Descriviamo una tecnica di intubazione endotracheale nei conigli appena nati dopo la cateterizzazione esofagea con un tubo gastrico.
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Articolo metodologico
Intubazione endotracheale cieca nei conigli neonatale
In questo articolo
Sommario
Abstract
Il coniglio appena nato è un modello animale utile per varie patologie e procedure. La gestione delle vie aeree del coniglio è complessa a causa delle sue caratteristiche anatomiche, che è ulteriormente complicata nel caso del neonato. Tra i diversi metodi di gestione avanzata delle vie aeree, l'intubazione endotracheale è meno aggressiva della tracheostomia ed è più fattibile della gestione supraglottica data la mancanza di dispositivi supraglottici di dimensioni così piccole. Poiché la visualizzazione diretta della glottide è molto difficile negli animali di queste dimensioni, questo modello di intubazione cieca è presentato come un'alternativa efficace, specialmente per gli esperimenti che richiedono anestesia prolungata. Utilizzando questo metodo, abbiamo eseguito intubazioni cieche con un tasso di successo del 90%.
Introduzione
La peculiare anatomia del sistema respiratorio del coniglio rende complicata l'intubazione endotracheale. La cavità orale è profonda e stretta con una gamma limitata di apertura della bocca e una lingua relativamente grande, rendendo difficile la visualizzazione diretta della laringe anche con l'uso di un laringoscopio1,2. Inoltre, l'intubazione del coniglio appena nato, che è 10-20 volte più piccola dell'adulto, è ancora più una procedura impegnativa. Oltre a queste caratteristiche anatomiche, i conigli sono inclini al laringospasmo secondario alla manipolazione delle vie aeree.
Diverse tecniche di intubazione sono state descritte in letteratura, come l'intubazione tracheale del laringoscopio, l'intubazione cieca, l'intubazione dell'otoscopio, l'intubazione retrograda, l'intubazione dell'endoscopio, la tracheostomia e la ventilazione del dispositivo supraglottico3,4,5,6,7,8,9. Tutte queste tecniche sono state eseguite con successo nei conigli adulti; tuttavia, ci sono poche pubblicazioni riguardanti la gestione avanzata delle vie aeree nel coniglio appenanato 10. Uno studio descrive l'esecuzione di tracheostomie in animali di questa età per valutare la meccanica respiratoria e i volumi polmonari, sebbene questa sia una tecnica aggressiva eirreversibile 11. Questo metodo per l'intubazione endotracheale si è dimostrato un metodo efficace e a basso costo di gestione delle vie aeree nei conigli appena nati.
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Protocollo
La procedura di intubazione descritta di seguito è stata approvata dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali dell'Università di Barcellona (CEEA 180/19)
1. Preparazione sperimentale
- Ottenere i seguenti materiali: tubo endotracheale in polivinile (PVC) di 2 mm di diametro, 6 tubi di alimentazione in poliuretano francese (Fr), forcelle di dissezione a punta piatta e larga e lubrificante sterile(figura 1).
- Durante i processi di intubazione e chirurgia, mantenere condizioni sterili.
2. Anestesia
- Anestetizzare l'animale con 5 mg/kg di xiazina e 25 mg/kg di ketamina applicati insieme per via intramuscolare nel vastus lateralis del quadricipite femorale. Gli agonisti alfa-2 come la dexmedetomidina possono anche essere usati al posto della xiazina.
- Lasciare 3-5 minuti affinché il farmaco raggiunga l'effetto.
- Readminister la stessa dose fino a quando non si ottiene l'anestesia profonda (pedale negativo, riflessi palpebrali e corneali). Idealmente, il coniglio manterrà la respirazione spontanea fino all'intubazione.
3. Intubazione endotracheale
- Posizionare il coniglio su una coperta termica a 37 °C. Posizionare l'animale in recumbency dorsale con la testa in iperestensione. Allineare la testa il più dritta e mediana possibile. Un rotolo di quattro centimetri fatto di garza sterile posta nella regione dorsale del collo può essere utile per ottenere almeno 45 ° di estensione (Figura 2).
- Utilizzare le forcelle di dissezione della punta piatte e larghe per aprire la cavità orale larga circa un centimetro. Utilizzare le forcep con un'estremità smussata e larga per evitare traumi alla bocca.
- Misurare la distanza tra la bocca e la regione dello stomaco (prima costola). Introdurre un tubo gastrico in poliuretano 6 francese (Fr) lubrificato nel segno pre-misurato(figura 3-4).
- Spostare il tubo di alimentazione a sinistra e fissare con nastro adesivo nel campo chirurgico.
- Introdurre il tubo endotracheale in PVC di 2 mm di diametro, rivestito con lubrificante sterile al marchio di 3 cm.
- In caso di difficoltà nell'avanzamento del tubo, spostarlo completamente e tornare fino a raggiungere una planata liscia. Il rischio di traumi alla laringe e all'epiglottide è significativo con molteplici tentativi di intubazione. Fissare il tubo con nastro adesivo al campo chirurgico (Figura 5-6).
- Collegare il tubo endotracheale al ventilatore con le seguenti impostazioni: Volume mareale - 10 mL/kg; frequenza respiratoria: 40 respiri/min; FiO2 100%, PEEP 6.
- Confermare la corretta posizione del tubo rilevando CO2 in aria espirata (ETCO2),visualizzazione diretta dell'espansione toracica e appannamento del tubo. Può essere utile anche il monitoraggio dell'animale mediante ossimametria cardiaca e auscultazione polmonare (figura 7).
- Al termine dell'esperimento, utilizzare un protocollo standardizzato di eutanasia che consiste nella somministrazione endovenosa di pentobarbital 120-240 mg/kg. Ripetere le dosi fino a quando non si ottengono la cessazione del respiro, l'assenza riflesse e l'asstolo.
NOTA: Negli esperimenti chirurgici, l'animale è vivo durante il processo di ventilazione e infine viene eutanasiato.
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Risultati
In laboratorio, questa tecnica viene eseguita da personale medico con esperienza nella sperimentazione con conigli neozelandesi e competenza nella gestione delle vie aeree pediatriche. La procedura è stata eseguita da un ricercatore su 10 animali con un tasso di successo globale del 90%. In precedenza, un altro ricercatore aveva praticato l'ottimizzazione sia della posizione dell'animale che della corretta lunghezza di fissazione del tubo. Nessuno degli animali è stato intubato nell'esofa...
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Discussione
I conigli sono ampiamente utilizzati nella sperimentazione animale a causa della loro disponibilità, dell'alto tasso di riproduzione con brevi tempi intergenerazionali e della facilemanipolazione 2. Nel nostro centro, usiamo conigli neozelandesi di 5-7 giorni (Oryctolagus cuniculus) come modello neonatale per studiare le ripercussioni neurologiche della chirurgia extracorporea sul cervello in via di sviluppo. Di conseguenza, utilizziamo procedure che richiedono anestesia profonda e devono...
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Dichiarazioni
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Ringraziamenti
Questo lavoro è stato sostenuto da sovvenzioni dell'Instituto de Salud Carlos III [PFIS2017-0224], "Beca Ruza" della Sociedad Española de Cuidados Intensivos Pediátricos e del Vanderbilt Medical Scholars Program.
Gli sponsor non sono stati coinvolti nella raccolta, nell'analisi o nell'interpretazione dei dati.
Desideriamo ringraziare Isabel Salas per l'aiuto fornito all'interno del laboratorio di animali e i sig. Carles Fábrega e Gemma Fernandez-Asensio del team tecnico audiovisivo dell'ospedale Sant Joan de Déu per il loro supporto tecnico con la registrazione e la produzione video.
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Tubo endotracheale in cloruro di polivinile (PVC) di 2 mm | di diametro Vygon | 520.20 | |
| 6 Tubo di alimentazione in poliuretano francese | Vygon | 310.06 | |
| Anestesia (ketamina e xilazina) | |||
| Monitor multiparametrico Intellivue MP5 | Phillips | ||
| Pinza per dissezione a punta liscia e larga | LensforVision | AK005 | |
| Lubrificante sterile (Silkospray) | Rush | ||
| Ventilator Servo 900c | Maquet |
Riferimenti
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Ristampe e permessi
