È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Trasduzione transitoria delle forme strobilate di Echinococcus granulosus

3.2K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/62783

⸱

16 settembre 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Student Research Committee, School of Medicine, Kerman University of Medical Sciences, 2Research Center for Hydatid Disease in Iran, Kerman University of Medical Sciences, 3Department of Parasitology and Mycology, Faculty of Medicine, Kurdistan University of Medical Sciences, 4State Key Laboratory for Zoonotic Diseases, Key Laboratory of Zoonosis Research, Ministry of Education, Institute of Zoonosis, College of Veterinary Medicine, Jilin University

In questo articolo

Sommario

Descriviamo una tecnica di trasduzione rapida transitoria in diversi stadi di sviluppo di Echinococcus granulosus utilizzando vettori lentivirali di terza generazione.

Abstract

L'echinococcosi cistica o malattia idatide è una delle più importanti malattie parassitarie zoonotiche causate da Echinococcus granulosus, una piccola tenia ospitata nell'intestino dei canini. C'è un urgente bisogno di ricerca genetica applicata per comprendere i meccanismi di patogenesi e controllo e prevenzione delle malattie. Tuttavia, la mancanza di un efficace sistema di valutazione genica impedisce l'interpretazione diretta della genetica funzionale dei parassiti cestodi, compresa la specie Echinococcus . Il presente studio dimostra il potenziale della trasduzione transitoria del gene lentivirale nelle forme metacestolodiche e strobilate di E. granulosus. I protoscoleces (PSC) sono stati isolati dalle cisti idatide e trasferiti in specifici terreni di coltura bifasici per svilupparsi in vermi strobilati. I vermi sono stati trasfettati con lentivirus di terza generazione raccolti, insieme a cellule HEK293T come controllo del processo di trasduzione. Una fluorescenza pronunciata è stata rilevata nei vermi strobilati per 24 ore e 48 ore, indicando una trasduzione lentivirale transitoria in E. granulosus. Questo lavoro presenta il primo tentativo di trasduzione transitoria basata sul lentivirus nelle tenie e dimostra i risultati promettenti con potenziali implicazioni negli studi sperimentali sulla biologia dei vermi piatti.

Introduzione

L'echinococcosi cistica (CE) è una delle più importanti malattie da elminti causata da Echinococcus granulosus, una piccola tenia della famiglia Taeniidae 1,2. Sono stati condotti studi approfonditi sullo sviluppo immunodiagnostico e vaccinale per E. granulosus. Tuttavia, una conoscenza inadeguata delle basi molecolari della biologia dei parassiti pone importanti limitazioni nella diagnosi, gestione e prevenzione della malattia idatide 3,4,5,6.

Negli ultimi anni, a causa dello sviluppo del sequenziamento del genoma e dei metodi trascrittomici, una vasta gamma di studi molecolari è stata condotta sui platelminti da diversi gruppi di ricerca 7,8,9. Tuttavia, nel mondo dei parassiti, i progressi nella tecnologia di trasferimento genico nei vermi piatti parassiti sono ancora limitati rispetto ai metodi di trasduzione transitoria altamente riproducibili sviluppati per alcuni protozoi 10,11,12.

L'uso di sistemi di consegna virale è emerso come uno strumento essenziale per la consegna transgenica e le indagini geniche / proteiche negli ultimi due decenni13. Il lentivirus infetta sia le cellule in divisione che quelle non in divisione, rendendo così possibile infettare le cellule postmitotiche 14,15,16. Prove recenti indicano che l'utilizzo di un sistema di trasduzione basato su lentivirus nelle cellule di mammifero offre il potenziale per superare la maggior parte dei limiti delle precedenti tecniche di knock-in / knock-down. La progettazione e la costruzione di vettori lentivirali di espressione con marcatori molecolari appropriati, come l'espressione GFP, sono stati descritti in precedenza16. Pertanto, valutiamo la trasduzione transitoria lentivirale di un gene reporter GFP nei protoscoleces e nei vermi strobilati di E. granulosus.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Questo studio è stato approvato dal National Institute for Medical Research Development e dal Research Ethics Review Committee, n. 958680. I lentivirus sono classificati come organismi BSL-2; quindi, tutte le procedure di coltura di laboratorio in questo protocollo sono state eseguite utilizzando pratiche di laboratorio sterili e condotte sotto una cappa a flusso laminare secondo le linee guida NIH. La Figura 1 mostra una presentazione schematica del protocollo di studio per i diversi stadi di E. granulosus .

1. Raccolta di cisti idatidi

  1. Raccogli cisti idatidi epatiche da pecore naturalmente infette macellate regolarmente in un mattatoio.
  2. Sterilizzare completamente la superficie della cisti utilizzando una garza sterile e alcool al 70% prima di aspirare i protoscoleces (PSC).
  3. Aspirare 20-50 mL di liquido idatidico in tubi conici sterili da 50 mL.
  4. Dopo il drenaggio, asciugare la cisti con una lama affilata, trasferire lo strato germinale in un tubo conico sterile da 50 ml e agitarlo per un breve periodo (~ 2 min) per aumentare la raccolta di PSC. Trasferire lo strato germinale in un nuovo tubo da 1,5 ml per la caratterizzazione molecolare.
  5. Lavare i PSC 3-5x con soluzione salina tamponata con fosfato (PBS).
  6. Osservare i PSC in eosina allo 0,1% per 5 minuti per determinare la vitalità del PSC al microscopio ottico. Utilizzare PSC con almeno il 95% di vitalità per la cultura.
  7. Trattare il precipitato PSC con 2 mL di pepsina (2 mg/mL, pH 2) per 15-20 min.
  8. Per isolare i singoli PSC, risospese il sedimento PSC in PBS e passarlo attraverso due strati di garza sterile in un nuovo tubo conico sterile da 50 ml.
    NOTA: Calcolare la media di tre conteggi su 50 μL di sedimenti PSC utilizzando un microscopio ottico. Per le prove successive, utilizzare il valore stimato per determinare le PSC/μL. Ogni isolato di cisti idatidica deve essere caratterizzato sulla base di polimorfismi nucleotidici mediante metodi molecolari, come il sequenziamento PCR17 o l'analisi della curva di fusione ad alta risoluzione18.

2. Coltivazione bifasica di PSC di E. granulosus per ottenere vermi adulti

NOTA: le PSC isolate devono essere coltivate in condizioni sterili in un armadio a flusso laminare di classe II. Preparare separatamente le fasi solida e liquida del terreno di coltura bifasico prima di procedere ai passaggi successivi19.

  1. Preparare il terreno di coltura bifasico in modo che consista in due fasi.
    1. Per la fase solida, aggiungere 10 mL di siero bovino in un matraccio da 25 mL e lasciarlo coagulare a 76 °C per 20-30 min.
    2. Per la fase liquida (CMRL modificata), mescolare 100 mL di siero fetale di vitello inattivato dal calore (FCS), 36 mL di estratto di lievito al 5%, 5,6 mL di glucosio al 30% (in acqua distillata), 1,4 mL di bile di cane al 5% in PBS, tampone HEPES da 20 mM e 10 mM NaHCO3 in 260 mL di mezzo CMRL-1066. Infine, aggiungere penicillina (100 UI / mL) e streptomicina (100 mg / mL) alla miscela.
  2. Aggiungere 10 mL del mezzo di fase liquida a ciascun pallone di coltura di 25 cm2 .
  3. Aggiungere circa 5.000 PSC al matraccio di coltura e trasferire il matraccio all'incubatore a CO2 (37 °C, 5% CO2).
  4. Dopo 24-48 ore, trasferire gli sportelli unici in un nuovo matraccio con la fase solida (siero bovino) e aggiungere 1 mL dello stesso mezzo di fase liquido fresco per matraccio. Trasferire i palloni nell'incubatore a CO2 (37 °C, 5% CO2).
  5. Ogni 5-7 giorni, sostituire il mezzo con un mezzo di fase liquido fresco in base ai cambiamenti nel colore del terreno di coltura e alla proporzione stimata di PSC differenziati.
    NOTA: Le protoscoleces rispondono rapidamente ai cambiamenti ambientali dopo essere state coltivate e la maggior parte di esse subisce la differenziazione entro 2-3 settimane. A causa del consumo di sostanze nutritive e della crescita e dello sviluppo dei protoscoleces, il pH del terreno di coltura cambia e il suo colore si sposta verso l'arancione e il giallo.

3. Coltivazione monofasica di PSC di E. granulosus

  1. Assicurarsi che la coltivazione monofasica sia fatta 24-48 ore prima della trasduzione.
    1. Coltura ~ 5.000 PSC in un matraccio di colturadi 25 cm 2 con RPMI e siero bovino fetale al 10% (FBS).
    2. Trasferire i palloni nell'incubatore a CO2 (37 °C, 5% CO2) fino all'uso.

4. Coltura cellulare per la produzione e la preparazione del virus

NOTA: Le cellule del rene embrionale umano 293T (HEK293T) sono state ottenute per la produzione di vettori dal Pathology and Stem Cell Research Center, Kerman University of Medical Sciences.

  1. Trasferire 5 × 105 cellule HEK293T in un matraccio da25 cm 2 contenente 5 mL di DMEM con il 10% di FBS, 100 U/mL di penicillina e 100 μg/mL di streptomicina.
  2. Incubare le cellule HEK293T a 37 °C in 5% di CO2 e passarle nel terreno di coltura completo ogni 48 ore. Infine, utilizzare celle HEK293T a passaggio basso per la trasduzione20.

5. Produzione e preparazione del virus con i vettori lentivirali di terza generazione

NOTA: Il vettore di lentivirus pCDH513b (vettore di trasferimento) e PLPII, PLPI e PMD2G (vettori helper) sono stati utilizzati per esprimere il gene reporter GFP. Vedere la tabella dei materiali e la figura supplementare S1.

  1. Giorno 1:
    1. Dopo aver tripsinato le cellule HEK293T21 in piastre di coltura a 6 pozzetti, il seme 7 × 104 cellule per pozzetto con DMEM fresco privo di antibiotici contenente il 10% di FBS.
    2. Utilizzare cellule con una confluenza del 50%-60% per la trasduzione con il metodo del fosfato di calcio.
  2. Giorno 2:
    1. Sostituire il terreno di coltura cellulare 2-3 ore prima dell'esperimento con DMEM fresco privo di antibiotici contenente il 2% di FBS.
    2. In un tubo da 1,5 mL, mescolare i plasmidi lentivirali di terza generazione, tra cui 7 μg/μL pCDH513b (vettore di trasferimento), 4 μg/μL PLPII, 4 μg/μL PLPI e 2 μg/μL PMD2G (vettori helper).
    3. Aggiungere il tampone HEPES (0,28 M NaCl, 0,05 M HEPES e 1,5 mM Na2HPO4; intervallo di pH ottimale, 7,00-7,28) alla miscela per un volume di 422 μL.
    4. Aggiungere 16 μL di tampone Tris-EDTA (TE) all'1% alla miscela.
    5. Aggiungere 62 μL di cloruro di calcio da 2,5 mM ai tubi e mescolare bene.
    6. Aggiungere 500 μL di 2x soluzione salina tamponata con HEPES (HBS) alla miscela, goccia a goccia, entro 1-2 minuti utilizzando una pipetta Pasteur. Mescolare delicatamente fino ad ottenere una soluzione semi-opaca e incubare la miscela per 20 minuti a temperatura ambiente.
    7. Aggiungere lentamente il composto a ciascun piatto e distribuirlo con lenti movimenti circolari.
    8. Incubare le piastre a 37 °C in un incubatore a CO2 al 5% e sostituire il mezzo dopo 4-6 ore con DMEM privo di antibiotici contenente il 10% di FBS.
  3. Giorno 3:
    1. Confermare la trasduzione transitoria e la vitalità cellulare di successo utilizzando un microscopio a fluorescenza invertita.
  4. Giorno 4:
    1. Raccogliere i virus dal terreno di coltura raccogliendo il surnatante di ciascun pozzo e conservarli a -70 °C fino all'uso.
      NOTA: I lentivirus raccolti potrebbero essere concentrati e titolati per una trasfezione precisa22.

6. Trasduzione transitoria di diversi stadi di E. granulosus con il virus

  1. Giorno 1:
    1. Utilizzare una piastra di coltura a 12 pozzetti per il trasferimento genico. Coltura 5 × 103-5 × 104 celle HEK293T in triplice copia, con mezzo DMEM completo come riferimento interno.
    2. Cultura 150 PSC freschi in triplice copia in RPMI e 10% FBS.
    3. Coltura 30 vermi strobilati in triplice copia in DMEM contenente il 10% di FBS inattivato dal calore.
      NOTA: tutti i mezzi di trasduzione devono essere privi di antibiotici. Mantenere tre pozzi di controllo non trattati per celle HEK293T, PSC e vermi strobilati nel processo.
    4. Preparare una miscela di 1 × 106 virus con reagente di trasfezione da 4 μg/mL (vedere la Tabella dei materiali) per trasdurre le cellule HEK293T e le diverse fasi del worm.
    5. Aggiungere lentamente il composto a ciascun piatto e distribuirlo con lenti movimenti circolari. Incubare le piastre per 4-6 ore in un incubatore a CO2 (37 °C, 5% CO2). Sostituire il mezzo per ciascun campione con lo stesso terreno di coltura completo per ridurre al minimo gli effetti tossici del reagente di trasfezione.
  2. Giorno 2:
    1. Ripetere i passaggi 6.1.4-6.1.5 per aumentare l'efficienza della trasduzione transitoria per le celle HEK293T, i PSC e i vermi strobilati.
    2. Incubare tutte le piastre per 24-48 ore in un incubatore a CO2 con le stesse condizioni di coltura in base al tipo di mezzo cellulare.
  3. Giorno 3:
    1. Verificare se la trasduzione ha successo utilizzando la microscopia a fluorescenza.
      NOTA: Prendere in considerazione l'utilizzo di ulteriori test di conferma come PCR / qPCR20,23 o Western blotting24 tecniche nella procedura di trasferimento genico.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Qui, descriviamo una tecnica di trasduzione transitoria rapida ed efficiente in E. granulosus utilizzando vettori lentivirali di terza generazione. Abbiamo coltivato PSC in un terreno di coltura bifasico per ottenere vermi strobilati, come descritto in precedenza25,26. I protoscoleces si sviluppano in vermi strobilati dopo 6 settimane in vitro. Diversi stadi di E. granulosus sono stati osservati nel terreno di coltura bifasico, tra cui ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Comprendere le basi molecolari dei nematodi e la biologia di Platyhelminthes è fondamentale per comprendere la patogenicità dei parassiti zoonotici27. La mancanza di un efficace sistema di valutazione genica è un grosso ostacolo all'interpretazione diretta della genetica funzionale dei parassiti cestodi, tra cui la specie Echinococcus 12,27. Il presente studio dimostra l'eccellente potenziale del lentivirus nella trasduzione t...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno conflitti di interesse da divulgare.

Ringraziamenti

La ricerca riportata in questa pubblicazione è stata sostenuta dall'Elite Researcher Grant Committee con il numero di premio 958680 del National Institute for Medical Research Development (NIMAD), Teheran, Iran.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
piastre di coltura a 12 pozzettiSPL Life Sciences30012
pallone di coltura da 25 cm2SPL Life Sciences70325
piastre di coltura a 6 pozzettiSPL Life Sciences30006
Cloruro di calcioSigma-AldrichC4901-500GConcentrazione di lavoro: 2,5  mM
CMRL 1066 medioThermo Fisher Scientific11530037
CO2 incubatorememmertICO150
D-(+)-GlucosioSigma-AldrichG8270-1KG
DMEMLife Technology12100046
BileIsolato da un cane soppresso e sterilizzato da 0,2 μ m filtro siringa
Eosin YSigma-AldrichE4009-5Gpreparare lo 0,1% di Eosina per il test di esclusione
funzionante Siero fetale bovino (FBS)DNAbiotechDB9723-100mlInattivazione del calore  di  FBS (30 min in 40 ° C)
Siero fetale di vitello (FCS)DNAbiotechDB9724-100mlInattivazione termica  di  FCS (30 min in 40 ° C)
HEK293T celluleBONbiotechBN_0012.1.14Rene embrionale umano 293T
HEPES soluzione salina tamponata (HBS)Sigma-Aldrich51558-50ML2x concentrato
Microscopio a fluorescenza invertitaOLYMPUSIX51
PenicillinaSigma-AldrichP3032-10MUConcentrazione di lavoro: 100 UI/mL
PepsinaRoche10108057001Concentrazione di lavoro: 2 mg/mL, pH 2
Soluzione salina tamponata con fosfato (PBS)DNAbiotechDB0011Questo reagente si risolve in meno di 1 minuto in D.W
Polybrene (reagente di trasfezione)Sigma-AldrichTR-1003-G
RPMI mediumBioIdeaBI-1006-05
Bicarbonato di sodio (NaHCO3)Sigma-AldrichS5761-1KG
StreptomicinaSigma-AldrichS9137-25GConcentrazione di lavoro: 100 μ g/mL
Plasmide lentivirale di terza generazione (pCDH513b)SBI System Biosciences (BioCat GmbH)CD513B-1-SBIVettore di trasferimento (ottenuto commercialmente dal Dipartimento di Ricerca di Medicina Molecolare del Centro Accademico Iraniano per l'Istruzione, la Cultura e la Ricerca (ACECR), Mashhad, Iran)
Plasmide lentivirale di terza generazione (pLPI e pLPII)Invitrogen (Life Technologies)K4975-00Vettore helper (ottenuto commercialmente dal Dipartimento di Ricerca di Medicina Molecolare del Centro Accademico Iraniano per l'Educazione, la Cultura e la Ricerca (ACECR), Mashhad, Iran)
Plasmide lentivirale di terza generazione (pMD2G)AddgenePlasmid 12259Vettore helper (ottenuto commercialmente dal Dipartimento di Ricerca di Medicina Molecolare del Centro Accademico Iraniano per l'Istruzione, la Cultura e la Ricerca (ACECR), Mashhad, Iran)
Tris/EDTA Buffer (TE)DNAbiotechDB9713-100ml
TripsinaSigma-AldrichT9935-50MG1x soluzioni di lavoro (pH 7,4– 7.6)
di cane

Riferimenti

  1. Deplazes, P., et al. Global distribution of alveolar and cystic echinococcosis. Advances in Parasitology. 95, 315(2017).
  2. Borhani, M., et al. Echinococcoses in Iran, Turkey, and Pakistan: Old diseases in the new millennium. Clinical Microbiology Reviews. 34 (3), 0029020(2021).
  3. Eckert, J., Thompson, R. C. A. Historical aspects of echinococcosis. Advances in Parasitology. 95, 1-64 (2017).
  4. Romig, T., et al. Ecology and life cycle patterns of Echinococcus species. Advances in Parasitology. 95, 213(2017).
  5. Craig, P. S., Hegglin, D., Lightowlers, M. W., Torgerson, P. R., Wang, Q. Echinococcosis: control and prevention. Advances in Parasitology. 95, 55(2016).
  6. Deplazes, P., et al. Global distribution of alveolar and cystic echinococcosis. Advances in Parasitology. 95 (1), 315(2017).
  7. Tsai, I. I. J., et al. The genomes of four tapeworm species reveal adaptations to parasitism. Nature. 496 (7443), 57-63 (2013).
  8. Koziol, U., Brehm, K. Recent advances in Echinococcus genomics and stem cell research. Veterinary Parasitology. 213 (3-4), 92-102 (2015).
  9. Zheng, H., et al. The genome of the hydatid tapeworm Echinococcus granulosus. Nature Genetics. 45 (10), 1168-1175 (2013).
  10. Pérez-Victoria, J. M., Torres, A. P. T. C., Gamarro, F., Castanys, S. ABC transporters in the protozoan parasite Leishmania. International Microbiology. 4 (3), 159-166 (2001).
  11. Ehrenkaufer, G. M., Singh, U. Transient and stable transfection in the protozoan parasite Entamoeba invadens. Molecular and Biochemical Parasitology. 184 (1), 59-62 (2012).
  12. Moguel, B., Bobes, R. J., Carrero, J. C., Laclette, J. P. Transfection of Platyhelminthes. BioMed Research International. 2015, 206161(2015).
  13. Tang, Y., Garson, K., Li, L., Vanderhyden, B. C. Optimization of lentiviral vector production using polyethylenimine-mediated transfection. Oncology Letters. 9 (1), 55-62 (2015).
  14. Mann, V. H., Suttiprapa, S., Rinaldi, G., Brindley, P. J. Establishing transgenic schistosomes. PLoS Neglected Tropical Diseases. 5 (8), 1230(2011).
  15. Balcaitis, S., Weinstein, J. R., Li, S., Chamberlain, J. S., Möller, T. Lentiviral transduction of microglial cells. Glia. 50 (1), 48-55 (2005).
  16. Sastry, L., Johnson, T., Hobson, M. J., Smucker, B., Cornetta, K. Titering lentiviral vectors: comparison of DNA, RNA and marker expression methods. Gene Therapy. 9 (17), 1155-1162 (2002).
  17. Bowles, J., Blair, D., McManus, D. P. Genetic variants within the genus Echinococcus identified by mitochondrial DNA sequencing. Molecular and Biochemical Parasitology. 54 (2), 165-173 (1992).
  18. Rostami, S., et al. High resolution melting technique for molecular epidemiological studies of cystic echinococcosis: differentiating G1, G3, and G6 genotypes of Echinococcus granulosus sensu lato. Parasitology Research. 112 (10), 3441-3447 (2013).
  19. Mousavi, S. M., et al. Biological and morphological consequences of dsRNA-induced suppression of tetraspanin mRNA in developmental stages of Echinococcus granulosus. Parasites and Vectors. 13 (1), 190(2020).
  20. Afgar, A., et al. MiR-339 and especially miR-766 reactivate the expression of tumor suppressor genes in colorectal cancer cell lines through DNA methyltransferase 3B gene inhibition. Cancer Biology & Therapy. 17 (11), 1126-1138 (2016).
  21. Ricardo, R., Phelan, K. Trypsinizing and subculturing mammalian cells. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (16), e755(2008).
  22. Wang, X., McManus, M. Lentivirus production. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (32), e1499(2009).
  23. Li, M., Husic, N., Lin, Y., Snider, B. J. Production of lentiviral vectors for transducing cells from the central nervous system. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (63), e4031(2012).
  24. Eslami, A., Lujan, J. Western blotting: sample preparation to detection. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (44), e2359(2010).
  25. Dezaki, E. S., et al. Comparison of ex vivo harvested and in vitro cultured materials from Echinococcus granulosus by measuring expression levels of five genes putatively involved in the development and maturation of adult worms. Parasitology Research. 115 (11), 4405-4416 (2016).
  26. Mousavi, S. M., et al. Calmodulin-specific small interfering RNA induces consistent expression suppression and morphological changes in Echinococcus granulosus. Scientific Reports. 9 (1), 1-9 (2019).
  27. Aboobaker, A. A., Blaxter, M. L. Functional genomics for parasitic nematodes and platyhelminths. Trends in Parasitology. 20 (4), 178-184 (2004).
  28. Elegheert, J., et al. Lentiviral transduction of mammalian cells for fast, scalable and high-level production of soluble and membrane proteins. Nature Protocols. 13 (12), 2991(2018).
  29. Mizukami, C., et al. Gene silencing in Echinococcus multilocularis protoscoleces using RNA interference. Parasitology International. 59 (4), 647-652 (2010).
  30. Thompson, R. C. A., Jenkins, D. J. Echinococcus as a model system: biology and epidemiology. International Journal for Parasitology. 44 (12), 865-877 (2014).
  31. Thompson, R. C. A. Biology and systematics of Echinococcus. Advances in Parasitology. Thompson, R. C. A., Deplazes, P., Lymbery, A. J. 95, 65-109 (2017).
  32. Brehm, K., Koziol, U. Echinococcus-host interactions at cellular and molecular levels. Advances in Parasitology. 95, 147-212 (2017).
  33. Moguel, B., et al. Transient transgenesis of the tapeworm Taenia crassiceps. SpringerPlus. 4, 496(2015).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Esplora altri articoli

Vettori lentiviralivermi strobilatiidatidosiisolamento dei protoscolicicoltura bifasicatrasferimento genicomicroscopia a fluorescenzagenetica dei tenie
Trasduzione transitoria delle forme strobilate di Echinococcus granulosus
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.