Distinguere le cellule immunitarie intrapolmonari dalle popolazioni di cellule immunitarie intravascolari: l'approccio intragiugulare

Sommario

Lo scopo del presente studio è quello di descrivere un protocollo per la differenziazione tra cellule immunitarie intravascolari e intraparenchimali negli studi sull'infiammazione polmonare. Usiamo un'iniezione intragiugulare di un anticorpo marcato con fluorescenza prima del prelievo polmonare. Inoltre, utilizziamo un processo di digestione polmonare basato sull'inflazione per migliorare la resa dei leucociti dal polmone.

Abstract

I ritmi circadiani si riferiscono a oscillazioni in vari processi biologici che si verificano con un periodo di 24 ore. A livello molecolare, tali ritmi sono costituiti da una rete di cicli di feedback trascrizionale-traduzionale (TTFL) di geni core clock. I singoli tessuti e sistemi di organi, compreso il sistema immunitario, hanno il proprio orologio. Nella circolazione sistemica, vari membri della popolazione CD45⁺ oscillano durante il giorno; tuttavia, molti di questi ritmi non sono identici o addirittura simili nella popolazione leucocitaria CD45⁺ residente nei tessuti. Quando si studia il ruolo della regolazione circadiana dell'infiammazione polmonare, potrebbe essere necessario studiare il CD45⁺ all'interno del polmone. Tuttavia, nonostante i metodi di perfusione ottimizzati, i leucociti intrappolati dalla circolazione persistono nei polmoni. L'obiettivo nella progettazione di questo protocollo è stato quello di distinguere tra leucociti intravascolari e intraparenchimali. A tal fine, ai topi viene iniettato un anticorpo CD45 marcato in fluorescenza per via intragiugulare poco prima del prelievo polmonare. Successivamente, il polmone viene digerito utilizzando una tecnica di digestione polmonare personalizzata per ottenere una sospensione di una singola cellula. Il campione viene colorato per il normale pannello di anticorpi per le cellule immunitarie intraparenchimali (incluso un altro anticorpo CD45). Le analisi flussocitometriche mostrano una chiara delucidazione delle popolazioni. Pertanto, il metodo di marcatura e definizione delle cellule CD45⁺ intrapolmonari sarà particolarmente importante laddove il comportamento delle cellule immunitarie intrapolmonari e circolanti è numericamente e funzionalmente distinto.

Introduzione

Descriviamo qui metodi efficienti e affidabili per differenziare i leucociti intravascolari dai leucociti polmonari. Anche con le migliori tecniche di perfusione, gli studi hanno rivelato che il CD45⁺ residuo dalla circolazione persiste nel polmone. Ciò compromette la capacità di distinguere tra i ritmi in circolo e nel polmone. Questo effetto è ulteriormente amplificato in caso di infiammazione polmonare. Ciò è particolarmente rilevante per lo studio della regolazione circadiana dell'infiammazione.

I ritmi circadiani si riferiscono alle oscillazioni diurne in vari processi biologici che si verificano con un periodo di 24 ore. Il sistema circadiano è un meccanismo anticipatorio evolutivamente conservato che conferisce protezione all'ospite mentre affronta cambiamenti nel suo ambiente come la minaccia di infezioni. A livello cellulare, l'orologio è organizzato in cicli di feedback trascrizionale-traduzionali autosufficienti che comprendono i geni dell'orologio centrale¹. Il sistema immunitario ha un proprio orologio che influisce sulla sua risposta agli agenti patogeni e agli insulti infiammatori ^2,3. Essendo un organo costantemente esposto all'ambiente, i ritmi circadiani sono particolarmente importanti nel polmone⁴. Vari processi immunitari nel polmone sono sotto controllo ^5,6,7. Tuttavia, la fase dei vari processi biologici nel polmone e la circolazione sistemica non sono le stesse⁸, il che, per estensione, suggerisce anche che le oscillazioni dei leucociti nel polmone e la circolazione potrebbero non essere identiche. Pertanto, disporre di un metodo per distinguere in modo efficiente tra leucociti polmonari e intravascolari sarà fondamentale nel contesto circadiano.

Lo scopo di questo studio è stato quello di ideare un metodo in grado di differenziare in modo affidabile tra leucociti intravascolari e intraparenchimali. Per questo, abbiamo utilizzato una marcatura dei leucociti intravascolari e un metodo di digestione polmonare. Per la marcatura dei leucociti intravascolari, utilizziamo l'iniezione intragiugulare, che prende di mira un grande vaso sanguigno e può essere utilizzata in modo riproducibile in topi di tutti i ceppi e dimensioni. Molti altri metodi hanno utilizzato l'iniezione della vena caudale ^9,10, che è notoriamente più difficile da eseguire nei topi Bl6¹¹. L'iniezione intragiugulare richiede l'uso dell'anestesia ed è meglio eseguirla sotto la visualizzazione diretta con microscopio da dissezione o lenti d'ingrandimento. Pertanto, la facilità e l'affidabilità dell'iniezione intragiugulare dovrebbero essere valutate rispetto alla necessità di anestesia e attrezzature speciali. Tuttavia, data la pronta disponibilità di queste apparecchiature nella maggior parte dei laboratori di ricerca, non riteniamo che questo sia un fattore limitante. Tuttavia, una considerazione caso per caso sembra prudente.

Protocollo

Tutti gli studi sugli animali sono stati approvati dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali dell'Università della Pennsylvania e hanno soddisfatto le disposizioni della Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio.

NOTA: L'intero processo può essere suddiviso in 1) marcatura endovenosa del CD45, 2) raccolta, 3) digestione e 4) colorazione e citometria a flusso. Questi passaggi sono stati riassunti nella Figura 1.

1. Soluzioni/Preparazione del reagente

1. Preparare i terreni di dissociazione aggiungendo 5 ml di 2 mM di L-glutammina, 20 ml di siero fetale bovino (FBS), 1 ml di 2-mercaptoetanolo e 10 ml di penna/streptococco a 500 ml di DMEM.
   NOTA: Il terreno di dissociazione è stabile fino a 2 mesi se conservato a 2-4 °C.
2. Preparare il tampone FACS (Fluorescence Activated Cell Sorting) aggiungendo 10 mL di FBS e 500 mg di sodio azide a 500 mL di PBS senza magnesio o calcio.
   NOTA: Con l'aggiunta di sodio azide, il tampone FACS può essere conservato a 2-4 °C per mesi.
3. Il giorno della raccolta del campione, aggiungere le soluzioni DNase e Liberase ai mezzi di dissociazione a una diluizione di 1:100 (ad esempio, aggiungere 10 μL di DNase e Liberase per ogni 1 mL di terreno di dissociazione).
   NOTA: Per ogni topo, la digestione dell'intero polmone richiede 10 ml/topo e metà del polmone richiede 5 ml/topo.

2. Marcatura endovenosa del CD45

1. Per questo esperimento, utilizzare topi adulti C57Bl6 di età compresa tra 8 e 12 settimane.
2. Anestetizzare i topi con agenti di scelta. A questo scopo è stata utilizzata una combinazione di xilazina e ketamina, ma sono accettabili anche altri agenti. L'obiettivo è ottenere un livello di anestesia da moderato a profondo che duri circa 5-10 minuti.
   NOTA: La miscela per anestesia xilazina e ketamina viene somministrata per via intraperitoneale. Utilizzare 10-15 mg/kg di xilazina e 120-150 mg/kg di ketamina.
3. Una volta che il riflesso del pedale è negativo, posiziona l'animale sulla schiena e fissa delicatamente gli arti con del nastro adesivo per mantenere la testa il più centrale possibile.
4. Esporre la vena giugulare e il muscolo pettorale sollevando la pelle con una pinza e tagliando con forbici chirurgiche affilate.
5. Iniettare 200 μL di anticorpo anti-CD45 (anticorpo di grado per citometria a flusso; diluito 1:300 in PBS) nella vena giugulare utilizzando un ago da 28 G. Attendere 2-4 minuti in modo che l'anticorpo possa circolare in tutto il sistema vascolare.
   NOTA: L'ingresso attraverso il muscolo pettorale nella vena giugulare da un angolo poco profondo impedisce il verificarsi di un notevole sanguinamento.
6. Successivamente, sopprimere l'animale mediante esposizione a CO₂ per 10 minuti. Procedere alla perfusione polmonare e prelevare i polmoni e altri tessuti.
   NOTA: È accettabile anche qualsiasi altro metodo di eutanasia umana che aderisca alle linee guida AVMA per l'eutanasia degli animali.

3. Dissezione/Raccolta (Figura 1)

1. Posiziona l'animale sulla schiena su una tavola piatta e fissa le zampe verso il basso, mantenendo la testa centrale.
2. Spruzzare il corpo con etanolo al 70%. Apri la cavità toracica con pinze e forbici per esporre il polmone, il cuore e la trachea.
3. Perfondere il polmone praticando una piccola incisione nel ventricolo sinistro del cuore e iniettando 10 ml di PBS freddo attraverso il ventricolo destro.
4. Tagliare un'apertura nella trachea e inserire una cannula endovenosa. Una volta inserita la cannula, passare una corda di sutura lunga circa 6-8 cm sotto la trachea e legarla due volte alla cannula.
5. Infilare la corda chirurgica nella cannula e inserire una siringa contenente il terreno di dissociazione (5 ml per mezzo polmone o 10 ml per un polmone intero) come illustrato nella Figura 1B.
6. Tagliare delicatamente il polmone dal resto del corpo e posizionare la siringa con il polmone inserito in una provetta conica da 50 mL.

4. Digestione in sospensione a singola cellula

1. Incubare il polmone a 37 °C per 30-40 minuti, instillando 1 mL (per metà del polmone) o 2 mL (per l'intero polmone) di Terreno di Dissociazione ogni 5 minuti.
2. Una volta instillato tutto il terreno, rimuovere la siringa e la cannula e posizionare la provetta conica da 50 ml in un bagno d'acqua agitante a 180 giri/min per il resto dell'incubazione per una migliore resa.
   NOTA: In alternativa, i tubi possono essere agitati manualmente ogni 5 minuti.
3. Aggiungere 10 ml di PBS e agitare energicamente per 1 minuto per fermare la reazione.
4. Passare la soluzione attraverso un filtro cellulare (70 μm) in una nuova provetta conica da 50 mL. Utilizzare un tappo di gomma per siringa da 5 ml per far passare eventuali grumi di tessuto attraverso il colino. Aggiungere PBS in modo che il volume finale sia di 30 ml.
5. Centrifugare i campioni per 10 minuti a 1.200 x g e 4 °C. Scartare il surnatante senza disturbare il pellet. Elimina qualsiasi soluzione rimanente.
6. Aggiungere 1 mL di tampone per lisi dei globuli rossi (RBC) e miscelare con il pellet cellulare mediante pipettaggio.
7. Incubare a temperatura ambiente per 60-90 s. Aggiungere PBS in modo che il volume finale sia di 30 ml per fermare la reazione.
   NOTA: Il tempo di incubazione dipende dalla quantità di sangue nel pellet cellulare; Più rosso è il pellet cellulare, più lungo è il tempo di incubazione.
8. Centrifugare i campioni per 10 minuti a 1.200 x g e 4 °C. Scartare il surnatante senza disturbare il pellet. Elimina qualsiasi soluzione rimanente.
9. Aggiungere 1 mL di tampone FACs al pellet cellulare e miscelare mediante pipettaggio.

5. Colorazione delle cellule per la citometria a flusso

1. Utilizzare un contatore di celle per determinare il numero totale di celle nella sospensione cellulare.
2. Trasferire la sospensione cellulare in ciascuna provetta FACS etichettata in modo che ci siano 3 x 10⁶ cellule in totale per campione.
3. Aggiungere il blocco Fc (diluito 1:100) e incubare per 15 minuti sul ghiaccio.
4. Centrifugare le provette per 5 minuti a 1.200 x g e 4 °C. Scartare il surnatante senza disturbare il pellet.
5. Colorare i campioni con una specifica miscela di anticorpi e incubare per 20 minuti su ghiaccio al riparo dalla luce (cioè coprendo con un foglio di alluminio). Mescolare travasando le provette contro il supporto delle provette a metà dell'incubazione.
6. Aggiungere 1 mL di tampone FACS per lavare e miscelare mediante pipettaggio.
7. Trasferire la sospensione cellulare in un'altra provetta FACS pipettando lentamente la sospensione attraverso un colino da 35 μm.
8. Centrifugare le provette per 5 minuti a 1.200 x g e 4 °C. Scartare il surnatante senza disturbare il pellet.
9. Aggiungere 150 μl di tampone FACS e miscelare mediante pipettaggio.
10. Aggiungere 10 μl di DAPI (1:100) a ciascuna provetta immediatamente prima di eseguire i campioni.
    NOTA: I campioni sono ora pronti per essere analizzati sul citometro a flusso.

Risultati

Utilizzando questa tecnica, la conta totale delle cellule dei polmoni dissociati naïve (solo i lobi sinistri sono stati utilizzati per i dati rappresentativi) era compresa tra 27,3 x 10⁶ e 71,1 x 10⁶ cellule/mL. Dopo aver controllato le dimensioni e le doppiette e le cellule morte (schema di gating nella Figura 2), la conta leucocitaria variava da 6,9 x 10⁶ a 13,5 x 10⁶ cellule/mL. I leucociti circolanti che rimangono intrappolati anche dopo la per...

Discussione

Studi accurati sull'infiammazione polmonare e sulle risposte immunitarie polmonari sono fondamentali per la comprensione di molte condizioni patologiche. La citometria a flusso viene utilizzata di routine per enumerare e attribuire rilevanza funzionale ai leucociti polmonari. La funzione dei leucociti dipende almeno in parte dal luogo in cui si trovano. Sebbene vi siano prove crescenti a sostegno del fatto che, anche dopo protocolli di perfusione perfetti, molti leucociti intravascolari ...

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo

Nome	Azienda	Numero di catalogo	Commenti
Boekel Scientific Bagno d'acqua medio	Boekel Grant Scientific	290200
Siringhe BD da 10 ml con punta BD Luer-Lok	BD Biosciences	309604
Siringhe BD da 5 ml con punta BD Luer-Lok	BD Biosciences	309646
Anti-CD45- Pac Blue	Biolegend	103114
Anti-CD45- Pe/Cy7	Biolegend	103114
Filtro cellulare 70 &; micro; m Nylon	Fisher	352350
Corning Provetta da centrifuga a fondo conico 50 mL	Avantor	21008-714
Corning Falcon Provetta con filtro cellulare Tappo a scatto	EMSCO	10004637
Microscopio per dissezione	Olympus	SZX-SDO2
DMEM, alto glucosio	Life Technologies	11965084
Dnase	Roche
DPBS senza Ca++ & Mg++		14190136
Blocco Fc	Biolegend	101320
HyClone Siero fetale bovino	GE Healthcare	SH30071.03
L-Glutammina (200 mM)	Life Technologies	25030-081
Liberase Research Grade	Sigma	5401127001
Penicillina-Streptomicina (10.000 U/mL)	Life Technologies	15140-122
Bagno d'acqua con agitazione di precisione	Thermo Fisher	TSSWB15
Tampone per lisi di globuli rossi	Sigma	R7757
Seta di sutura 4-0	Roboz	SUT-15-2

10104159001