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Articolo metodologico

Un modello murino ortotopico di carcinoma ovarico che utilizza lo stroma umano per promuovere le metastasi

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DOI:

10.3791/62382

⸱

23 marzo 2021

 ,  ,  ,  , 
1Division of Hematology/Oncology, Department of Medicine, Hillman Cancer Center, University of Pittsburgh, 2Division of Gynecologic Oncology, Department of Obstetrics, Gynecology, and Reproductive Sciences, Magee-Womens’ Hospital, University of Pittsburgh Medical Center

In questo articolo

Sommario

L'attecchimento ortotopico di cellule tumorali ovariche mescolate con cellule stromali umane fornisce un modello murino che mostra un comportamento metastatico rapido e diffuso caratteristico del carcinoma ovarico umano. Questo modello consente anche lo studio delle interazioni tra cellule tumorali e cellule stromali, nonché il loro ruolo nella progressione e nelle metastasi tumorali.

Abstract

Il carcinoma ovarico è caratterizzato da metastasi precoci e diffuse e il 70% delle donne presenta una malattia metastatica al momento della diagnosi. Sebbene esistano eleganti modelli murini transgenici di cancro ovarico, questi topi sono costosi e impiegano molto tempo per sviluppare i tumori. I modelli di xenotrapianto per iniezione intraperitoneale mancano di stroma umano e non modellano accuratamente le metastasi del cancro ovarico. Anche gli xenotrapianti derivati da pazienti (PDX) non ricapitolano completamente il microambiente stromale umano poiché i passaggi seriali di PDX dimostrano una significativa perdita di stroma umano. La capacità di modellare facilmente il carcinoma ovarico umano all'interno di un microambiente stromale fisiologicamente rilevante è un'esigenza insoddisfatta. Qui, il protocollo presenta un modello murino di carcinoma ovarico ortotopico utilizzando cellule di cancro ovarico umano combinate con cellule staminali mesenchimali associate a carcinoma (CA-MSC) derivate da pazienti. Le CA-MSC sono cellule progenitrici stromali, che guidano la formazione del microambiente stromale e supportano la crescita e le metastasi del cancro ovarico. Questo modello si sviluppa precocemente e diffonde metastasi imitando la presentazione clinica. In questo modello, le cellule di cancro ovarico che esprimono luciferasi vengono miscelate in un rapporto 1:1 con CA-MSC e iniettate nella borsa ovarica di topi NSG. La crescita e le metastasi del tumore vengono seguite in serie nel tempo utilizzando l'imaging a bioluminescenza. I tumori risultanti crescono in modo aggressivo e formano metastasi addominali entro 14 giorni dall'iniezione. I topi hanno sperimentato diminuzioni significative del peso corporeo come marker di malattia sistemica e aumento del carico di malattia. Entro il giorno 30 dopo l'iniezione, i topi hanno raggiunto i criteri dell'endpoint di perdita di peso corporeo del >10% e la necroscopia ha confermato metastasi intra-addominali nel 100% dei topi e nel 60%-80% di metastasi epatiche polmonari e parenchimali. Collettivamente, l'attecchimento ortotopico delle cellule del cancro ovarico e delle cellule stromali genera tumori che imitano da vicino il comportamento metastatico precoce e diffuso del carcinoma ovarico umano. Inoltre, questo modello fornisce uno strumento per studiare il ruolo delle cellule tumorali ovariche: le interazioni tra le cellule stromali nella progressione metastatica.

Introduzione

Il cancro ovarico è una malattia mortale con il 5° tasso di mortalità più alto di tutti i tumori nelle donne1. La maggior parte delle donne con carcinoma ovarico viene diagnosticata in uno stadio avanzato, con diffusione metastatica presente nel 70% delle pazienti al momento della diagnosi. Fattori come le metastasi precoci e lo stadio avanzato alla diagnosi contribuiscono agli alti tassi di mortalità osservati con questa malattia. Inoltre, queste caratteristiche uniche della malattia hanno rappresentato una sfida per la creazione di modelli murini di cancro ovarico, inclusa la riproduzione della rapida migrazione della malattia nella cavità peritoneale 2,3,4.

La patogenesi del cancro ovarico, compresa la diffusione peritoneale, è facilitata dalla formazione di un microambiente tumorale di supporto (TME) che comprende molti elementi5. Un componente critico del carcinoma ovarico TME è la cellula staminale mesenchimale associata al carcinoma (CA-MSC). Le CA-MSC sono cellule progenitrici stromali che migliorano l'inizio, la crescita, la resistenza alla chemioterapia e le metastasidel cancro ovarico 6,7. Le CA-MSC guidano anche la formazione del TME per il cancro ovarico stimolando la fibrosi associata al tumore, inducendo l'angiogenesi e alterando il microambiente immunitario 6,8,9. Date le potenti funzioni delle CA-MSC all'interno del TME per il carcinoma ovarico, la modellazione del carcinoma ovarico umano all'interno di un microambiente stromale fisiologicamente rilevante è fondamentale per studiare la progressione e le metastasi del cancro ovarico.

Recentemente, i modelli murini transgenici hanno acquisito attrattiva nello studio delle metastasi spontanee del cancro ovarico. Tuttavia, i topi transgenici sono costosi e mostrano un decorso temporale prolungato per lo sviluppo della malattia metastatica. Mentre altri modelli murini disponibili, come il modello intraperitoneale e gli xenotrapianti derivati da pazienti (PDX), hanno intervalli di tempo metastatici relativamente brevi, non ricapitolano completamente le metastasi del cancro ovarico a causa della mancanza di un microambiente stromale rilevante 10,11,12. Nel tentativo di superare questa sfida, questo studio presenta un modello murino di carcinoma ovarico ortotopico utilizzando cellule di carcinoma ovarico umano combinate con CA-MSC derivate da pazienti. Nel modello qui descritto, la combinazione di CA-MSC con cellule tumorali ovariche genera tumori con metastasi precoci e diffuse, come dimostrato dalla presenza di metastasi intra-addominali nel 100% dei topi entro 30 giorni dall'iniezione.

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Protocollo

I campioni dei pazienti sono stati ottenuti in conformità con i protocolli approvati dall'IRB (PRO17080326) dell'Università di Pittsburgh. I metodi sperimentali sugli animali sono stati condotti secondo il protocollo approvato dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali dell'Università di Pittsburgh.

1. Isolamento e validazione di cellule staminali mesenchimali associate a carcinoma di origine paziente (CA-MSCs)

NOTA: Le CA-MSC derivano da tessuto tumorale ovarico umano resecato chirurgicamente (questo studio utilizza un carcinoma sieroso di alto grado), compresi le tube di Falloppio, le ovaie e/o i depositi metastatici omentali. Il terreno CA-MSC è preparato da MEBM (terreno basale delle cellule epiteliali mammarie) integrato con il 10% di FBS inattivato termicamente, 1x B27, 20 ng/mL di EGF, 1 ng/mL di idrocortisone, 5 μg/mL di insulina, 100 μM di β-mercaptoetanolo, 10 ng/mL di β-FGF, 1% di penicillina/streptomicina e 20 μg/mL di gentamicina 7,13.

  1. Isolamento CA-MSC
    1. Utilizzando un bisturi sterile e una pinza, dividere il campione di tessuto in pezzi di circa 1 mme 3 di dimensioni. Posizionare tre pezzi di tessuto in ciascun pozzetto di una piastra di coltura cellulare a 6 pozzetti.
      NOTA: 0,2 g di tessuto tumorale possono essere tagliati in 12 pezzi e possono essere distribuiti in quattro pozzetti di una piastra di coltura cellulare a 6 pozzetti.
    2. Aggiungere uno strato sottile di terreno CA-MSC, circa 1 mL per ogni pozzetto. Porre la piastra per colture cellulari in un incubatore umidificato a 37 °C in CO2 al 5%.
    3. Dopo 24 ore, rimuovere il terreno con cautela senza disturbare i pezzi di tessuto. Aggiungere circa 1 ml di terreno fresco in ciascun pozzetto. Pipettare il terreno lentamente senza disturbare gli attacchi dei tessuti. Riposizionare la piastra per colture cellulari in un incubatore umidificato a 37 °C con CO2 al 5%.
      NOTA: Esaminare il tessuto con un microscopio invertito ogni giorno e cambiare il terreno come descritto al punto 1.1.3 ogni volta che le cellule morte vengono visualizzate nel terreno di coltura.
    4. Dopo 7 giorni, rimuovere i pezzi di tessuto prelevando il tessuto con una pinza sterile e lavare le cellule aderenti una volta con PBS (PBS senza Ca2+/Mg2+, 1 mL per pozzetto). Quindi, aggiungere un terreno CA-MSC fresco (2 mL per pozzetto) e posizionare la piastra di coltura cellulare in un incubatore umidificato a 37 °C in CO2 al 5%.
  2. Espansione delle CA-MSC
    1. Quando le CA-MSC iniziano a crescere dal tessuto all'interno della piastra a 6 pozzetti, esaminare le cellule con un microscopio invertito a giorni alterni per garantire la crescita cellulare. Una volta che le celle raggiungono il 90% di confluenza, procedere con i seguenti passaggi.
    2. Aspirare il terreno dalla piastra di coltura cellulare, quindi lavare le cellule una volta con 1-2 mL di PBS per pozzetto (PBS senza Ca2+/Mg2+).
    3. Aggiungere 300 μl per pozzetto di soluzione 0,05% tripsina/0,02% EDTA (tripsina/EDTA). Ruotare la piastra di coltura cellulare per coprire le cellule con tripsina/EDTA e rimettere la piastra di coltura cellulare nell'incubatore per 2-3 minuti o fino a quando le cellule non si sono staccate.
    4. Aggiungere un terreno CA-MSC fresco per inattivare la tripsina (1 mL per pozzetto) e risospendere le cellule. Centrifugare a 300 x g per 5 min. Rimuovere il surnatante e risospendere le cellule con il terreno di crescita. Trasferire le cellule sospese in un pallone da 25 cm2 con un volume totale di 5 mL di terreno di coltura.
      NOTA: Le cellule raccolte da tre pozzetti di piastra per colture cellulari a 6 pozzetti possono essere trasferite in un pallone da 25 cm2. Le cellule devono essere testate per la presenza di micoplasma (seguendo un protocollo di rilevamento del micoplasma stabilito come la PCR) poiché derivano da tessuto umano resecato chirurgicamente14,15.
    5. Una volta che le cellule raggiungono la confluenza del 70%-80%, trasferire le cellule da un pallone da 25cm2 a un pallone da 75cm2 seguendo i passaggi 1.2.2-1.2.4 descritti in precedenza. Espandere le cellule ogni 5-7 giorni per ottenere il numero di cellule necessario per la convalida CA-MSC e per la procedura di inoculazione ortotopica.
      NOTA: Poiché le CA-MSC sono cellule derivate da pazienti, il tempo di raddoppio cellulare differisce tra le linee cellulari. La maggior parte delle CA-MSC richiede 3-4 giorni per raddoppiare il numero. Tuttavia, alcune CA-MSC richiedono 5-7 giorni per raddoppiare il numero. Le CA-MSC possono essere attraversate 8-10 volte. Dopo il passaggio 10, le CA-MSC possono senescere o differenziarsi.
  3. Convalida CA-MSC
    1. Validazione dell'espressione superficiale di CA-MSC: utilizzare 0,5 x 106 CA-MSC (circa il 70% di confluenza in un pallone da 75 cm2) per l'analisi citofluorimetrica per garantire che le CA-MSC esprimano marcatori di superficie appropriati come definito dalle linee guida dell'International Society for Cellular Therapy, come descritto in precedenza (CD73/CD90/CD105 positivo; CD45/CD34/CD14 o CD11b/CD79a o CD19/HLA-DR negativi)7,16. Confermare il numero di cellule dopo la tripsinizzazione e contare utilizzando un emocitometro con esclusione delle cellule morte in tripano-blu.
      NOTA: Se l'analisi di citometria a flusso dimostra che le cellule sono pure al <90%, selezionare le cellule per la popolazione CA-MSC.
    2. Convalida della differenziazione CA-MSC: per convalidare la differenziazione del lignaggio, seminare le CA-MSC in un pozzetto di una piastra a 6 pozzetti a una densità cellulare di 5 x 104 cellule/pozzetto in 2 mL di terreno MSC (un pozzetto per condizione di differenziazione). Dopo 24 ore, cambiare il terreno con il mezzo di differenziazione appropriato per indurre la differenziazione adipocitaria, condrocita e osteocitaria, come descritto in precedenza 7,16.
      NOTA: Secondo le linee guida ISCT, le MSC devono dimostrare la differenziazione in vitro in almeno due linee (adipocita, condrocita o osteocita).
  4. Il giorno della procedura di iniezione pianificata nel topo, raccogliere le cellule seguendo i passaggi 1.2.2 e 1.2.4. Quindi, contare le cellule utilizzando un emocitometro con esclusione del blu di tripano per verificarne la vitalità e risospendere le cellule in terreno CA-MSC a una densità di 1 x 108 cellule/mL (0,5 x 106 CA-MSC per iniezione). Posizionare le celle sospese sul ghiaccio.
    NOTA: Generalmente, almeno 1 x 107 CA-MSC possono essere derivate da un campione tumorale (0,2 g di tessuto). Ciò consente di utilizzare una singola linea CA-MSC derivata dal paziente per la maggior parte degli esperimenti sui topi. È possibile combinare CA-MSC di pazienti diversi, ma si consiglia che derivino dallo stesso sottotipo istologico di cancro ovarico. La maggior parte delle linee CA-MSC impiega 2 mesi e/o 6-7 passaggi per raggiungere 1 x 107 cellule. Le CA-MSC possono essere congelate utilizzando mezzi di congelamento cellulari standard e conservate in azoto liquido a tempo indeterminato per un uso successivo.

2. Preparazione delle cellule tumorali ovariche

  1. Mantenere le cellule OVCAR3-Luc in terreno DMEM con il 10% di siero fetale bovino (FBS) e penicillina/streptomicina (penicillina: 100 unità/mL, streptomicina: 0,1 mg/mL). Colture di cellule a 37 °C in un incubatore umidificato al 5% di CO2 .
  2. Il giorno dell'iniezione, raccogliere le cellule di OVCAR3-Luc seguendo i seguenti passaggi.
    1. Innanzitutto, aspirare il terreno dal pallone di coltura cellulare e lavare le cellule una volta con 5-7 mL di PBS per pallone da 75 cm2 (PBS senza Ca2+/Mg2+). Aspirare il PBS e aggiungere la soluzione di tripsina/EDTA (2 ml per pallone da 75 cm2 ). Quindi, rimettere il pallone per coltura cellulare nell'incubatore per 3-5 minuti o fino a quando le cellule non si sono staccate.
    2. Utilizzando la microscopia, garantire la completa tripsinizzazione delle cellule (assicurarsi che tutte le cellule siano staccate dal pallone di coltura). Per arrestare la tripsinizzazione, aggiungere al matraccio un siero fresco contenente DMEM (2-3 ml per pallone da 75cm2 ) e risospendere le cellule. Utilizzando una pipetta, trasferire le cellule in una provetta conica da 15 mL.
    3. Centrifugare a 300 x g per 5 min. Rimuovere il surnatante e risospendere le cellule con il terreno di crescita. Quindi, contare le cellule e risospenderle nel terreno di crescita a una densità di 1 x 108 cellule/mL (0,5 x 106 cellule OVCAR3-Luc per iniezione). Posizionare le celle sospese sul ghiaccio.

3. Inoculazione ortotopica

  1. Preparazione della sospensione cellulare
    1. Mescolare le cellule CA-MSC e OVCAR-Luc in un rapporto 1:1.
    2. Scongelare la matrice della membrana basale congelata in un bagno di ghiaccio. Quindi, aggiungere la sospensione cellulare preparata al punto 3.1.1 alla matrice della membrana basale con un rapporto di 1:1 (concentrazione cellulare finale: 1 x 106/20 μL di matrice di membrana basale media) e miscelare accuratamente. Le sospensioni cellulari preparate devono essere conservate in un bagno di ghiaccio fino al momento dell'uso.
      NOTA: Qui descritto è un rapporto CA-MSC a OVCAR-Luc di 1:1 basato su precedenti esperienze con il modello menzionato. Lavori precedenti dimostrano che le CA-MSC sono generalmente in un rapporto 1:10 rispetto alle cellule tumorali quando vengono quantificate direttamente dal tessuto del paziente. Come discusso di seguito, partendo da un rapporto CA-MSC 1:1 tra cellule tumorali e cellule tumorali si ottiene un rapporto approssimativo di 1:10 tra CA-MSC e cellule tumorali sia nei siti primari che in quelli metastatici negli endpoint sperimentali utilizzando questo modello.
  2. Chirurgia
    NOTA: L'intervento chirurgico deve essere eseguito in condizioni sterili e devono essere utilizzati strumenti chirurgici sterili. Si raccomanda di utilizzare topi NSG femmine a 8 settimane di età per questo modello ortotopico.
    1. Anestetizzare il topo per inalazione con isoflurano (4% per induzione, 2% per mantenimento) e ossigeno (100%, flussometro 0,5-1 L/min). Posizionare il mouse sul sistema di cono nasale pre-chirurgico. Per erogare l'anestesia durante l'intervento chirurgico (vedere le istruzioni dettagliate di seguito), inserire la testa del topo nel sistema di cono del vaporizzatore di isoflurano.
    2. Iniettare per via sottocutanea nel topo 5 mg/kg di carprofene, un analgesico pre-chirurgico, con una siringa da insulina.
    3. Usando il tagliacapelli, radere la parte caudale sinistra del topo tra il margine costale e il femore. Sterilizzare l'area rasata con una soluzione di iodio povidone e tamponi imbevuti di alcol. Quindi, trasferire il mouse nel sistema del cono nasale chirurgico e regolare l'isoflurano all'1,5% per l'anestesia di mantenimento.
    4. Praticare un'incisione cutanea orizzontale di 1-2 cm a circa 2-3 cm sotto il margine costale. Afferrare il peritoneo parietale con una pinza ed elevarlo (il peritoneo apparirà lucido e sarà caratterizzato da depositi di tessuto adiposo). Praticare un'incisione di 1 cm nel peritoneo parietale per aprire la cavità addominale.
    5. Osservare la raccolta di tessuto adiposo che circonda l'ovaio di topo (la borsa ovarica) all'ingresso peritoneale. Usa una pinza curva per afferrare ed esporre la borsa ovarica. Afferrando saldamente l'ovaio con la pinza, iniettare 20 μl della sospensione cellulare preparata al punto 3.1.2 nella borsa.
    6. Riposizionare con cura l'ovaio nella cavità addominale. Utilizzando una sutura assorbibile di acido poliglicolico 6-0 attaccata a un ago, riapprossimare i bordi dell'incisione peritoneale parietale. Chiudere l'incisione cutanea con clip per ferite.
    7. Rimuovi il topo dal cono del naso e posizionalo in una gabbia separata e pulita sotto la luce riscaldante fino a quando non riprende conoscenza e mantiene la decubito sternale. Quindi, rimetti il topo nella sua gabbia.
    8. Monitorare i topi ogni giorno per 3-7 giorni dopo l'intervento chirurgico. Metti una tazza di gel carprofene nelle gabbie dei topi per il controllo del dolore. Rimuovere le clip della ferita 7-10 giorni dopo l'intervento.

4. Monitoraggio settimanale della crescita del tumore e del peso corporeo del topo

  1. Sistema di imaging in vivo (IVIS): a partire dalla prima settimana dopo l'inoculazione ortotopica, eseguire l'imaging in vivo ogni settimana per le successive 3-4 settimane.
    1. Preparare la soluzione di D-luciferina (substrato della luciferasi della lucciola) sciogliendo 15 mg in 1 mL di PBS e filtrando attraverso una membrana da 0,22 μm per la sterilizzazione.
    2. Utilizzare l'IVIS seguendo le istruzioni del produttore. Fare clic sull'icona del desktop Living Image Software . Quindi, nel pannello di controllo dell'acquisizione IVIS, selezionare Inizializza. Questo passaggio può richiedere fino a 10-15 minuti. Durante questo periodo, preparare i topi per l'imaging.
    3. Anestetizzare ciascun topo utilizzando la camera di isoflurano collegata all'IVIS (isoflurano al 2%-4% e flussometro di ossigeno a 0,5-1 L/min). Iniettare la D-luciferina (100 μL/10 g di peso corporeo) tramite iniezione intraperitoneale utilizzando una siringa da insulina.
    4. Riposizionare l'animale iniettato con luciferina nella camera dell'isoflurano.
      NOTA: È importante registrare il tempo di iniezione per mantenere il tempo coerente tra l'iniezione di luciferina e le prestazioni di imaging durante lo studio.
    5. Trasferire il mouse anestetizzato nella camera di imaging e impostare il sistema di imaging sulle impostazioni appropriate. Quindi, acquisire l'immagine al momento opportuno.
    6. Dopo aver salvato le immagini, rimuovere i topi dalla camera di imaging e rimetterli nelle rispettive gabbie.
      NOTA: Le CA-MSC possono anche essere marcate con un tag fluorescente e la migrazione/co-metastasi delle cellule CA-MSC e OVCAR3-Luc monitorate in vivo utilizzando un canale fluorescente sull'IVIS.

5. Valutazione di CA-MSC: depositi metastatici delle cellule tumorali

  1. Al raggiungimento del loro endpoint predefinito (aumento di peso >20% con presenza di ascite, perdita di peso <10%, ulcerazione tumorale, punteggio di condizionamento corporeo di 2 o meno17), sopprimere i topi in conformità con gli standard istituzionali di benessere degli animali.
  2. Esegui l'autopsia su ogni topo individualmente. Posizionare un ago sterile da 18 G per via intraperitoneale per aspirare l'ascite. Successivamente, esporre la cavità toracica e addominale. Quantificare la malattia metastatica macroscopica attraverso l'ispezione visiva del coinvolgimento tumorale degli organi murini18.
  3. Rimuovere il tessuto tumorale utilizzando un bisturi sterile e i) fissare in paraformaldeide per l'eventuale inclusione di paraffina, ii) congelare e incorporare in terreni di inclusione del criostato OTC, iii) congelare per l'analisi di DNA, RNA o proteine a valle, o iv) dissociare in singole cellule per la citometria a flusso o l'isolamento FACS.
    NOTA: LE CA-MSC rimangono vitali in questo modello e possono essere riisolate per applicazioni a valle. A seconda dell'obiettivo dello studio, le interazioni CA-MSC con le cellule tumorali possono essere studiate tramite approcci immunoistochimici, approcci citometrici a flusso o mantenendo le cellule reisolate in coltura.

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Risultati

L'approccio descritto imita da vicino il microambiente di supporto del carcinoma ovarico (in particolare, carcinoma sieroso di alto grado) mediante co-iniezione di cellule staminali mesenchimali derivate da pazienti (CA-MSC) e cellule di cancro ovarico nella borsa ovarica. In primo luogo, le CA-MSC sono state isolate da carcinoma ovarico sieroso primario di alto grado umano resecato chirurgicamente che coinvolge l'omento (tutte le CA-MSC utilizzate in questo esperimento sono state derivate dalla stessa paziente). Dopo 2 ...

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Discussione

Nonostante i significativi sforzi clinici e di ricerca, sono stati compiuti progressi minimi nel trattamento e nella prevenzione del cancro ovarico1. Sebbene una varietà di modelli murini sia stata utilizzata per studiare la progressione e le metastasi del cancro ovarico, questi modelli hanno dovuto affrontare limitazioni significative. In particolare, i precedenti modelli murini non sono stati in grado di ricapitolare completamente la storia naturale della progre...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi concorrenti.

Ringraziamenti

Vorremmo ringraziare il Gynecologic Oncology Biospecimen Program-Promark per l'aiuto nella raccolta dei tessuti. LGC è supportata da Tina's Wish Rising Star Grant e dalla Mary Kay Foundation.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
0,05% tripsina/0,02% EDTASigmaSLCD2568
Anti-umano CD105BD Pharmingen560847
Anti-umano CD73BD Pharmingen555596
Anti-umano CD90BD Pharmingen561443
B27Gibco17504-044
β-FGFGibcoPHG0261
β-mercaptoetanoloMP Biomedicals194834
CarprofeneHenry Schein11695-6934-1
D-luciferinaPerkinElmer122799
DMEDGibco11995-065
EGF GibcoPHG0311
GentamicinaGibco15710072
Siringa
caldoGibco
Sistema di imaging in vivo IVISPerkinElmerIVIS Lumina X5
MatrigelCorning354230
Kit per il test del micoplasmaABmG238
NSG topiThe Jackson Laboratory5557
OVCAR3ATCCHTB-161
Penicillina/streptomicinaGibco15070063
sutura all'acido poliglicolicoACE003-2480
da insulina 16000069 FBS inattivata a 12585014 BD Pharmingen 324704 MEBM (terreno basale a cellule epiteliali mammarie)ATCC PCS-600-030

Riferimenti

  1. American Cancer Society. K. S. f. O. C. American Cancer Society. , (2020).
  2. Konecny, G. E., et al. Prognostic and therapeutic relevance of molecular subtypes in high-grade serous ovarian cancer. Journal of the National Cancer Institute. 106 (10), (2014).
  3. Verhaak, R. G., et al. Prognostically relevant gene signatures of high-grade serous ovarian carcinoma. The Journal of Clinical Investigation. 123 (1), 517-525 (2013).
  4. Tothill, R. W., et al. Novel molecular subtypes of serous and endometrioid ovarian cancer linked to clinical outcome. Clinical Cancer Research: An Official Journal of the American Association for Cancer Research. 14 (16), 5198-5208 (2008).
  5. Ghoneum, A., Afify, H., Salih, Z., Kelly, M., Said, N. Role of tumor microenvironment in ovarian cancer pathobiology. Oncotarget. 9 (32), 22832-22849 (2018).
  6. Coffman, L. G., et al. Human carcinoma-associated mesenchymal stem cells promote ovarian cancer chemotherapy resistance via a BMP4/HH signaling loop. Oncotarget. 7 (6), 6916-6932 (2016).
  7. Coffman, L. G., et al. Ovarian carcinoma-associated mesenchymal stem cells arise from tissue-specific normal stroma. Stem Cells. 37 (2), 257-269 (2019).
  8. Spaeth, E. L., et al. Mesenchymal stem cell transition to tumor-associated fibroblasts contributes to fibrovascular network expansion and tumor progression. PLoS One. 4 (4), 4992(2009).
  9. Atiya, H., Frisbie, L., Pressimone, C., Coffman, L. Mesenchymal stem cells in the tumor microenvironment. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1234, 31-42 (2020).
  10. Magnotti, E., Marasco, W. A. The latest animal models of ovarian cancer for novel drug discovery. Expert Opinion on Drug Discovery. 13 (3), 249-257 (2018).
  11. Connolly, D. C., Hensley, H. H. Xenograft and transgenic mouse models of epithelial ovarian cancer and non-invasive imaging modalities to monitor ovarian tumor growth in situ: applications in evaluating novel therapeutic agents. Current Protocols in Pharmacology. 45 (1), 1-26 (2009).
  12. Sherman-Baust, C. A., et al. A genetically engineered ovarian cancer mouse model based on fallopian tube transformation mimics human high-grade serous carcinoma development. The Journal of Pathology. 233 (3), 228-237 (2014).
  13. McLean, K., et al. Human ovarian carcinoma-associated mesenchymal stem cells regulate cancer stem cells and tumorigenesis via altered BMP production. The Journal of Clinical Investigation. 121 (8), 3206-3219 (2011).
  14. Uphoff, C. C., Drexler, H. G. Comparative PCR analysis for detection of mycoplasma infections in continuous cell lines. In Vitro Cellular & Developmental Biology - Animal. 38 (2), 79-85 (2002).
  15. Nikfarjam, L., Farzaneh, P. Prevention and detection of Mycoplasma contamination in cell culture. Cell Journal. 13 (4), 203-212 (2012).
  16. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  17. Ullman-Cullere, M. H., Foltz, C. J. Body condition scoring: a rapid and accurate method for assessing health status in mice. Laboratory Animal Science. 49 (3), 319-323 (1999).
  18. Fan, H., et al. Epigenomic reprogramming toward mesenchymal-epithelial transition in ovarian-cancer-associated mesenchymal stem cells drives metastasis. Cell Reports. 33 (10), 108473(2020).

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Ristampe e permessi

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Progressione metastaticacellule staminali mesenchimali associate al carcinomamicroambiente stromalexenotrapianto derivato da pazienteimaging a bioluminescenzametastasi tumoraletopi NSG

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