È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

L'esaurimento dei tensioattivi combinato con la ventilazione dannosa si traduce in un modello riproducibile della sindrome da distress respiratorio acuto (ARDS)

3K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/62327

⸱

7 aprile 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Charité – Universitätsmedizin Berlin, Corporate Member of Freie Universität Berlin, Humboldt Universität zu Berlin and Berlin Institute of Health Department of Anesthesiology and Intensive Care Medicine, Campus Charité Mitte and Campus Virchow-Klinikum, 2Chair for Medical Information Technology, RWTH Aachen University

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Una combinazione di washout del tensioattivo con soluzione salina allo 0,9% (35 ml/kg di peso corporeo, 37 °C) e ventilazione ad alto volume di marea con basso PEEP per causare lesioni polmonari indotte da un ventilatore moderato (VILI) provoca la sindrome sperimentale da distress respiratorio acuto (ARDS). Questo metodo fornisce un modello di danno polmonare con reclutabilità bassa / limitata per studiare l'effetto di varie strategie di ventilazione per periodi prolungati.

Abstract

Esistono vari modelli animali per studiare i complessi meccanismi patologici della sindrome da distress respiratorio acuto (ARDS). Questi modelli includono infusione polmonare di acido oleico, infusione di endotossine o batteri, legatura cecale e puntura, vari modelli di polmonite, modelli di ischemia polmonare / riperfusione e, naturalmente, modelli di esaurimento dei tensioattivi, tra gli altri. L'esaurimento dei tensioattivi produce un deterioramento rapido e riproducibile dello scambio gassoso polmonare e dell'emodinamica e può essere indotto in suini anestetizzati utilizzando lavaggi polmonari ripetuti con soluzione salina allo 0,9% (35 ml/kg di peso corporeo, 37 °C). Il modello di deplezione dei tensioattivi supporta le indagini con monitoraggio respiratorio ed emodinamico standard con dispositivi clinicamente applicati. Ma il modello soffre di una reclutabilità relativamente elevata e la ventilazione con alte pressioni delle vie aeree può ridurre immediatamente la gravità della lesione riaprendo le aree polmonari atelettatiche. Pertanto, questo modello non è adatto per le indagini sui regimi di ventilazione che utilizzano alte pressioni delle vie aeree. Una combinazione di deplezione di tensioattivi e ventilazione dannosa con alto volume di marea / bassa pressione espiratoria positiva (alta Tv / bassa PEEP) per causare lesioni polmonari indotte dal ventilatore (VILI) ridurrà la reclutabilità della lesione polmonare risultante. I vantaggi di un'induzione tempestiva e la possibilità di eseguire ricerche sperimentali in un ambiente paragonabile a un'unità di terapia intensiva sono preservati.

Introduzione

La mortalità della sindrome da distress respiratorio acuto (ARDS) rimane elevata con valori superiori al 40%1 nonostante un'intensa ricerca sin dalla sua prima descrizione da parte di Ashbough e Petty nel 19672. Naturalmente, l'indagine di nuovi approcci terapeutici è limitata nella clinica a causa di preoccupazioni etiche e della mancanza di standardizzazione delle patologie sottostanti, delle condizioni ambientali e dei co-farmaci, mentre i modelli animali consentono la ricerca sistematica in condizioni standardizzate.

Pertanto, l'ARDS sperimentale è stata indotta in animali di grandi dimensioni (ad esempio, suini) o piccoli animali (ad esempio, roditori) utilizzando vari metodi come l'infusione polmonare di acido oleico, l'infusione endovenosa (i.v.) di batteri ed endotossine o modelli di legatura e puntura cecale (CLP) che causano ARDS indotta da sepsi. Inoltre, vengono utilizzate lesioni polmonari dirette causate da ustioni e inalazione di fumo o ischemia/riperfusione polmonare (I/R)3. Un modello frequentemente usato di danno polmonare diretto è la deplezione di tensioattivi con lavaggi polmonari come descritto per la prima volta da Lachmann et al. in porcellini d'India4.

L'esaurimento dei tensioattivi è un metodo altamente riproducibile che si traduce rapidamente in compromessi nello scambio di gas e nell'emodinamica5. Un grande vantaggio è la possibilità di applicare l'esaurimento dei tensioattivi in specie di grandi dimensioni che consentono di supportare la ricerca con ventilatori meccanici, cateteri e monitor clinicamente utilizzati. Tuttavia, uno dei principali svantaggi del modello di esaurimento dei tensioattivi è il reclutamento istantaneo delle aree polmonari atelettatiche ogni volta che vengono applicate alte pressioni delle vie aeree o manovre di reclutamento, come il posizionamento prono. Pertanto, il modello non è adatto per indagare, ad esempio, ventilazione automatizzata con alti livelli di PEEP per tempi prolungati6. Yoshida et al. hanno descritto una combinazione di esaurimento dei tensioattivi e ventilazione con elevate pressioni inspiratorie delle vie aeree per indurre ARDS7sperimentale, ma il loro modello richiede un elaborato mantenimento della pressione parziale di ossigeno (PaO2)in un corridoio predefinito tramite ripetuto campionamento di gas nel sangue e regolazione della pressione motrice secondo una tabella scorrevole di pressione inspiratoria e PEEP.

Nel complesso, un modello con una ventilazione dannosa eccessivamente aggressiva o un aggiustamento laborioso e ripetuto del regime di ventilazione può causare danni strutturali ai polmoni, che è troppo grave e provoca una successiva insufficienza multiorgano. Pertanto, questo articolo fornisce una descrizione dettagliata di un modello facilmente fattibile di esaurimento dei tensioattivi più ventilazione dannosa con alta TV / basso PEEP per l'induzione di ARDS sperimentale, che supporta la ricerca con parametri di ventilazione clinicamente utilizzati per periodi prolungati.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Gli esperimenti sono stati condotti presso il Dipartimento di Medicina Sperimentale, Charité - University Medicine, Berlino, Germania (certificato secondo la norma EN DIN ISO 9001:2000) e sono stati approvati dalle autorità federali per la ricerca sugli animali a Berlino, Germania, prima degli esperimenti (G0229/18). I principi della cura degli animali da laboratorio sono stati utilizzati in tutti gli esperimenti e sono conformi alle linee guida della Società europea e tedesca delle scienze degli animali da laboratorio.

1. Animali da laboratorio e benessere degli animali

  1. Condurre tutti gli esperimenti suini maschi profondamente anestetizzati (Tedesco Landrace × Large White) di 3-4 mesi di età con un peso corporeo (bw) di 30-40 kg.

2. Anestesia, intubazione e ventilazione meccanica

  1. Non fornire cibo secco per 12 ore prima dell'anestesia per evitare uno stomaco pieno dei maiali. Consentire l'accesso gratuito all'acqua e alla paglia / fieno per ridurre al minimo lo stress.
  2. Premedicare con un'iniezione intramuscolare di una combinazione di azaperone (3 mg / kg di peso corporeo), atropina (0,03 mg / kg di peso corporeo), ketamina (25 mg / kg di peso corporeo) e xilazina (3,5 mg / kg di peso corporeo) nella muscolatura del collo del maiale, mentre gli animali sono ancora tenuti nella loro struttura di stabulazione per ridurre al minimo lo stress.
    NOTA: L'allenamento quotidiano di accarezzare il collo dell'animale mentre si nutrono alcune zollette di zucchero prima dell'esperimento e applicare l'iniezione durante l'alimentazione delle zollette di zucchero in modo addestrato faciliterà una premedicazione regolare e ridurrà ulteriormente lo stress.
    1. Metti l'animale su una barella e copri gli occhi con un panno per il trasporto una volta raggiunto un adeguato livello di anestesia.
    2. Trasferire il maiale in sala operatoria e garantire sempre una respirazione spontanea sufficiente.
    3. Prendi una bombola di ossigeno, un tubo di montaggio e una maschera per fornire ossigeno supplementare durante il trasporto dei maiali, se le strutture di alloggiamento non sono adiacenti al laboratorio.
    4. Posizionare il maiale in posizione prona e preossigenare con una maschera che si adatta al muso dell'animale utilizzando un elevato flusso di ossigeno (ad esempio, 10 L / min).
  3. Utilizzare un catetere venoso periferico (di solito 18 o 20 G) per ottenere l'accesso venoso. Posizionare il catetere venoso periferico in una delle vene dell'orecchio dopo una procedura di pulizia con scambi di alcol.
    1. Iniziare un'infusione con una soluzione cristallina bilanciata e garantire il corretto posizionamento del catetere per la successiva infusione di anestetici.
    2. Infondere 500 mL di una soluzione cristallina bilanciata in bolo e.v. seguita da infusione continua di 4 ml/kg/h per il supporto del fluido.
    3. Iniziare a monitorare la saturazione periferica di ossigeno (SpO2)fissando il sensore SpO2a una delle orecchie o alla coda.
  4. Indurre l'anestesia iniettando propofol (circa 5-10 mg / kg - la dose esatta dipende dall'effetto della premedicazione e differisce da animale ad animale) per l'intubazione orotracheale.
    NOTA: L'iniezione preventiva di un oppioide faciliterà ulteriormente l'intubazione, ma richiede un'ampia esperienza per evitare un'apnea prematura dell'animale. Un'iniezione di 100 μg di fentanil (fentanil citrato, 100 μg/mL) può essere ripetuta fino a quando la frequenza respiratoria spontanea rallenta a circa 20/min prima di iniettare propofol.
  5. Intubare l'animale con un tubo endotracheale ammanettato (7,5 - 8,0 mm ID) e un laringoscopio progettato per animali di grandi dimensioni (lama dritta di circa 25 cm di lunghezza).
    NOTA: l'intubazione è più facile nella posizione prona come descritto in dettaglio da Theisen et al.8.
    1. Verificare il posizionamento del tubo endotracheale osservando la forma d'onda tipica della CO2 durante la scadenza sul monitor CO2(capnografo).
    2. Usa l'auscultazione per verificare la parità di suoni bilaterali del respiro.
      NOTA: I suini possono essere ventilati meccanicamente con compressione manuale della gabbia toracica da entrambi i lati mentre forniscono ossigeno con un flusso elevato in caso di intubazione fallita o ritardata.
  6. Impostare la frazione di ossigeno inspirato (FIO2) a 1,0, la frequenza respiratoria a 15-20/min, il volume di marea a 8-9 ml/kg di peso corporeo, il rapporto ispirazione/scadenza (I:E) a 1:1,5 e applicare una pressione positiva di fine espirazione (PEEP) di 5 cmH2O per avviare la ventilazione meccanica. Regolare le impostazioni per indirizzare una pressione parziale espiratoria finale di anidride carbonica (PetCO2) di 35-40 mmHg e uno SpO2 superiore al 95%.
    1. Utilizzare un'infusione endovenosa continua di tiopentone (20 mg/kg/h) e fentanil (7 μg/kg/h) per mantenere l'anestesia.
      NOTA: Il dosaggio necessario può variare da animale ad animale e tra le impostazioni sperimentali. È essenziale mantenere una profondità di anestesia sufficiente durante il corso dell'esperimento per motivi scientifici e di benessere degli animali.
    2. Monitorare attentamente l'animale per reazioni di stress / dolore (come un aumento della frequenza cardiaca, della pressione sanguigna o della frequenza respiratoria) durante la strumentazione.
      NOTA: La strumentazione dovrebbe essere possibile senza somministrare un rilassante muscolare se la profondità dell'anestesia è sufficiente.
    3. Somministrare un rilassante muscolare, ad esempio bromuro di pancuronio (0,15 mg/kg di peso corporeo e.v. bolo, seguito da un'infusione continua di 0,15 mg/kg p.c./h o iniezioni ripetute in bolo), se il rilassamento muscolare è necessario per l'esperimento (ad esempio, prima di una deplezione di tensioattivo, prima di misurazioni dannose della compliance polmonare ventilaion).
  7. Tecniche di strumentazione
    1. Trasforma l'animale in posizione supina.
    2. Fissare il tubo endotracheale e la linea i.v. mentre si gira l'animale.
    3. Ritrarre le gambe usando bende per allungare la pelle sopra i siti di incisione pianificati.
    4. Sterilizzare le aree operative con un disinfettante per la pelle appropriato come una soluzione di alcol e iodio all'1%.
  8. Puònulare la vena giugulare esterna con un catetere venoso centrale e, inoltre, introdurre la guaina introditrice del catetere arterioso polmonare (PAC) nella stessa vena.
    1. Eseguire un'incisione cutanea di 10 cm sulla linea che collega la mandibola e lo sterno (lato sinistro o destro possibile).
    2. Rivalutare sempre la profondità dell'anestesia e regolare il dosaggio, se necessario.
    3. Separare il tessuto sottocutaneo e il platisma con pinza tissutale e forbici chirurgiche fino a quando i muscoli brachiocefalici e sternocefalici sono visibili.
    4. Continuare con una procedura di taglio smussato per separare la fascia tra i muscoli fino a quando la vena giugulare esterna è visibile.
    5. Utilizzare la tecnica Seldinger9 per cannulare la vena giugulare esterna con il catetere venoso centrale e la guaina introditrice per il successivo inserimento del PAC.
      NOTA: Non dilatare la vena con un dilatatore come si fa in caso di approccio percutaneo. Questo strapperebbe la vena. Chiudere con suture standard. Le dimensioni della guaino dipendono dalle dimensioni del PAC scelto. In genere vengono utilizzati una guaine introduttore 6F (lunghezza 10 cm) e un PAC 5F di 75 cm di lunghezza nei suini di 30-40 kg di peso corporeo.
  9. Cannulare l'arteria femorale per il monitoraggio invasivo della pressione sanguigna.
    1. Identificare la piega tra il muscolo gracilis e sartorius della zampa posteriore (sinistra o destra è possibile) per posizionare una linea arteriosa.
      NOTA: La pulsazione dell'arteria femorale dovrebbe essere facilmente palpabile.
    2. Cannulare l'arteria per via percutanea con la tecnica Seldinger9.
    3. Utilizzare un approccio diretto se l'arteria non è facilmente palpata.
      1. Tagliare la pelle con un'incisione lunga 5 cm e separare il tessuto sottocutaneo con pinza tissutale e forbici chirurgiche.
      2. Utilizzare una procedura di taglio smussato che separa la fascia tra i muscoli al livello dell'arteria femorale.
        NOTA :D o non ferire i vasi safeni eseguendo la procedura di abbattimento cranico di essi.
      3. Loop una legatura intorno all'arteria femorale in modo che il vaso possa essere chiuso in caso di sanguinamento nel sito di puntura. Evitare questo passaggio quando possibile, in quanto compromette il flusso di sangue alla zampa posteriore.
      4. Cannulare l'arteria con la tecnica Seldinger9.
  10. Calibrare i trasduttori contro l'atmosfera (zero) e 200 mmHg (linea arteriosa) o 50 mmHg (linea venosa centrale) e collegarli al catetere arterioso e alla linea venosa centrale per iniziare il monitoraggio.
    1. Posizionare i trasduttori di pressione a circa la metà dell'altezza del torace nella posizione stimata dell'atrio destro.
  11. Eseguire una piccola incisione (4-5 cm) tagliando la pelle sopra la vescica per la caterizzazione della vescica urinaria.
    1. Separare il tessuto sottocutaneo utilizzando strumenti smussati.
    2. Posizionare una sutura a cordone di borsa (1-2 cm di diametro) nella parete della vescica.
      NOTA: Le suture non devono penetrare attraverso tutti gli strati della parete della vescica, il che comporterebbe la perdita di urina attraverso le punture.
    3. Eseguire una piccola incisione nel mezzo della sutura e introdurre il catetere urinario.
    4. Immediatamente, bloccare il palloncino con 10 ml di acqua distillata e tirare il catetere verso la parete della vescica fino a quando non si avverte una leggera resistenza.
    5. Chiudere la sutura del cordone della borsa attorno al catetere. Chiudere la pelle usando suture standard.

3. Introduzione del catetere dell'arteria polmonare (PAC)

  1. Controllare la pervietà del palloncino del PAC con 0,5-1 ml di aria a seconda delle dimensioni del catetere e sgonfiare nuovamente il palloncino.
  2. Collegare il PAC al sistema di trasduttori di pressione e calibrare il trasduttore contro l'atmosfera (zero) e 100 mmHg.
  3. Introdurre il PAC attraverso la guaine dell'introduttore con un palloncino sgonfiato per 10-15 cm (a seconda della lunghezza della guaine).
    1. Gonfiare il palloncino dopo che ha lasciato la guaine e far avanzare ulteriormente il PAC monitorando la pressione e le tipiche forme d'onda sul monitor di pressione.
    2. Spingere il PAC in avanti mentre appaiono le forme d'onda tipiche dell'atrio destro, del ventricolo destro e dell'arteria polmonare e smettere di avanzare il PAC quando si vede la forma d'onda della pressione del cuneo capillare polmonare (PCWP).
    3. Registrare il PCWP alla scadenza finale e sgonfiare il fumetto (vedere la Figura 1 per le rispettive curve).
      NOTA: dopo lo sgonfiamento del palloncino, la forma d'onda PCWP deve scomparire e la forma d'onda della pressione arteriosa polmonare deve essere visibile. Se la forma d'onda della pressione arteriosa polmonare non può essere vista, il catetere è molto probabilmente inserito troppo lontano in un'arteria polmonare e ha raggiunto una posizione di auto-cuneo. Ciò si traduce in un'occlusione permanente di un vaso polmonare e deve essere corretto tirando indietro il catetere fino a quando la forma d'onda della pressione arteriosa polmonare riappare evitando così complicazioni, ad esempio la rottura del vaso polmonare10. I cateteri PAC sono spesso accidentalmente avanzati nelle vene del fegato attraverso la vena cavale inferiore nei suini. Pertanto, se il segnale di pressione del ventricolo destro non viene raggiunto dopo circa 30 - 50 cm, tirare indietro il catetere e ricominciare tutto da capo.

4. Tecnica di termodiluizione dell'arteria polmonare per misure emodinamiche

  1. Misurare la gittata cardiaca (CO) con la tecnica di termodiluizione11.
    1. Collegare il termistore e un flusso attraverso l'alloggiamento al rispettivo lume del PAC.
    2. Quindi, collegare il monitor emodinamico con la porta della temperatura distale del PAC (cappuccio rosso).
    3. Regolare il monitor emodinamico sulla modalità necessaria compensando le dimensioni del catetere, la lunghezza del catetere, il volume iniettato e la temperatura della soluzione salina iniettata.
    4. Iniettare il volume appropriato di 0,9% di soluzione salina il più rapidamente possibile (di solito 5 o 10 ml di soluzione salina allo 0,9% con una temperatura di 4 °C).
    5. Attendere il completamento della misurazione.
  2. Randomizzare cinque misurazioni in rapida successione sul ciclo respiratorio del ventilatore.
    1. Eliminare i valori più alto e più basso e utilizzare i tre valori rimanenti per calcolare la media.
    2. Si noti questo valore medio come la gittata cardiaca.
    3. Misurare il PCWP in seguito gonfiando il palloncino del catetere e sgonfiarlo dopo la misurazione.
    4. Utilizzare la pressione arteriosa media (MAP), la pressione arteriosa polmonare (PAP), la pressione venosa centrale (CVP), PCWP e CO per tutti gli ulteriori calcoli emodinamici.
      NOTA: il volume di soluzione salina e la temperatura devono essere inseriti nel monitor prima delle misurazioni. La soluzione salina normale deve essere mantenuta alla stessa temperatura (di solito <5 °C) per misurazioni corrette. Devono essere inserite anche le dimensioni e la lunghezza del catetere. Alcuni monitor richiedono l'immissione di un fattore di correzione.
    5. Per gli studi che coinvolgono misurazioni esatte dell'equilibrio elettrolitico, utilizzare una soluzione di glucosio al 5% anziché una soluzione salina allo 0,9%.
  3. Assicurarsi di registrare tutti i parametri. Effettuare simultaneamente campioni di sangue venoso arterioso e misto poco prima o dopo le misurazioni del CO per consentire il calcolo dello shunt intrapolmonario da destra a sinistra.
    1. Registrare tutte le impostazioni respiratorie e le misurazioni necessarie per completare il set di dati, ad esempio picco, plateau e pressione espiratoria finale.
      NOTA: L'induzione di anestesia, intubazione e strumentazione completa può richiedere 1,5 ore a seconda dell'esperienza e del numero dei ricercatori.

5. Esaurimento dei tensioattivi

  1. Ventilare l'animale con un FIO2 di 1.0.
    1. Scollegare l'animale dal ventilatore.
  2. Riempire i polmoni con soluzione salina preriscalata allo 0,9% (37 °C, 35 ml/kg) con un imbuto collegato al tubo endotracheale.
    1. Per questo, sollevare l'imbuto a circa 1 m sopra l'animale.
      NOTA: La pressione idrostatica assegnerà la soluzione salina in tutte le sezioni polmonari.
    2. Interrompere immediatamente il riempimento quando il MAP diminuisce al di sotto di <50 mmHg.
  3. Abbassare l'imbuto a livello del suolo per drenare il liquido di lavaggio. Ricollegare l'animale al ventilatore per l'ossigenazione.
  4. Attendere che l'animale si riprendo e ripetere la lavanda il prima possibile, se necessario.
    NOTA: La necessità di un ulteriore lavaggio è definita dal rapporto PaO2/FIO2.
    1. Prendere un campione di gas di sangue arterioso dopo 5 minuti dopo ogni lavaggio.
    2. Ripetere i lavaggi fino a quando il rapporto PaO2/ FIO2 (indice di Horowitz) diminuisce al di sotto di 100 mmHg per almeno 5 minuti a FIO2 1.0 e PEEP > 5 cmH2O.
      NOTA: La frequenza respiratoria deve essere regolata durante il periodo di lavaggio per mantenere il pH arterioso superiore a 7,25 al fine di prevenire lo scompenso emodinamico.
  5. Tieni presente che questo modello animale si basa su una combinazione di esaurimento dei tensioattivi e VILI.
    NOTA: I lavaggi verranno interrotti dopo che il rapporto PaO2/ FIO2 rimane inferiore a 100 per 5 minuti NON dopo 60 minuti come pubblicato in precedenza per un modello di washout del tensioattivo senza VILI5.
    1. Iniziare con un'alta ventilazione Tv/bassa PEEP dopo che è stato raggiunto il P aO2/FIO2 mirato.
      NOTA: In caso contrario, una deplezione di tensioattivi eccessivamente aggressiva combinata con VILI comporterà insufficienza multiorgano e comprometterà l'esperimento. La durata dell'esaurimento dei tensioattivi varia tra gli animali, poiché è mirato un P definitoaO2/ FIO2. Potrebbero essere necessari da 45 minuti a 1,5 ore.

6. Ventilazione dannosa con alto volume di marea / basso PEEP (alto Tv / basso PEEP)

  1. Mantenere un FIO2 di 1.0.
  2. Impostare il ventilatore su una modalità di ventilazione a pressione controllata garantita dal volume.
  3. Aumentare la soglia di allarme per la pressione inspiratoria di picco a 60 mbar.
    NOTA: il ventilatore deve applicare una pressione inspiratoria fino a 60 mbar, ma non superiore.
  4. Abbassare la frequenza respiratoria a 12/min e impostare il rapporto ispirazione/scadenza (I:E) su 1:1,5 (con conseguente tempo di ispirazione di 2 s e tempo di scadenza di 3 s).
  5. Aumentare lentamente il volume di marea fino a 17 ml/kg di peso corporeo per almeno 2 minuti.
    1. Non aumentare ulteriormente il volume di marea se viene raggiunta una pressione inspiratoria di 60 mbar.
      NOTA: La pressione inspiratoria limitata può causare un volume di marea inferiore a 17 ml / kg di peso corporeo a seconda della lesione polmonare dopo il dilavamento del tensioattivo. Un improvviso aumento del volume delle maree può provocare barotraumi o scompensi emodinamici. Pertanto, è della massima importanza aumentare lentamente i volumi di marea per diversi minuti.
  6. Ridurre il PEEP a 2 mbar.
  7. Ventilare l'animale per un massimo di 2 ore (vedere la Figura 2 per le impostazioni del ventilatore e la curva di flusso).
    NOTA: La ventilazione con elevati volumi di marea comporterà una buona ossigenazione dell'animale, ma l'inflazione e la deflazione cicliche quasi complete provocano lesioni strutturali dei polmoni. Il danno strutturale non può essere invertito con manovre di reclutamento, posizionamento prono, PEEP elevato, ecc. Il pregiudizio che ne deriva deve essere tollerato per tutta la durata dell'inchiesta. Può essere necessario un tempo di ventilazione Tv alto/basso PEEP più breve a seconda dell'esperimento successivo e della durata dell'indagine.

7. Fine dell'esperimento ed eutanasia

  1. Assicurarsi che vengano eseguite tutte le misurazioni del protocollo sperimentale, che seguirà l'induzione della lesione polmonare.
  2. Iniettare fentanil (almeno 0,5 mg) in aggiunta all'anestesia continua e attendere almeno 5 minuti. Iniettare tiopentale (almeno 1000 mg) rapidamente seguito da almeno 60 mmol di potassio utilizzando la linea centrale.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Il rapporto PaO2/FIO2è diminuito durante il dilavamento dei tensioattivi in tutti gli animali (Figura 3). L'ipossiemia, l'ipercapnia e l'atelettasia risultanti hanno causato un aumento della pressione dell'arteria polmonare. I dettagli dei lavaggi polmonari sono già descritti altrove6.

L'esaurimento del tensioattivo è stato ripetuto fino a quando il rapporto PaO2/ FI

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Questo articolo descrive l'induzione di ARDS sperimentale nei suini che combinano l'esaurimento dei tensioattivi mediante lavaggi polmonari ripetuti e ventilazione con elevati volumi di marea, basso PEEP e completo gonfiaggio / deflazione dei polmoni. Questa combinazione provoca un deterioramento riproducibile e comparabile dello scambio gassoso e il conseguente compromesso emodinamico, ma limita la reclutabilità dei polmoni. Pertanto, questo modello imita l'ARDS clinico con bassa reclutabilità e consente lo studio di nu...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Tutti gli autori non rivelano alcun conflitto di interessi finanziario o di altro modo.

Ringraziamenti

Riconosciamo con gratitudine l'eccellente assistenza tecnica di Birgit Brandt. Questo studio è stato supportato da una sovvenzione del Ministero federale tedesco dell'istruzione e della ricerca (FKZ 13GW0240A-D).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Ventilatore di emergenzaEveFritz Stephan GmbH
Termistore a flusso attraverso la cameraBaxter93-505per la misurazione della gittata cardiaca
Leader Cath SetVygon1,15,805catetere arterioso
Mallinckrodt Tubo tracheale cuffiatoCovidien107-80  8,0 mm ID
MultiCath3Vygon1,57,300Catetere venoso centrale da 3 lumen, 20 cm di lunghezza
Percutaneus Sheath Introducer SetArrowSI-09600Guaina introduttrice per catetere arterioso polmonare da 4-6 Fr., 10 cm di lunghezza
Catetere per termodiluizione Swan-Ganz True SizeEdwards132F5
urinario da 75 cmnessun modello specifico richiesto
Vasofix Braunü cateterevenoso perifericoB Braun4268113B
Vigilance I Monitor Edwards
, catetere 20G

Riferimenti

  1. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA. 315 (8), 788-800 (2016).
  2. Ashbaugh, D. G., Bigelow, D. B., Petty, T. L., Levine, B. E. Acute respiratory distress in adults. Lancet. 2 (7511), 319-323 (1967).
  3. Ballard-Croft, C., Wang, D., Sumpter, L. R., Zhou, X., Zwischenberger, J. B. Large-animal models of acute respiratory distress syndrome. The Annals of Thoracic Surgery. 93 (4), 1331-1339 (2012).
  4. Lachmann, B., Robertson, B., Vogel, J. In vivo lung lavage as an experimental model of the respiratory distress syndrome. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 24 (3), 231-236 (1980).
  5. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of Visualized Experiments: JoVE. (115), e53610(2016).
  6. Pomprapa, A., et al. Artificial intelligence for closed-loop ventilation therapy with hemodynamic control using the open lung concept. International Journal of Intelligent Computing and Cybernetics. 8 (1), 50-68 (2015).
  7. Yoshida, T., et al. Continuous negative abdominal pressure reduces ventilator-induced lung Injury in a porcine model. Anesthesiology. 129 (1), 163-172 (2018).
  8. Theisen, M. M., et al. Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine. Laboratory Animals. 43 (1), 96-101 (2009).
  9. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography: A new technique. Acta Radiologica. 39 (5), 368-376 (1953).
  10. Kelly, C. R., Rabbani, L. E. Videos in clinical medicine. Pulmonary-artery catheterization. The New England Journal of Medicine. 369 (25), 35(2013).
  11. Forrester, J. S., et al. Thermodilution cardiac output determination with a single flow-directed catheter. American Heart Journal. 83 (3), 306-311 (1972).
  12. Dos Santos Rocha, A., et al. Physiologically variable ventilation reduces regional lung inflammation in a pediatric model of acute respiratory distress syndrome. Respiratory Research. 21 (1), 288(2020).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Modelli animalidanno polmonare indotto dal ventilatorescambio gassoso polmonareventilazione meccanicalavaggio polmonarepressione positiva di fine espirazionecatetere dell'arteria polmonare
L'esaurimento dei tensioattivi combinato con la ventilazione dannosa si traduce in un modello riproducibile della sindrome da distress respiratorio acuto (ARDS)
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.