Questo protocollo ha lo scopo di monitorare i cambiamenti in vivo della mielina (demielinazione e remielinazione) mediante l'imaging della tomografia ad emissione di positroni (PET) in un modello animale di sclerosi multipla.
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Articolo metodologico
Imaging tomografico ad emissione di positroni per la misurazione in vivo del contenuto di mielina nel modello di ratto di lisolecitina della sclerosi multipla
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Sommario
Abstract
La sclerosi multipla (SM) è una malattia neuroinfiammatoria con degenerazione assonale e neuronale in espansione e demielinizzazione nel sistema nervoso centrale, che porta a disfunzioni motorie, disabilità psichica e deficit cognitivo durante la progressione della SM. La tomografia ad emissione di positroni (PET) è una tecnica di imaging in grado di quantificare alterazioni cellulari e molecolari in vivo.
I radiotraccianti con affinità con la mielina intatta possono essere utilizzati per l'imaging in vivo dei cambiamenti del contenuto di mielina nel tempo. È possibile rilevare un aumento o una diminuzione del contenuto di mielina, il che significa che questa tecnica di imaging può rilevare i processi di demielinizzazione e remielinizzazione del sistema nervoso centrale. In questo protocollo dimostriamo come utilizzare l'imaging PET per rilevare i cambiamenti di mielina nel modello del ratto di lisolecitina, che è un modello di lesione della demielinazione focale (indotta dall'iniezione stereotassica) (cioè un modello di malattia da sclerosi multipla). 11 la commissione per la L'imaging PET C-PIB è stato eseguito al basale e 1 settimana e 4 settimane dopo l'iniezione stereotassica di litoletta 1% nello striato destro (4 μL) e nel corpo calloso (3 μL) del cervello del topo, consentendo la quantificazione della demielinizzazione focale (sito di iniezione dopo 1 settimana) e del processo di remielinizzazione (sito di iniezione a 4 settimane).
L'imaging PET mielina è uno strumento interessante per monitorare i cambiamenti in vivo nel contenuto di mielina che potrebbero essere utili per monitorare la progressione della malattia demielinante e la risposta terapeutica.
Introduzione
La sclerosi multipla (SM) è una malattia neuroinfiammatoria che colpisce il sistema nervoso centrale, caratterizzata da infiammazione, demielinazione e perdita assonale1. La prognosi di questa malattia è variabile anche con progressi nel trattamento, ed è una delle cause più comuni di deficit neurologici nei giovani1. La diagnosi di SM si basa sui criteri di manifestazione clinica e visualizzazione delle lesioni caratteristiche mediante risonanza magnetica (MRI)2,3.
La tomografia ad emissione di positroni (PET) può essere uno strumento utile per il monitoraggio in vivo della progressione della SM e degli effetti terapeutici. Il radiotracciatore B composto di Pittsburgh (PIB) etichettato con carbonio-11(11C-PIB) è ampiamente usato per quantificare le placche β-amiloide; tuttavia, nell'ultimo decennio, è stato studiato per quantificare il contenuto di mielina e mostrare la demielinazione dinamica e la remielinazione4,5,6.
Diversi traccianti PET amiloide (11C-PIB, 18F-florbetaben,18F-florbetapir, 18F-flautometamol) possono essere utilizzati per quantificare la mielina e fornire importanti informazioni sulla progressione della malattia e sulla risposta terapeutica, consentendo l'identificazione dei processi di demielinizzazione e remielinizzazione, senza l'interferenza della neuroinfiammazione, che può verificarsi con le immagini di risonanza magnetica convenzionali ( MRI)7. L'imaging pet amiloide ha mostrato una diminuzione dell'assorbimento del tracciante nei pazienti affetti da SM attivi rispetto ai pazienti non attivi che potrebbe essere spiegata dai primi danni alla materia bianca nei pazientiattivi 8. L'assorbimento del tracciante amiloide inferiore è stato anche associato al declino cognitivo in uno studio di follow-up, mostrando che questa tecnica è uno strumento prezioso per studiare la fisiopatologia della malattia e gli esiti clinici9.
Il modello di ratto di litolettacitina (LPC) è un modello chimico indotto di sclerosi multipla, in cui la tossina iniettata, LPC, induce un'alta risposta di macrofagi che si traduce in un aumento dell'infiammazione e, di conseguenza, della demielinazione10,11. La demielinizzazione viene rapidamente invertita, in circa 4 settimane, il che lo rende un buon modello per valutare i processi di demielinizzazione e remielinizzazione nei roditori. Questo modello è già stato valutato utilizzando l'imaging PET, con buoni risultati e correlazione con saggi post mortem12.
Qui presentiamo il protocollo per l'imaging PET mielina con 11C-PIB nel modello del ratto di lisolecitina, mostrando questa tecnica di imaging come uno strumento utile per la misurazione in vivo del contenuto di mielina.
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Protocollo
Tutte le procedure sono state condotte in conformità con le linee guida del Consiglio Nazionale per il controllo della Sperimentazione Animale (CONCEA, Brasile) e sono state approvate dal Comitato Etico per la Ricerca Animale della Facoltà di Medicina dell'Università di San Paolo (CEUA-FMUSP, Brasile - numero di protocollo: 25/15).
NOTA: In questo protocollo, mostriamo come indurre un modello di ratto di lisolecitina della sclerosi multipla e come acquisire e analizzare le immagini pet mielina.
1. Preparazione della soluzione di lisolecitina
- Pesare la lilsolecitina (L-α-lisofosfatilcolina dal tuorlo d'uovo) su una scala analitica utilizzando un tubo di plastica conico (1,5 ml).
- Aggiungere la salina sterile al tubo per fare soluzione all'1% (ad esempio: pesare 1 mg di litoletta e scioglierla con 100 μL di soluzione salina) e sciogliere la litoletta scuotendo il tubo (scuotendo da un lato all'altro e non girando dall'alto verso il basso).
- Preparare la soluzione poco prima di iniziare l'induzione del modello animale (non stoccare la soluzione pronta finale).
2. Modello di ratto di lisolecitina - Chirurgia stereotassica
- Utilizzare ratti Wistar maschi del peso compreso tra 220 e 270 g. Utilizzare guanti e maschera durante tutte le procedure.
- Indurre l'anestesia con il 5% di isoflurane miscelato in 100% O2 (1 L/min) utilizzando una scatola di induzione. Controllare se l'animale viene anestetizzato osservando l'assenza di movimento (si deve solo respirare).
- Posizionare l'animale in un apparecchio stereotassico su una pastiglia riscaldante. Fissare il naso e le orecchie dell'animale all'attrezzatura.
NOTA: I dettagli su come eseguire la chirurgia stereotassica sono disponibili nel JoVE Science Education Database. Neuroscienze. Chirurgia stereotassica dei roditori. JoVE, Cambridge, MA, 2021.- Monitorare l'anestesia per l'intera procedura (inclusa la chirurgia e l'acquisizione di immagini). Per regolare la concentrazione di isoflurane, osservare la frequenza respiratoria dell'animale. Una frequenza respiratoria rapida richiede una maggiore concentrazione e una bassa frequenza respiratoria richiede una minore concentrazione anestetica.
- Iniettare l'analgesico (chetoprofene - 5 mg / kg) per via sottocutanea (diluire il farmaco a 1 mL in salina, questo aiuterà a idratare l'animale).
- Metti la crema per gli occhi negli occhi dell'animale per proteggerti dalla disidratazione.
- Utilizzare una soluzione di clorexidina allo 0,5% per pulire l'area di incisione.
- Iniettare 100 μL di cloridrato di lidocaina il 2% per via sottocutanea nella regione di incisione.
- Radere l'area del cranio.
- Utilizzare strumenti sterili per questa procedura.
- Usando un bisturi, fare un'incisione di circa 2 cm nella pelle sopra il cranio.
- Esponi il cranio con morsetti Bulldog.
- Utilizzare un tampone per pulire l'area del cranio con l'1% di perossidasi di idrogeno.
- Individuare e contrassegnare il bregma (un atlante cerebrale stereotassico del ratto può aiutare a identità il Bregma).
- Posizionare la siringa Hamilton (siringhe μL neuros) al bregma.
- Usando il bregma e un atlante stereotassico come riferimento, posizionare la siringa Hamilton alle seguenti coordinate: Antero-posteriore: -0,30 mm, latero-laterale: -3,0 mm e ventrale fino a quando non tocca l'osso crano, e segnare il cranio e notare l'orientamento delle coordinate sulla carta.
- Perforare il cranio alla coordinata contrassegnata. Fare attenzione con dura mater (danneggiare dura mater può causare un sacco di sanguinamento).
- Riempire la siringa Hamilton con 7 μL di soluzione di litolettatina (1% in salina). Un volume maggiore può essere posizionato nella siringa, ma verranno iniettati solo 7 μL (espulsi le bolle dalla siringa per misurare correttamente il volume).
- Posizionare la siringa Hamilton alle coordinate precedenti per iniziare l'iniezione di farmaco (totale di 7 μL in 3 diverse coordinate stereotattiche ventrali). Considerando le coordinate precedentemente note, abbassare la siringa Hamilton alla coordinata ventrale -5,0 mm.
- Iniettare molto lentamente 2 μL di soluzione di lisolecitina (1 μL/10 min). Aspetta 3 minuti.
- Portare l'ago fino alla coordinata stereotassica ventrale successiva (-4,2 mm) e iniettare lentamente 2μL di soluzione di litolettatina (1 μL / 10 min). Aspetta 3 minuti.
- Iniettare la terza coordinata ventrale -3,0 mm (3 μL di soluzione di litolettatina - 1 μL/ 10 min).
- Attendere 5 minuti e quindi rimuovere la siringa Hamilton dal cervello.
- Sutura la pelle.
- Rimuovere l'animale dall'apparato stereotattico e lasciare che l'animale si svegli.
- Riportare l'animale nella gabbia di casa, tenere l'animale da solo e sotto supervisione per verificare la presenza di segni di disagio.
- Iniettare analgesico sottocutaneo (chetoprofene - 5 mg/kg) diluito in salina, a 24 ore e 48 ore dopo l'intervento chirurgico.
3. Acquisizione pet
- Assumere da 7 a 20 MBq di radioattività 11C-PIB in una siringa (1 ml è il volume massimo consentito per l'iniezione endovenosa nei ratti).
- Anestetizzare l'animale con il 5% di isoflurane mescolato al 100% O2 (1 L/min) utilizzando la scatola di induzione.
- Iniettare 11C-PIB (radioattività definita al precedente punto 4.1) nella vena del pene o nella vena di coda del ratto (entrambi i siti di somministrazione vanno bene, la decisione è una scelta personale. Consigliamo solo di non utilizzare un'iniezione retro-orbitale poiché la posizione è troppo vicina alla regione di interesse (il cervello) e può compromettere la qualità dell'immagine.
NOTA: L'acquisizione dell'immagine del punto di tempo di base viene eseguita prima dell'iniezione stereotassica e degli altri 2 punti di tempo a 1 settimana e 4 settimane dopo l'intervento chirurgico. - Rimuovere l'animale dall'anestesia per consentire all'animale di svegliarsi (lasciare l'animale su un pad caldo fino a quando non è completamente sveglio).
- Riportare l'animale nella gabbia di casa.
- Attendere 30 minuti per il passaggio successivo.
- Anestetizzare i ratti con il 5% di isoflurane miscelato al 100% O2 (1 L/min) utilizzando una scatola di induzione.
- Aprire il software dello scanner PET.
- Selezionare Scansione > Pronto per animali domestici.
- Dettagli completi del ricercatore principale, ID studio, ID serie, ID animale, peso animale (g) e note aggiuntive. Selezionare Avanti.
NOTA: utilizzare il punto (.) per il numero decimale nel peso animale. - Modificare l'area ROI per la scansione (in genere tra 3 e 8). Questa è l'area che verrà inclusa nell'immagine (le aree tra i numeri 3 e 8 della copertina del letto appariranno nell'immagine finale).
- Posizionare il ratto anestetizzato su un letto standard per topi dello scanner PET e accendere l'anestesia (il 3% di isoflurane nel 100% O2 è un buon inizio, quindi il tasso di anestesia deve essere regolato se necessario). Per regolare l'anestesia, controllare i dati di monitoraggio del software dello scanner per verificare che l'animale respiri a un ritmo costante e lento.
NOTA: Accendere la pompa per vuoto accoppiata al filtro a carbone attivo per raccogliere l'eccesso di gas isoflurane (se la pompa è disponibile). - Applicare la crema per gli occhi per proteggere gli occhi dell'animale.
- Spingere il letto degli animali all'interno dello scanner IN PET.
- Dettagli completi dell'attività, tempo di calibrazione dell'attività, isotopo (C-11) e durata della scansione (20 minuti). Selezionare Avvia analisi.
NOTA: apparirà un messaggio del letto mobile per animali domestici e il letto dell'animale si sposterà nell'apparecchiatura e si fermerà nella posizione del ROI precedentemente selezionata. Il tempo di acquisizione inizierà a contare e apparirà il numero di conteggi per secondo (CPS). - Nel software dello scanner passare alla scheda Monitor a sinistra dello schermo, selezionare Cambia soglia alla modifica dei parametri respiratori (BPM).
NOTA: verrà visualizzata una finestra, completa di parametro threshold (500). Selezionare OK. - Passare allo 0% DI POTENZA per modificare i parametri di temperatura per riscaldare l'animale durante la scansione. Verrà visualizzata una finestra; completare il parametro (80 - 100). Selezionare OK.
NOTA: scegli tra l'80 e il 100% di potenza in base alle condizioni di temperatura ambiente (più potenza, più caldo ostarà). - Tornare alla scheda SCAN.
- Passare allo strumento di configurazione (icona a forma di ingranaggio) e completare il tempo di iniezione, l'attività rimanente, il tempo di calibrazione dell'attività rimanente. Selezionare Salva.
NOTA: verrà visualizzata una finestra "Modificare i metadati del protocollo?" > SI - Tornare alla scheda Monitor (controllare i parametri respiratori dell'animale e, se necessario, aumentare o diminuire la concentrazione di isoflurane - di solito è sufficiente il 3% in 100% O2).
- Al termine dell'acquisizione del PET, il messaggio Pet Ready apparirà nella scheda Scansione, controlla Arrow Out Icon (a sinistra dello strumento di configurazione) per spostare il letto degli animali.
- Rimuovere l'animale dall'anestesia e lasciare risvegliare su un pad caldo.
- Per ricostruire l'immagine, passare alla scheda Ricostruisci.
- Controlla l'icona più in basso a sinistra dello schermo e seleziona il file di studio che verrà ricostruito. Selezionare Avanti.
- Passare allo strumento Risoluzione energia. Apparirà una finestra. Configurare il picco di energia (keV) sul parametro dell'apparecchiatura (in base al controllo di qualità mensile). Selezionare Chiudi.
NOTA: il picco di energia può cambiare ogni mese quando si esegue la calibrazione mensile delle apparecchiature. - Mantenere tutti gli altri parametri come predefinito (dimensione voxel isometrica: 400 mm; numero di iterazioni: 30; Risoluzione energetica: 30%; Salvare solo l'ultima iterazione; deselezionare Mantieni dati binari) .
- Selezionare Aggiungi.
NOTA: verrà visualizzata una finestra "La ricostruzione è stata aggiunta alla coda e inizierà una volta che gli altri avranno finito". Selezionare OK. Un file verrà visualizzato nell'elenco ricostruzione nella scheda Ricostruisci e lo stato apparirà come in attesa o % (stato) o finito.
4. Analisi delle immagini
NOTA: eseguire l'analisi delle immagini utilizzando un software di analisi delle immagini dedicato. Nel protocollo corrente la dimostrazione utilizza un programma software specifico, ma se non è disponibile, è possibile utilizzare altre opzioni.
- Apri PMOD > Fusibile.
- Passare alla scheda Corrispondenza nella parte superiore dello schermo.
- Aprite il menu Carica input (Load Input) al centro destro dello schermo e selezionate File di rilevamento automatico, selezionate File PET (DICOM, Interfile o NifTI), aggiungete a selezionato, fate clic su Operazioni (Operations), Riorienta orientamento standard (Reorient to Standard Orientation), fate clic su Carica (Load) e Chiudi (Close).
- Verificare se la specie animale è corretta nella parte inferiore dello schermo (RAT).
- Selezionare La casella Ritaglia in basso a destra dello schermo.
- Regolare le dimensioni della scatola gialla nell'immagine PET per prendere l'intero cervello.
- Fare clic sul pulsante Rigido a destra dello schermo. Nella finestra di conferma fare clic su Sì.
- Clicca sullo strumento cervello al centro destro dello schermo per aprire Atlante di riferimento. Selezionare Ratto Px (W.Schiffer) - T2.
- Selezionare Corrispondenza risultati dalla scheda in alto a destra (selezionare la scheda fase di elaborazione).
- Fare clic su Trasferimento dati (4aschedanel menu in alto a destra).
- Allineare l'immagine PET al modello di riferimento utilizzando lo strumento di rotazione (icona bianca al centro dell'immagine PET). Controllare l'allineamento per 3 piani anatomici.
- Salvare il file di co-registrazione (menu sul lato destro dello schermo).
- Selezionate formato di output (DICOMor NifTI), prefisso di directory e file. Fare clic su Salva.
NOTA: se l'output co-registrato viene salvato come NifTi, le informazioni sull'immagine dell'intestazione verranno perse. - Fare clic sul menu VOI nella parte inferiore dello schermo.
- Passare a Modello > Atlante nella parte inferiore dello schermo (sotto la finestra VOI).
- Selezionate Ratto Px (W.Schiffer) dal menu a discesa.
NOTA: Se è necessario analizzare solo i 2C specifici, è possibile selezionare solo le aree cerebrali di interesse. Se vuoi tutte le aree cerebrali dell'atlante cerebrale, non è necessaria alcuna azione. - Fare clic su Contorno nella parte inferiore dello schermo.
NOTA: I VOI delle aree cerebrali appariranno nella finestra dei VOI. - Disegnare manualmente il VOI nel sito della lesione e nell'area dell'emisfero cerebrale conlaterale(11C-PIB area di basso assorbimento e emisfero cerebrale contralaterale, rispettivamente).
- Clicca nell'area dell'immagine PET con 11C-PIB a basso assorbimento.
- Selezionare Nuovo VOI > OK.
NOTA: verrà visualizzato un foglio di calcolo - Passare all'icona SPHERE nella parte centrale dello schermo (a sinistra della finestra DEI)
NOTA: verrà visualizzato un foglio di calcolo. - Scegliete il nome VOI: lesione e selezionate Applica.
NOTA: una sfera apparirà nell'immagine co-registrata. - Allineare la sfera nell'area della lesione e regolare il VOI per tutti i piani anatomici.
- Fare clic su Chiudi (nella parte inferiore del foglio di calcolo).
- Selezionare la lesione VOI (dall'elenco DEI).
- Passare all'icona delle operazioni di mirroring VOI (in alto a destra nella finestra VOI) e selezionare Clona e specchia sinistra/destra.
- Passare a Calcola statistiche VOI selezionate nella parte superiore della finestra dell'elenco VOI. Passare all'icona Seleziona statistiche da calcolare per scegliere i dati di output (sul lato destro dell'icona delle statistiche DEL VOI). Di solito per il controllo del contenuto di mielina Statistiche per il gruppo di UB, Media, SD, Min, Max).
NOTA: verrà visualizzato un foglio di calcolo. L'impostazione predefinita Data Unit è kBq/cc. Nella parte superiore sinistra del foglio di calcolo (STATISTICHE VOI) è possibile controllare l'unità dati come SUV (Standardized Uptake Value). Se hai completato correttamente i dettagli di amministrazione e acquisizione delle immagini del radiotracciatore nel software dello scanner, come descritto in precedenza, i dati del SUV verranno calcolati automaticamente dal software PMOD, in caso meno, è possibile modificare i dettagli. - Passare a Copia utilizzando il formato del numero delle impostazioni locali del sistema.
NOTA: verificare se tutte le statistiche sono selezionate per la copia come output (icona Controlla nella parte superiore destra dello schermo). I dati che verranno copiati dipendono dall'unità dati selezionata. - Incollare i dati di output in un Blocco note o in un foglio di calcolo.
NOTA: fai attenzione alle impostazioni software per i simboli di punti e virgole tra i numeri. Questo può essere diverso tra le configurazioni del linguaggio. - Salvare il file con il nome e i dettagli dello studio.
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Risultati
La figura 1 mostra 11 immaginiPET C-PIB illustrative con modifiche mieline nel tempo. Nella scansione di base, non è possibile vedere alcuna differenza nel contenuto di mielina (cioè non è presente alcuna demielinazione). Nell'immagine del punto di tempo di 1 settimana, è possibile vedere la lesione demielinizzata focale (nell'emisfero destro) come indicato dalla freccia bianca. Le immagini sono presentate nei 3 piani anatomici (coronale, assiale e sagittale) ed è possibile identi...
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Discussione
Il più grande vantaggio dell'uso del modello di lisolecitina per studiare la sclerosi multipla è la tempistica veloce per la demielinazione (circa 1 settimana) e la remielinazione (circa 4 settimane) che siverifica 14. Questo modello può anche essere indotto neitopi 15, tuttavia, l'induzione nei ratti è più vantaggiosa per l'imaging PET in vivo a causa delle maggiori dimensioni del cervello del topo rispetto ai topi.
Il primo passo del m...
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Ringraziamenti
β-cubetto (Molecubes NV, Belgio) è stata supportata dalla Fondazione di ricerca di San Paolo, FAPESP - Brasile (#2018/15167-1). LES ha una borsa di studio per dottorandi della FAPESP - Brasile (#2019/15654-2).
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Bilancia analitica | Marte | AUWZZOD | max: 220 g- min: 1 mg |
| Vaporizzatore per anestesia | Nanitech | 15800 | |
| Beta-cube | Molecubes | ||
| Bulldog clamp | Stoelting | 5212043P | |
| clorexidina | Rioquimica | 0,5%/100 mL | |
| Cotton fioc | johnson e johnson | ||
| Calibratore di dose | Capintech | ||
| Drill | Kinzo powertools | 352901 | Modello Q0M-DC3C |
| Eppendorf tubo | Eppendorf | 30125150 | 1,5 mL |
| Lubrificante per occhi | ADVFARMA | 30049099 | vaselina 15 g (purezza farmaceutica) |
| Pinze fini | Stoelting | 52102-38P | |
| Guanti | Descarpack | 212101 | 6,5 |
| misura Termoforo | Siringa per iniezione Softhear | ||
| Hamilton | 80314 | 10µ, 32ga, modello 701 | |
| Siringa per insulina | BD | 328328 | 1 mL siringhe da insulina con ago |
| Isoflurano | Cristá lia | 410525 | 100 mL , concentrazione 1 mL/1 mL |
| Ketoprofene o altro analgesico | Sanofi | 100 mg/2 mL | |
| lidocaina | Hipolabor | 1.1343.0102.001-5 | 2%/20mL |
| L-&alfa;-Lisofosfatidilcolina da tuorlo d'uovo | Sigma-aldrich | L-4129 | 25 mg - ≥ 99%, Tipo I, polvere |
| Porta aghi | Stoelting | 5212290P | |
| Ossigeno | Bianco Martins | 7782-44-7 | Gas compresso |
| Software PMOD | Tecnologie PMOD | Fusibile del modulo versione 4.1 | Maschera |
| per anestesia per topi | KOPF | Modello 906 | |
| Soluzione salina | Farmace | 0543325/ 14-8 | Cloruro di sodio allo 0,9% per preparazioni iniettabili, 10 mL |
| Lame Scapel | Stoelting | 52173-10 | |
| Manici Scapel | Stoelting | 52171P | |
| Forbice | Stoelting | 52136-50P | |
| Bilancia semi-analitica | Quimis | BK-3000 | max:3.100 g; min:0,2 g |
| rasoio | Mega profissional | modello AT200 | |
| Apparecchio stereotassico | KOPF | Nodel 900 | |
| Supporto universale con supporto ago | KOPF | Modello 1772-F1 | Supporto Hamilton per 5 e 10 &; L |
Riferimenti
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- Faria, D. D. Myelin positron emission tomography (PET) imaging in multiple sclerosis. Neural Regeneration Research. 15 (10), 1842-1843 (2020).
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- Pytel, V., et al. Amyloid PET findings in multiple sclerosis are associated with cognitive decline at 18 months. Multiple Sclerosis and Related Disorders. 39, (2020).
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- Najm, F. J., et al. Drug-based modulation of endogenous stem cells promotes functional remyelination in vivo. Nature. 522 (7555), 216(2015).
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Ristampe e permessi
Errata corrige
Formal Correction: Erratum: Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis
Posted by JoVE Editors on 2/16/2023. Citeable Link.
An erratum was issued for: Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis. The citation was updated.
The citation was updated from:
de Paula Faria, D., Cristiano Real, C., Estessi de Souza, L., Teles Garcez, A., Navarro Marques, F. L., Buchpiguel, C. A. Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis. J. Vis. Exp. (168), e62094, doi:10.3791/62094 (2021).
to:
de Paula Faria, D., Real, C.C., Estessi de Souza, L., Teles Garcez, A., Navarro Marques, F. L., Buchpiguel, C. A. Positron Emission Tomography Imaging for In Vivo Measuring of Myelin Content in the Lysolecithin Rat Model of Multiple Sclerosis. J. Vis. Exp. (168), e62094, doi:10.3791/62094 (2021).
