Articolo metodologico

Valutazione della deposizione polmonare regionale utilizzando modelli polmonari stampati in 3D specifici del paziente

DOI:

10.3791/61706

⸱

11 novembre 2020

 ,  , 
1Department of Chemical and Biomolecular Engineering, University of Delaware

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Presentiamo un metodo in vitro ad alta produttività per quantificare la deposizione polmonare regionale a livello di lobo utilizzando modelli polmonari stampati in 3D derivati dalla TAC con profili di flusso d'aria tonnibili.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Lo sviluppo di terapie mirate per le malattie polmonari è limitato dalla disponibilità di metodi di test preclinici con la capacità di prevedere l'erogazione regionale di aerosol. Sfruttando la stampa 3D per generare modelli polmonari specifici del paziente, descriviamo la progettazione di una configurazione sperimentale in vitro ad alta produttività per quantificare la deposizione polmonare lobulare. Questo sistema è realizzato con una combinazione di componenti stampati in commercio e stampati in 3D e consente di controllare in modo indipendente la portata attraverso ogni lobo del polmone. La consegna di aerosol fluorescenti a ciascun lobo viene misurata utilizzando la microscopia a fluorescenza. Questo protocollo ha il potenziale per promuovere la crescita della medicina personalizzata per le malattie respiratorie attraverso la sua capacità di modellare una vasta gamma di dati demografici dei pazienti e stati di malattia. Sia la geometria del modello polmonare stampato in 3D che l'impostazione del profilo del flusso d'aria possono essere facilmente modulate per riflettere i dati clinici per pazienti con età, razza e sesso variabili. I dispositivi di somministrazione dei farmaci clinicamente rilevanti, come il tubo endotracheale mostrato qui, possono essere incorporati nella configurazione del test per prevedere in modo più accurato la capacità di un dispositivo di indirizzare l'erogazione terapeutica in una regione masabile del polmone. La versatilità di questa configurazione sperimentale permette di personalizzarla per riflettere una moltitudine di condizioni di inalazione, esaltando il rigore dei test terapeutici preclinici.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Molte malattie polmonari come il cancro ai polmoni e la broncopneumopatia cronica ostruttiva (BPCO) presentano differenze regionali nelle caratteristiche della malattia; tuttavia, mancano tecniche terapeutiche disponibili per indirizzare la somministrazione di farmaci solo alle regioni masmato del polmone1. Molteplici modelli di fluidodinamica computazionale (CFD) hanno dimostrato che è possibile modulare i profili di deposizione dei farmaci identificando specifiche snellenel polmone 2,3. Nello stesso laboratorio sono in corso lo sviluppo di inalatori e adattatori per tubi endotracheali (ET) con capacità di targeting regionali per controllare la distribuzione di aerosol nelle regioni polmonari mante. L'estensione di questi principi all'uso clinico è limitata dall'attuale capacità di test preclinici. La posizione precisa in cui un farmaco si deposita all'interno del polmone è nota per essere il miglior predittore di efficacia; tuttavia, le attuali valutazioni farmaceutiche delle terapie inalabili sono più spesso previste utilizzando correlazioni in vitro-in vivo della dimensione delle particelle per approssimare semplicemente la deposizione4. Questa tecnica non consente alcuna analisi spaziale per determinare gli effetti delle diverse geometrie delle vie aeree sulla distribuzione regionale attraverso i vari lobi del polmone. Inoltre, questo test manca di geometrie polmonari anatomicamente accurate, che i ricercatori hanno dimostrato possono avere un impatto significativo sui profili di deposizione5. Sono stati compiuti alcuni sforzi per incorporare geometrie polmonari specifiche del paziente nei protocolli di prova attraverso l'aggiunta delle vie aeree superiori; tuttavia, la maggior parte di questi approcci campiona l'erogazione di aerosol a varie generazioni del polmone piuttosto che a ciascun lobopolmonare 6,7,8. Il seguente protocollo presenta un metodo ad alta produttività per generare modelli polmonari specifici del paziente con la capacità di quantificare la deposizione relativa di particelle in ciascuno dei cinque lobi delpolmone 9.

I polmoni modello anatomicamente accurati sono generati dalla stampa 3D di scansioni di tomografia computerizzata (CT) del paziente. Se utilizzate in combinazione con un sistema di flusso facilmente assemblabile, le portate relative attraverso ciascuno dei lobi del polmone modello possono essere controllate in modo indipendente e su misura per imitare quelle di diversi stati demografici e / o di malattia del paziente. Con questo metodo, i ricercatori possono testare l'efficacia di potenziali metodi terapeutici in una geometria polmonare rilevante e correlare le prestazioni di ogni metodo con la progressione della morfologia masabile. Qui, due progetti di dispositivi sviluppati nel nostro laboratorio vengono testati per la loro capacità di aumentare la deposizione in un lobo polmonare desiderato controllando la posizione del rilascio di aerosol in bocca o trachea. Questo protocollo ha anche il potenziale per influire in modo significativo sullo sviluppo di procedure personalizzate per i pazienti facilitando la rapida previsione dell'efficacia del trattamento in un polmone modello specifico per i dati di TAC di quel paziente.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Preparazione di componenti sperimentali stampati in 3D

NOTA: Tutti i software utilizzati nel protocollo sono indicati nella Tabella dei Materiali. Inoltre, il software di affezione utilizzato è specifico della stampante 3D elencata nella tabella dei materiali; tuttavia, questo protocollo può essere esteso a una vasta gamma di stampanti 3D stereolitografiche (SLA).

  1. Convertire le scansioni CT del paziente in oggetti 3D (file stl).
    NOTA: Per una discussione più dettagliata delle caratteristiche geometriche del modello polmonare specifico utilizzato in questi studi, fare riferimento a Feng etal.
    1. Eseguire il rendering delle scansioni CT in un oggetto 3D utilizzando il software di scansione CT (vedere Table of Materials). Aprire la tac e creare una maschera sullo spazio aereo utilizzando lo strumento Soglia con un'impostazione nell'intervallo da -800 a -1000. Utilizzando lo strumento Anteprima 3D, visualizzare il rendering 3D ed esportare l'oggetto (File | Export) come file stl.
    2. Importazione dei file nel software di modifica mesh (vedere Table of Materials), rimuovere eventuali feature frastagliate utilizzando lo strumento Seleziona(Sculpt | Pennelli: "Shrink/Smooth" | Proprietà: Resistenza (50), Dimensione (10), Profondità(0)). Smussare la superficie (CTRL+A | Deformazione | Liscio | Smussatura (0,2), scala di smussatura (1)).
    3. Nel software di modifica mesh, estendere la parete di questi oggetti di 2 mm(CTRL+A | Modifica | Offset) e consentire all'oggetto interno di rimanere vuoto in modo che rimanga solo il muro. Sezionare l'oggetto( Selezionare | Modifica | Plane Cut) alla trachea per formare un'ingresso e alle generazioni 2 o 3 in cui l'oggetto si dirama in ogni lobo per creare prese (Figura 1A).
      NOTA: Lo spessore di 2 mm è stato scelto in base alle dimensioni di feature accettabili specificate dal produttore della stampante 3D elencata nella tabella dei materiali. Questo spessore può essere regolato in base alle specifiche della stampante 3D disponibile se viene mantenuta la geometria interna del modello.
  2. Modificare le geometrie di uscita del modello polmonare del paziente in modo che siano compatibili con i componenti del tappodi uscitadel lobo precedentemente progettati ( Figura 1B,C) elencati nella tabella dei materiali.
    1. Importare l'oggetto 3D, che replica la TAC all'interno, ha uno spessore della parete di 2 mm ed è aperto all'ingresso e alle uscite, in un software di modellazione 3D (vedere Table of Materials) come corpo solido(Open | File mesh | Opzioni | Corpo solido).
    2. Creare un piano basato su una faccia in ciascuna delle prese(inserire | Geometria di riferimento | Piano). Utilizzando lo strumento di giunzione, tracciate la parete interna e la parete esterna dell'uscita in uno schizzo sul piano(Sketch | Spline).
    3. Loft un cilindro (OD 18,5 mm, ID 12,5 mm, H 15,15 mm) per collegarsi alla parete interna ed esterna del modello, estendendo così la presa per essere uniforme ad ogni lobo(Caratteristiche | Lofted Boss/Base). Aggiungete una tacca attorno al bordo della presa in modo che corrisponda al cappuccio(Feature | Taglio estruso | Offset).
      NOTA: Il cappuccio (Figura 1D) è un cilindro cavo che corrisponde alle dimensioni delle prese e ha un ripiano che si collega alla tacca dell'uscita del modello. Un'estremità del cappuccio è bloccata in modo tale che l'ID sia più piccolo del resto della parte, ciò garantisce una vestibilità aderente intorno alla connessione del tubo spinato (Figura 1E). La connessione del tubo spinato è una forma a cono spinato tale che la spina si adatta attraverso l'apertura del cappuccio, ma il resto della parte no, consentendo alla connessione del tubo di adattarsi saldamente al cappuccio. Pertanto, il cappuccio si adatta strettamente sia alla connessione del tubo spinato che al modello polmonare(Figura 1F,G).
    4. Modificare l'ingresso del modello polmonare a seconda delle condizioni sperimentali desiderate. La gola e le regioni gngole possono essere incluse per imitare un paziente che può respirare da solo (Figura 1B). Le regioni sopra la trachea possono essere rimosse utilizzando un taglio estruso per imitare un paziente intubato sul supporto del ventilatore(caratteristiche | Taglio estruso(Figura 1C).
  3. Orientare e supportare componenti sperimentali nel software di affezione fornito dal produttore della stampante 3D.
    1. Importare file di parti 3D nel software di affezione della stampante 3D e scegliere la resina appropriata. Utilizzare una resina dura per stampare i modelli polmonari e le connessioni dei tubi spinati e una resina morbida per stampare i tappi.
      NOTA: La resina utilizzata per la stampa dei tappi deve avere proprietà elastiche per consentirgli di allungarsi sopra l'uscita del lobo e creare una tenuta ermetica.
    2. Impostare l'orientamento della parte in modo che tutti i volumi "isole" e non inventati siano ridotti al minimo. Il miglior orientamento per i modelli polmonari è con le prese di lobo rivolte lontano dalla piattaforma di stampa. Assicurarsi che sia i collegamenti dei tubi spinati che i tappi abbiano le porzioni più larghe rivolte verso la piattaforma di stampa.
      NOTA: le singole fette possono essere visualizzate per verificare l'aspetto delle "isole", sezioni della parte che appaiono per la prima volta in una fetta senza essere collegate al corpo principale della parte. La funzione di revisione può essere utilizzata per verificare la presenza di fette con volumi nonvented, aree in cui la resina non polimerizzata può rimanere intrappolata all'interno della parte durante la stampa. Sia i volumi "isole" che i volumi non inventati riducono la qualità di stampa e potrebbero causare errori di stampa.
    3. Visualizzando ogni fetta singolarmente, aggiungere supporti a tutte le "isole" rimanenti nella parte e a tutte le aree con sporgenze significative. Esportare e visualizzare le sezioni per la stampa per verificare che tutte le aree siano supportate correttamente.
  4. Stampare componenti sperimentali e post-elaborazione completa secondo le istruzioni del produttore.
    NOTA: tutte le fasi di post-elaborazione descritte di seguito sono specifiche della stampante 3D elencata nella tabella dei materiali. Quando si utilizzano stampanti o materiali alternativi, regolare questi passaggi per riflettere le istruzioni del produttore.
    1. Per le parti stampate in resina morbida, lavare con alcool isopropile di purezza ≥99% (IPA) per rimuovere la resina non polimerizzata in eccesso e la cura termica in un forno a convezione per 8 ore secondo le specifiche del produttore.
      NOTA: Le parti stampate in resina morbida possono essere molto delicate immediatamente dopo la stampa, quindi è necessario prestare particolare attenzione durante le fasi di pulizia. L'esposizione all'IPA deve essere mantenuta al di sotto del limite di esposizione del materiale al solvente per prevenire la degradazione delle parti.
    2. Per le parti stampate in resina dura, lavare con IPA per rimuovere la resina non polimerizzata in eccesso e polimerizzare in un forno UV (365 nm di luce a 5-10 mW / cm2) per 1 minuto per lato.
      NOTA: Per valutare l'accuratezza della replica stampata in 3D, si consiglia di utilizzare la scansione μCT della parte stampata e del software di scansione CT per confrontare, quantitativamente, le variazioni tra il rendering 3D originale e la replica stampata in 3D.

2. Montaggio del sistema di tubi per il controllo della portata

  1. Avvitare raccordi a tubo spinato da 1/4" sul lato del collettore con 6 porte(Figura 2A-6) e un tubo spinato da 3/8" che si adatta alla porta rimanente.
  2. Tagliare i tubi da 1/4" alle lunghezze desiderate e inserirli in ciascuna estremità delle valvole push-to-connect(Figura 2A-5). Collegare ogni valvola a uno dei raccordi da 1/4" inseriti nel collettore.
  3. Collegare un misuratore di portata( Figura 2A-4) all'altra estremità di ogni valvola.
  4. Posizionare il sistema di tubi sopra la tavola di legno in modo che il raccordo singolo da 3/8" del collettore si estenda oltre il bordo della tavola. Per fissare in posizione, aggiungere due viti sul lato della tavola di legno e fissare il collettore alle viti utilizzando il filo.
  5. Aggiungere quattro viti posizionate attorno a ciascuna delle valvole e dei misuratori di portata e utilizzare il filo per fissare ciascuna di esse alla tavola di legno (Figura 2E).
  6. Con circa 6" di tubi ID da 3/8", collegare il collettore a un filtro di grado vuoto in linea da 0,1 μm. Collegare l'altra estremità del filtro al controller di flusso utilizzando altri tubi ID da 6" da 3/8"
    NOTA: Il sistema di tubi deve essere assemblato una sola volta.

3. Assemblaggio di tappi di uscita per lobi con modello polmonare paziente

NOTA: Questa parte del protocollo deve essere completata prima di ogni esecuzione sperimentale.

  1. Inserire la connessione del tubo spinato nel cappuccio con l'ugello sporgente attraverso l'apertura nella base del cappuccio. Per prima cosa, inserire un'estremità della base di connessione del tubo spinato ovale nel cappuccio. Quindi, allungare con cura il cappuccio flessibile sull'altra estremità della base ovale, facendo particolare attenzione a non rompere la base sottile.
    NOTA: I tappi appena stampati possono essere più rigidi del desiderato e possono essere allungati eseguendo due dita lungo l'interno del cappuccio.
  2. Tagliare la carta filtrante da 10 μm in modo che sia leggermente più grande dell'area di uscita. Piegare la carta filtrante sopra l'uscita del lobo e tenerla in posizione con una mano.
  3. Con l'altra mano, utilizzare le pinzette per allungare il cappuccio con la connessione del tubo spinato sopra l'uscita. Premere il cappuccio verso il basso fino a quando la tacca del cappuccio corrisponde alla tacca corrispondente sulla presa del lobo (Figura 2C).
    NOTA: Strappare la carta da filtro in questo passaggio può invalidare i risultati, quindi è necessario prestare particolare attenzione per evitare una forza eccessiva quando si preme il tappo sull'uscita.
  4. Ripetere per tutte le uscite di lobi rimanenti (Figura 2D).

4. Generazione di profilo del flusso d'aria clinicamente rilevante

NOTA: Questa parte del protocollo deve essere completata prima di ogni esecuzione sperimentale.

  1. Collegare ogni uscita del lobo del modello polmonare al tubo del misuratore di portata e della valvola corrispondenti, facendo attenzione a non applicare troppa pressione laterale alla connessione del tubo spinato. Collegare il misuratore di portata elettronico all'ingresso della bocca del modello polmonare per misurare la portata totale dell'aria al modello polmonare.
  2. Accendere il controller di flusso(Figura 2A-7) e la pompa per vuoto (Figura 2A-8). Selezionare l'impostazione "test setup" sul controller di flusso e aumentare lentamente la portata fino a quando il misuratore di portata elettronico non visualizza la portata totale desiderata.
  3. Utilizzando le valvole(Figura 2E-5), regolare la portata attraverso ciascuno dei cinque lobi polmonari: Superiore destro (RU), Centro destro (RM), Destra inferiore (RL), Sinistra Superiore (LU) e Sinistra Inferiore (LL). Una volta che le portate del lobo mostrate sui misuratori di portata (Figura 2E-4) sono costanti al valore desiderato, controllare nuovamente la portata complessiva sul misuratore di portata elettronico per verificare che non vi siano perdite nel sistema.
    1. Se c'è una discrepanza nella portata totale, abbassare la portata con il controller di flusso, impostare tutte le valvole sulla configurazione completamente aperta e ripetere i passaggi 4.2 e 4.3.
      NOTA: I risultati qui presentati sono stati ottenuti utilizzando profili di flusso d'aria basati sui dati riportati da Sul etal. I risultati sono presentati per due distinte condizioni di flusso, entrambe ad una portata di ingresso complessiva di 1 L/min. Il profilo di flusso di uscita del lobo polmonare sano viene distribuito ad ogni uscita dalla seguente percentuale del flusso di ingresso: LL-23,7%, LU-23,7%, RL-18,7%, RM-14,0%, RU-20,3%. Il profilo di flusso di uscita del lobo COPD è distribuito tra ogni uscita dalla seguente percentuale del flusso di ingresso: LL-10,0%, LU-29,0%, RL-13,0%, RM-5,0%, RU-43,0%9,10.
  4. Uscire dalla funzione di" configurazione diprova " del controller di flusso, ma lasciare la pompa del vuoto in funzione.
    NOTA: Spegnere la pompa per vuoto tra l'impostazione delle portate e l'esecuzione dell'esperimento di deposizione può causare imprecisioni nel profilo di flusso generato. Si consiglia di lasciare la pompa per vuoto su una volta impostate le portate desiderate per completare il test di deposizione dell'aerosol.

5. Consegna di aerosol al modello polmonare

NOTA: Gli esperimenti devono essere eseguiti in una cappa aspirante con la fascia chiusa per ridurre al minimo l'esposizione a eventuali aerosol generati dal nebulizzatore.

  1. Riempire il nebulizzatore con la soluzione delle particelle fluorescenti desiderate (Figura 2A-1) e connettersi all'ingresso del modello polmonare (Figura 2B).
    NOTA: I risultati qui presentati sono stati ottenuti utilizzando 30 mL di una diluizione di 1:100 di particelle di polistirolo fluorescente da 1 μm nel metanolo.
    1. Per convalidare la configurazione sperimentale, collegare il nebulizzatore direttamente all'ingresso del modello polmonare senza alcun dispositivo di targeting.
    2. Per misurare l'efficacia di un dispositivo di targeting, collegare il nebulizzatore al dispositivo e inserire il dispositivo nel modello polmonare.
  2. Collegare la linea dell'aria compressa al nebulizzatore e chiudere il più possibile la fascia del cofano dei fumi.
  3. Impostare il controller di flusso in modo che sia eseguito per una versione di prova di 10 s. Prima di premere start, aprire leggermente la valvola ad aria compressa per iniziare a generare un aerosol all'interno del nebulizzatore.
  4. Premere start sul controller di flusso e aprire immediatamente completamente la valvola ad aria compressa. Una volta che il regolatore di flusso raggiunge circa 9 s, iniziare a chiudere la valvola ad aria compressa.
  5. Una volta che la valvola dell'aria compressa è completamente chiusa, scollegare il nebulizzatore dalla linea dell'aria compressa, chiudere completamente la fascia del cofano dei fumi, spegnere la pompa del vuoto e lasciare che eventuali aerosol sgombro dalla cappa dei fumi per circa 10 minuti.
    NOTA: È importante spegnere la pompa del vuoto dopo aver completato una corsa per evitare che si costruisci un vuoto all'interno del sistema di tubi.
  6. Dopo aver atteso una quantità sufficiente di tempo, scollegare il modello polmonare dal sistema di tubi, facendo particolare attenzione a non rompere le connessioni dei tubi spinati.
  7. Rimuovere i tappi di uscita del lobo eseguendo un paio di pinzette sotto il bordo del cappuccio e sollevandolo delicatamente dal modello polmonare.
  8. Rimuovere la carta filtrante dal cappuccio e posizionarla in una piastra di 24 po' con il lato su cui si depositano le particelle essendo sul fondo rivolto verso il pozzo della piastra. Ripetere per le uscite rimanenti ed etichettare il pozzo corrispondente a ciascun lobo.
    NOTA: Per evitare che qualsiasi deposizione residua di particelle influisa su esperimenti successivi, è importante risciacquare sia il modello polmonare che i componenti del cappuccio con IPA o solvente appropriato tra una tira e l'altra. Questo può essere raccolto e incluso nell'analisi come desiderato. Inoltre, viene mantenuto un registro per garantire che tutte le repliche utilizzate siano state minimamente esposte all'IPA per mantenere l'integrità delle parti e si consiglia l'ispezione visiva delle parti prima dell'uso.

6. Imaging della carta da filtro outlet

  1. Posizionare la piastra del pozzo nel microscopio a fluorescenza digitale e impostare il microscopio su un ingrandimento 4x e l'appropriato canale di fluorescenza.
  2. Identificare visivamente quale carta filtrante del lobo ha la più alta quantità di deposizione di particelle e utilizzare la funzione "Auto Expose". Prendere nota dei valori di esposizione e tempo di integrazione risultanti.
  3. Applicare questa esposizione a tutti i filtri per la corsa e valutare se l'impostazione produce un'immagine soddisfacente per tutte le aree ad alta deposizione dei filtri.
    NOTA: le impostazioni di messa a fuoco possono essere modificate da filtro a filtro; tuttavia, tutti i filtri per una determinata esecuzione devono essere analizzati con le stesse impostazioni di esposizione. È possibile avere un solo fotogramma di messa a fuoco alla volta, quindi piegamenti o strappi nella carta filtrante possono impedire che tutte le particelle depositate nella vista siano a fuoco. Questo può essere evitato assicurando che la carta filtrante sia piatta contro la parte inferiore della piastra del pozzo.
  4. Scatta almeno tre immagini della carta filtrante di ogni lobo in posizioni casuali e salva come .tiff file.

7. Quantificazione della deposizione di particelle

  1. Importare tutte le immagini di carta da filtro per una determinata esecuzione in una sessione ImageJ.
  2. Modificare il tipo di ogni immagine in 8 bit selezionando Immagine | Digitare | 8 bit.
  3. Aprire l'immagine con la fluorescenza più alta e selezionare Immagine | Regolare | Soglia per aprire una finestra di soglia. Regolare i valori soglia per ridurre al minimo il segnale di fondo dalla carta filtrante e definire chiaramente i bordi delle particelle. Cfr. figura 3 per le rappresentazioni di soglie di buona qualità e di scarsa qualità.
    NOTA: Per i filtri con alti livelli di deposizione, si può osservare una "corona" di fluorescenza, causata dalla diffrazione della luce da parte delle fibre di carta filtrante, attorno a grandi raggruppamenti di particelle. Quando si thresholding queste immagini, un intervallo troppo grande visualizza punti piccoli o forme "simili a piume" intorno a questi raggruppamenti, come osservato nelle immagini di soglia "scadenti" nella figura 3. Questo può essere migliorato aumentando gradualmente il limite inferiore della soglia fino a quando il segnale proveniente dalle fibre di carta filtrante non viene ridotto al minimo senza oscurare il segnale dalle particelle stesse.
  4. Propagare le impostazioni di soglia per l'immagine a fluorescenza più alta a tutte le altre immagini.
  5. Quantificare il numero di particelle e l'area fluorescente totale selezionando Analizza | Analizzare le particelle.
    NOTA: i set di dati vengono confrontati utilizzando il test di confronto multiplo di Sidak e un ANOVA a due modi. Inoltre, la deposizione solo nel lobo di interesse viene confrontata utilizzando un test T dello studente assumendo la stessa varianza.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Particelle in questo intervallo di dimensioni (1-5 μm) e condizioni di flusso (1-10 L/min) seguono le linee del flusso fluido in base sia al loro numero teorico di Stokes che ai dati in vivo; pertanto, in assenza di un dispositivo di consegna mirato, le particelle rilasciate nel modello polmonare dovrebbero depositarsi in base alla percentuale del flusso d'aria totale dirottato su ciascun lobo. Le quantità relative di consegna di particelle a ciascun lobo possono quindi essere confrontate con i dati clinici sulla portata...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L'attuale dispositivo all'avanguardia per il test farmaceutico polmonare di una dose completa di inalazione è il Next Generator Impactor (NGI), che misura il diametro aerodinamico di un aerosol4. Questi dati di dimensionamento vengono quindi utilizzati per prevedere la generazione polmonare in cui l'aerosol si depositerà sulla base di una correlazione sviluppata per un maschio adultosano 11. Sfortunatamente, questo metodo è limitato nella sua capacità di valutare le differe...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori ringraziano il professor Yu Feng, la dott.ssa Jenna Briddell, Ian Woodward e Lucas Attia per le loro utili discussioni.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Raccordo per tubo spinato in plastica da 1/4" McMasterCarr5372K111
10 um Carta da filtroFisher1093-110
Particelle di polistirene fluorescente da 1umPolysciences15702-10
Particelle di polistirene non fluorescente da 1umPolysciences8226
2-propanoloFisherA516-4Riferito nel protocollo come "IPA"
3/8" Raccordo per tubo spinato in plasticaMcMaster Carr5372K117
Misuratore di portata d'aria (1 - 280 mL/min)McMaster Carr41695K32Indicato nel protocollo come "flussometro"
Stampante 3D in carbonio M1 Carbon3Dhttps://www.carbon3d.com/, Software associato indicato nel protocollo come "software di affettatura"
Collison Nebulizzatore a gettoCH TechnologiesARGCNB0008 (CN-25)6 Collisione orizzontale in stile Jet MRE con barattolo di vetro, indicato nel protocollo come "nebulizzatore", forno a
convezioneYamatoDKN602
Controllore di flusso critico Copley TPK2000 Reve 120VMSP Corp0001-01-9810Indicato nel protocollo come "regolatore di flusso"
Pompa ad alta capacità Copley Modello HCP5MSP Corp0001-01-9982Indicato nel protocollo come "pompa a vuoto"
CytationBioTekCYT5MPVSpettrofotometro multifunzionale/imager fluorescente dotato di obiettivi 4x/20x/40x e cubi laser/filtri DAPI/GFP/TexasRed
EPU40 ResinaCarbonio 3Dhttps://www.carbon3d.com/materials/epu-elastomeric-polyurethane/, indicato nel protocollo come "resina morbida"
Filtro per pompa a vuotoWhatman6722-5000
Misuratore di portata Modello DFM 2000MSP Corp0001-01-8764Indicato nel protocollo come "misuratore di portata elettronico"
Software ImageJImageJhttps://imagej.nih.gov/ij/download.html
Valvola di controllo del flusso d'aria in linea (Push-to-Connect)McMaster Carr62005K333Indicato nel protocollo come "valvola"
Dispositivi di filtraggio in lineaWhatmanWHA67225000
Foglio di compensato marinoMcMaster Carr62005K333Indicato nel protocollo come "tavola di legno"
Materialise Mimics SoftwareMaterialisehttps://www.materialise.com/en/medical/mimics-innovation-suite, indicato nel protocollo come "software di scansione TC"
Software MeshmixerAutodeskhttp://www.meshmixer.com/, indicato nel protocollo come "software di modifica mesh"
MetanoloFisherA454-4
Opticure LED CubeAPMTechnica102843 indicato nel protocollo come "forno UV"
PR25 Resinadi carbonio 3Dhttps://www.carbon3d.com/materials/uma-urethanemethacrylate, /Indicato nel protocollo come "resina dura"
Tubo in PVC per prodotti chimiciMcMaster Carr5231K1611/4"
Viti
SolidWorks SoftwareDassault Systè mes  SolidWorks Corporationhttps://www.solidworks.com/, indicato nel protocollo come "software di modellazione 3D"
Collettore rettangolare a flusso drittoMcMaster Carr1125T31
Tubo al controller di flussoMcMaster Carr5233K653/8"
ID Wire
http://chtechusa.com/Manuals/MRE_Collison_Manual.pdf ID

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Goel, A., Baboota, S., Sahni, J. K., Ali, J. Exploring targeted pulmonary delivery for treatment of lung cancer. International Journal of Pharmaceutical Investigation. 3 (1), 8-14 (2013).
  2. Kleinstreuer, C., Zhang, Z., Li, Z., Roberts, W. L., Rojas, C. A new methodology for targeting drug-aerosols in the human respiratory system. International Journal of Heat and Mass Transfer. 51 (23), 5578-5589 (2008).
  3. Feng, Y., Chen, X., Yang, M. An In Silico Investigation of a Lobe-Specific Targeted Pulmonary Drug Delivery Method. Design of Medical Devices Conference. , (2018).
  4. Marple, V. A., et al. Next generation pharmaceutical impactor (a new impactor for pharmaceutical inhaler testing). Part I: Design. Journal of Aerosol Medicine. 16 (3), 283-299 (2003).
  5. Feng, Y., Zhao, J., Chen, X., Lin, J. An In Silico Subject-Variability Study of Upper Airway Morphological Influence on the Airflow Regime in a Tracheobronchial Tree. Bioengineering. 4 (4), 90(2017).
  6. Huynh, B. K., et al. The Development and Validation of an In Vitro Airway Model to Assess Realistic Airway Deposition and Drug Permeation Behavior of Orally Inhaled Products Across Synthetic Membranes. Journal of Aerosol Medicine and Pulmonary Drug Delivery. 31 (2), 103-108 (2018).
  7. Lizal, F., Elcner, J., Hopke, P. K., Jedelsky, J., Jicha, M. Development of a realistic human airway model. Proceedings of the Institution of Mechanical Engineers, Part H: Journal of Engineering in Medicine. 226 (3), 197-207 (2011).
  8. Wei, X., Hindle, M., Delvadia, R. R., Byron, P. R. In Vitro Tests for Aerosol Deposition. V: Using Realistic Testing to Estimate Variations in Aerosol Properties at the Trachea. Journal of Aerosol Medicine and Pulmonary Drug Delivery. 30 (5), 339-348 (2017).
  9. Kolewe, E. L., Feng, Y., Fromen, C. A. Realizing Lobe-Specific Aerosol Targeting in a 3D-Printed In Vitro Lung Model. Journal of Aerosol Medicine and Pulmonary Drug Delivery. , (2020).
  10. Sul, B., et al. Assessing Airflow Sensitivity to Healthy and Diseased Lung Conditions in a Computational Fluid Dynamics Model Validated In Vitro. Journal of Biomechanical Engineering. 140 (5), (2018).
  11. Martonen, T. B., Katz, I. Deposition Patterns of Polydisperse Aerosols Within Human Lungs. Journal of Aerosol Medicine. 6 (4), 251-274 (1993).
  12. Nahar, K., et al. In vitro, in vivo and ex vivo models for studying particle deposition and drug absorption of inhaled pharmaceuticals. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 49 (5), 805-818 (2013).
  13. Nichols, S. C., et al. A Multi-laboratory in Vitro Study to Compare Data from Abbreviated and Pharmacopeial Impactor Measurements for Orally Inhaled Products: a Report of the European Aerosol Group (EPAG). AAPS PharmSciTech. 17 (6), 1383-1392 (2016).
  14. Yoshida, H., Kuwana, A., Shibata, H., Izutsu, K. I., Goda, Y. Comparison of Aerodynamic Particle Size Distribution Between a Next Generation Impactor and a Cascade Impactor at a Range of Flow Rates. AAPS PharmSciTech. 18 (3), 646-653 (2017).
  15. Feng, Y., et al. An in silico inter-subject variability study of extra-thoracic morphology effects on inhaled particle transport and deposition. Journal of Aerosol Science. 123, 185-207 (2018).
  16. Kleinstreuer, C., Seelecke, S. Inhaler system for targeted maximum drug-aerosol delivery. United States patent. , (2005).
  17. Pietila, T. How Medical 3D Printing is Gaining Ground in Top Hospitals. , Available from: https://www.materialise.com/en/blog/3d-printing-hospitals (2019).
  18. Weber, P. W., Price, O. T., McClellan, G. E. Demographic Variability of Inhalation Mechanics: A Review. Defense Threat Reduction Agency. , (2016).
  19. Jiang, Y. Y., Xu, X., Su, H. L., Liu, D. X. Gender-related difference in the upper airway dimensions and hyoid bone position in Chinese Han children and adolescents aged 6-18 years using cone beam computed tomography. Acta Odontologica Scandinavica. 73 (5), 391-400 (2015).
  20. Martin, S. E., Mathur, R., Marshall, I., Douglas, N. J. The effect of age, sex, obesity and posture on upper airway size. European Respiratory Journal. 10 (9), 2087(1997).
  21. Xi, J., Longest, P. W., Martonen, T. B. Effects of the laryngeal jet on nano- and microparticle transport and deposition in an approximate model of the upper tracheobronchial airways. Journal of Applied Physiology. 104 (6), 1761-1777 (2008).
  22. Zhao, J., Feng, Y., Fromen, C. A. Glottis motion effects on the particle transport and deposition in a subject-specific mouth-to-trachea model: A CFPD study. Computers in Biology and Medicine. 116, 103532(2020).
  23. Kim, S. S., et al. Chronic obstructive pulmonary disease: lobe-based visual assessment of volumetric CT by Using standard images--comparison with quantitative CT and pulmonary function test in the COPDGene study. Radiology. 266 (2), 626-635 (2013).
  24. The Cancer Imaging Archive. , Available from: https://www.cancerimagingarchive.net/ (2020).
  25. Li, A., Ahmadi, G. Computer Simulation of Deposition of Aerosols in a Turbulent Channel Flow with Rough Walls. Aerosol Science and Technology. 18 (1), 11-24 (1993).
  26. Khalili, S. F., Ghanbarzadeh, S., Nokhodchi, A., Hamishehkar, H. The effect of different coating materials on the prevention of powder bounce in the next generation impactor. Research in Pharmaceutical Sciences. 13 (3), 283-287 (2018).
  27. Galliger, Z., Vogt, C. D., Panoskaltsis-Mortari, A. 3D bioprinting for lungs and hollow organs. Translational Research. 211, 19-34 (2019).
  28. Schwarz, K., Biller, H., Windt, H., Koch, W., Hohlfeld, J. M. Characterization of exhaled particles from the healthy human lung--a systematic analysis in relation to pulmonary function variables. Journal of Aerosol Medicine and Pulmonary Drug Delivery. 23 (6), 371-379 (2010).
  29. Patton, J. S., Byron, P. R. Inhaling medicines: delivering drugs to the body through the lungs. Nature Reviews Drug Discovery. 6 (1), 67-74 (2007).
  30. Zhang, Z., Kleinstreuer, C., Kim, C. S. Cyclic micron-size particle inhalation and deposition in a triple bifurcation lung airway model. Journal of Aerosol Science. 33 (2), 257-281 (2002).
  31. Ju, Y., et al. Engineering of Nebulized Metal-Phenolic Capsules for Controlled Pulmonary Deposition. Advanced Science. 7 (6), 1902650(2020).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Tag

Modelli polmonari stampati in 3DModelli polmonari specifici per pazienteSomministrazione di aerosol fluorescenteControllo della portataMicroscopia a fluorescenzaTest di tubi endotrachealiAssemblaggio del tappo di uscita del loboGenerazione di aerosol tramite nebulizzatoreDeposizione su carta da filtro

Articoli correlati