenesi ifale nel tratto gastrointestinale
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.