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Articolo metodologico

Preparazione di doppi strati lipidici supportati da perline per studiare la produzione di particolato delle sinapsi immunitarie delle cellule T

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DOI:

10.3791/63130

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1 aprile 2022

 , 
1Kennedy Institute of Rheumatology, Nuffield Department of Orthopaedics, Rheumatology and Musculoskeletal Sciences, The University of Oxford

In questo articolo

Sommario

Qui presentiamo il protocollo per la ricostituzione graduale di cellule sintetiche che presentano antigene utilizzando Bead-Supported Lipid Bilayers e il loro uso per interrogare l'output sinaptico dalle cellule T attivate.

Abstract

Le cellule che presentano l'antigene (APC) presentano tre segnali attivanti alle cellule T impegnate nel contatto fisico: 1) antigene, 2) costimolazione/corepressione e 3) citochine solubili. Le cellule T rilasciano due tipi di particelle effettrici in risposta all'attivazione: vescicole trans-sinaptiche (tSV) e particelle di attacco supramolecolare, che trasferiscono rispettivamente messaggeri intercellulari e mediano la citotossicità. Queste entità vengono rapidamente interiorizzate da APC impegnate in contatto fisico con le cellule T, rendendo la loro caratterizzazione scoraggiante. Questo documento presenta il protocollo per fabbricare e utilizzare i BSLB lipidici supportati da perline come mimetici delle cellule che presentano l'antigene (APC) per catturare e analizzare queste particelle trans-sinaptiche. Vengono inoltre descritti i protocolli per le misurazioni assolute delle densità proteiche sulle superfici cellulari, la ricostituzione dei BSLB con tali livelli fisiologici e la procedura di citometria a flusso per il monitoraggio del rilascio di particelle sinaptiche da parte delle cellule T. Questo protocollo può essere adattato per studiare gli effetti di singole proteine, miscele di ligandi complessi, determinanti di virulenza patogena e farmaci sulla produzione effettrice delle cellule T, comprese le cellule T helper, i linfociti T citotossici, le cellule T regolatorie e le cellule T che esprimono il recettore dell'antigene chimerico (CART).

Introduzione

La sinapsi immunologica (IS) è una struttura molecolare cardine formata all'interfaccia di cellule impegnate nel contatto fisico che facilita lo scambio regolato di informazioni juxtracrine. Diversi IS sono stati descritti in letteratura e un numero crescente di prove suggerisce che questi hub molecolari sono una caratteristica conservata delle reti cellulari. Varie cellule immunitarie, tra cui cellule B, cellule natural killer, cellule dendritiche, macrofagi e cellule T, si scambiano informazioni attraverso l'assemblaggio di contatti di breve durata1. Studi multiomici stanno facendo progredire la comprensione di nuovi sottoinsiemi di leucociti e cellule stromali che guidano reti cellulari patogene ed esprimono proteine di superficie con funzioni sconosciute. Come APC sintetici, i BSLB consentono lo studio diretto del ruolo funzionale delle singole proteine nell'integrazione dei segnali attivanti, vale a dire antigeni e costimolazione/corepressione, da parte delle cellule T e il conseguente rilascio di particelle effettrici denominate segnale quattro.

Questo documento descrive i protocolli e i punti tecnici critici da considerare durante l'utilizzo dei BSLB per imitare la composizione superficiale degli APC modello. I protocolli per la misurazione quantitativa dei recettori immunitari e di altre proteine di superficie sulle APC sono presentati insieme al protocollo per la ricostituzione di APC sintetici contenenti queste quantità misurate. Quindi, i passaggi necessari per la coculturazione delle cellule T e BSLB vengono presentati insieme al protocollo per la misurazione quantitativa del trasferimento di particelle trans-sinaptiche utilizzando la citometria a flusso. Più sorprendentemente, i BSLB facilitano lo studio di una popolazione di TSV derivati dalla membrana plasmatica chiamati ectosomi sinaptici (SE). Le SE arricchite con recettore dell'antigene delle cellule T (TCR+) vengono eliminate in risposta all'attivazione del TCR2 e catturate in modo efficiente dai BSLB3, rappresentando un'eccellente lettura per valutare le proprietà agonistiche degli antigeni e la composizione della membrana modellata. Gli esosomi CD63+ e le particelle di attacco supramolecolare (SMAP) vengono anche rilasciati dalle cellule T stimolate e catturati dai BSLB. Possono essere utilizzati come letture aggiuntive dell'attivazione e della conseguente secrezione di granuli esocitici e litici da parte delle cellule T. La mobilizzazione delle vescicole esocitiche al polo interagente della cellula T facilita anche il rilascio direzionale di citochine, come IL-2, IFN-γ e IL-10 in risposta all'attivazione4,5,6,7,8. Sebbene le citochine rilasciate dalle cellule T possano essere rilevate anche sui BSLB, uno studio più dedicato è attualmente in fase di sviluppo per convalidare l'analisi quantitativa del rilascio di citochine nella sinapsi immunologica.

Per interrogarsi su come specifiche composizioni di membrana influenzano l'output sinaptico delle cellule T è necessario definire la densità fisiologica della componente della membrana bersaglio. Le quantificazioni basate sulla citometria a flusso delle proteine di superficie cellulare sono un passo essenziale in questo protocollo e richiedono: 1) l'uso di anticorpi con un numero noto di fluorocromi per anticorpo (F / P) e 2) perline di riferimento che forniscono un riferimento standard per l'interpolazione di molecole di fluorocromo da intensità medie di fluorescenza misurate (MFI).

Questi standard di riferimento sono costituiti da cinque popolazioni di perline, ciascuna contenente un numero crescente di fluorocromi solubili equivalenti (MESF), che coprono la gamma dinamica di rilevamento arbitrario della fluorescenza. Queste popolazioni standard producono picchi di fluorescenza discreti, facilitando la conversione di unità di fluorescenza arbitrarie in MESF mediante semplice regressione lineare. I MESF risultanti vengono quindi utilizzati insieme ai valori degli anticorpi F / P per calcolare il numero medio di molecole legate per cellula (o BSLB nelle fasi successive). L'applicazione di aree di superficie cellulare stimate al numero medio di molecole rilevate consente quindi il calcolo delle densità fisiologiche come molecole/μm2. Questo protocollo di quantificazione può anche essere adattato alla misurazione delle densità proteiche sulle cellule T e alla ricostituzione biochimica delle composizioni di membrana che mediano la formazione di sinapsi omotipiche delle cellule T (cioè le sinapsi T-T9). Se necessario, la valenza del legame anticorpale può essere ulteriormente stimata utilizzando bersagli ricombinanti etichettati con un numero noto di fluorocromi per molecola. Quindi, la valenza legante gli anticorpi può essere calcolata per la stessa popolazione BSLB confrontando contemporaneamente il numero di proteine fluorescenti legate e gli anticorpi di quantificazione (utilizzando due diversi fluorocromi di quantificazione e standard MESF).

La ricostituzione delle membrane APC richiede l'assemblaggio di doppi strati lipidici supportati (SLB) su perle di silice1. Gli stock di liposomi contenenti diverse specie di fosfolipidi possono essere sfruttati per formare una matrice lipidico-bistrato versatile, consentendo l'ancoraggio di proteine ricombinanti con una diversa chimica di legame (la preparazione dei liposomi è dettagliata in 10). Una volta definita la densità fisiologica (o densità) del ligando pertinente "sulle cellule", lo stesso protocollo di citometria a flusso viene adattato per stimare la concentrazione di proteina ricombinante necessaria per rivestire i BSLB con la densità fisiologica target. Due diversi sistemi di ancoraggio possono essere utilizzati in combinazione o separatamente.

In primo luogo, SLB contenente un ultimo 12,5 mol% di fosfolipidi contenenti Ni2+ è sufficiente a fornire circa 10.000 siti di legame His-tag per micron quadrato10 e funziona bene per decorare BSLB con la maggior parte delle proteine disponibili in commercio le cui densità fisiologiche non superano questa capacità di carico massima. Il secondo sistema di carico sfrutta i fosfolipidi contenenti biotina (come mol%) per caricare i biotinilati anti-CD3e Fab (o monomeri HLA / MHC) tramite ponti di streptavidina. La combinazione di questi due metodi di decorazione BSLB consente quindi la personalizzazione flessibile dei BSLB come APC sintetici. Per composizioni superficiali APC altamente complesse, il mol% di fosfolipidi e proteine può essere aumentato per caricare tutte le proteine richieste dalla domanda in questione. Una volta definite le concentrazioni di lavoro delle proteine e il mol% dei fosfolipidi biotinilati, i BSLB possono essere assemblati per interrogare l'output sinaptico delle cellule T con citometria a flusso multiparametrica.

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Protocollo

1. Misurazione delle densità proteiche di superficie cellulare con citometria quantitativa a flusso

  1. Preparare il tampone citometrico a flusso umano filtrato (hFCB) filtrato da 0,22 μm aggiungendo EDTA (a una concentrazione finale di 2 mM) e siero AB umano (a un 10%) finale a soluzione salina sterile tamponata con fosfato (PBS), pH 7,4 (vedere Tabella 1). Filtrare la soluzione utilizzando un'unità filtrante dei pori da 0,22 μm per rimuovere le impurità sieriche e conservare a 4 °C.
  2. Recuperare le cellule e sedimentarle per centrifugazione a 300 × g per 5 minuti a temperatura ambiente (RT).
  3. Lavare le cellule due volte con PBS. In ogni fase di lavaggio, risospesere le celle in PBS al volume originale (prima della centrifugazione) e ruotare a 300 × g per 5 minuti a RT.
  4. Conta le sospensioni cellulari macchiate di tripano blu in un emocitometro11. In alternativa, contare le celle utilizzando l'esclusione di corrente elettrica. Per quest'ultimo, seguire le istruzioni del produttore CASY-TT (vedere la Tabella dei materiali).
    NOTA: il contatore di celle CASY-TT consente di determinare la percentuale di cellule vitali, la dimensione della cella e il volume della cella.
  5. Calcolare il volume di PBS contenente 1:1.000 diluizione del colorante di vitalità fissabile eFluor 780 o simile (vedere la tabella dei materiali) necessario per risospese le celle a una concentrazione di colorazione di 107 cellule / mL.
  6. Risospese le cellule utilizzando la soluzione di colorante di vitalità-PBS e incubare sul ghiaccio per 30 minuti.
  7. Rimuovere il colorante di vitalità aggiungendo un volume di hFCB ghiacciato. Girare a 300 × g per 5 minuti a 4 °C.
    NOTA: D'ora in poi, mantenere la catena del freddo ininterrotta.
  8. Lavare le cellule con hFCB contenente 1:50 diluizione della soluzione di blocco del recettore Fc (vedere la tabella dei materiali). Portare il volume a una concentrazione finale di 107 cellule / mL e incubare per altri 15 minuti per ottenere un efficiente blocco FcgR.
  9. Distribuire 100 μL della sospensione cellulare (cioè 106 celle) per pozzetto di una piastra a 96 pozzetti con fondo a U o a V. Tenere le celle sul ghiaccio e al riparo dalla luce (coprire con foglio di alluminio).
  10. Preparare un mix principale di anticorpi in hFCB definendo le concentrazioni ottimali di anticorpi per ciascun anticorpo coniugato con fluorocromo e, soprattutto, per quegli anticorpi utilizzati per determinare le densità proteiche di superficie. Ad esempio, per la quantificazione dell'espressione di ICAM-1 sulle popolazioni di cellule tonsillari, come mostrato nella Figura 1, preparare una miscela contenente 1:200 diluizioni di anti-CD4, anti-CD19 e anti-CXCR5 insieme a concentrazioni saturanti di un anticorpo anti-ICAM-1 con fluorocromi AF647 noti per anticorpo (cioè 10 μg / mL, che è stato definito da esperimenti di titolazione degli anticorpi indipendenti).
  11. Come controlli aggiuntivi, preparare una miscela principale di anticorpi contenente i controlli dell'isotipo anticorpale pertinente (alle stesse concentrazioni efficaci delle loro controparti coniugate con gli stessi fluorocromi per la sottrazione di fondo), cioè utilizzare 10 μg / mL di un pertinente controllo isotipico AF647.
    NOTA: nell'esempio precedente, tale controllo isotipico viene utilizzato per sottrarre la fluorescenza di fondo dal vero segnale ICAM-1 sulle cellule.
  12. Quando si quantificano le densità proteiche su sottoinsiemi cellulari presenti a basse frequenze all'interno dei tessuti, preparare controlli di fluorescenza meno uno (FMO) contenenti tutti gli anticorpi di colorazione ad eccezione dei marcatori di interesse (vedere ulteriori dettagli in 12).
  13. Abbassare la piastra a 96 pozzetti contenente le cellule a 300 × g per 5 minuti a 4 °C, scartare il surnatante e risospese le cellule in 50 μL del mix principale di anticorpi di quantificazione o del mix master di anticorpi isotipo.
  14. Incubare le celle per almeno 30 minuti a 4 °C e 400 giri/min utilizzando uno shaker a piastre. Proteggere le piastre dalla luce (coprire con un foglio di alluminio).
  15. Lavare le celle tre volte utilizzando hFCB e centrifugare a 300 × g per 5 minuti a 4 °C.
  16. Risospesso il pellet cellulare utilizzando 200 μL di PBS (cioè, ad una concentrazione finale di 5 × 106 celle / mL).
  17. Per l'acquisizione:
    1. Se si utilizza un caricatore BD FACS standard, trasferire i campioni in tubi a fondo tondo da 5 ml di polistirene (vedere la tabella dei materiali).
    2. Se si utilizzano campionatori ad alta produttività (HTS, noti anche come lettori di piastre), procedere immediatamente al passaggio 1.19.
  18. Prima di procedere con l'acquisizione dei dati per gli standard MESF, verificare i limiti massimi di linearità dell'intensità di fluorescenza e minimi per i canali di quantificazione.
  19. Prima della compensazione, acquisire i dati per gli standard MESF, assicurando che sia le popolazioni più deboli che quelle più luminose rientrino nell'intervallo lineare di misurazione.
  20. Acquisire i campioni di compensazione. Mantenere invariati i valori di tensione del tubo fotomoltiplicatore (PMT) per i canali di quantificazione per preservare la gamma dinamica di rilevamento. Eseguire lievi regolazioni della tensione PMT di altri canali prima di calcolare le matrici di compensazione.
  21. Calcola e applica un risarcimento.
  22. Acquisire e salvare un minimo di 2 × 104 perline MESF totali per ciascuno dei canali di quantificazione.
  23. Selezionare la popolazione di singole celle in base alle loro aree di diffusione della luce laterale e in avanti (SSC-A e FSC-A, rispettivamente, come mostrato nella Figura 1A (i)), seguita dalla selezione degli eventi all'interno del continuum temporale (Figura 1A (ii)) e basso per il tempo di volo (W) sia in FSC che in SSC rispetto alle loro altezze (ad esempio, FSC-W/FSC-H, seguito da SSC-W/SSC-H gating come mostrato nella Figura 1A (iii) e (iv), rispettivamente). Definire un gate finale a singolo evento contenente eventi con distribuzione proporzionale FSC-A rispetto a FSC-H (Figura 1A (v)).
  24. Acquisire campioni di controllo (controlli con etichetta isotipo e FMO).
  25. Acquisire campioni e registrare fino a quando non sono state acquisite almeno 10.000 cellule bersaglio.
    NOTA: la robusta determinazione delle densità molecolari medie richiede l'analisi di diversi donatori attraverso esperimenti indipendenti. Ciò è fondamentale quando si analizzano sottoinsiemi cellulari trovati a frequenze ridotte o derivati da materiale biologico scarso (ad esempio, da biopsie di tessuti umani).
  26. Lavare il citometro per 5 minuti con una soluzione detergente FACS seguita da 5 minuti di acqua ultrapura prima di spegnere lo strumento. Se si utilizza HTS, seguire le opzioni nella scheda HTS e Clean Plate program.
    NOTA: per ridurre il riporto da campione a campione, attivare le opzioni di lavaggio a filo sit (campionatore) o ad alta produttività , che laveranno automaticamente il citometro tra provette o pozzetti. Prima di iniziare l'acquisizione, eseguire acqua ultrapura per 10 minuti ad una portata elevata per rimuovere eventuali contaminanti biologici non lavati dalla linea di campionamento del citometro.
  27. Esportare i file FCS (Flow Cytometry Standard).

2. Analisi di regressione dell'intensità di fluorescenza media (o mediana) (IFM) sovracorrettata (IFM) meSF

  1. Aprire il software di analisi della citometria a flusso e caricare i file FCS dell'esperimento. Selezionare la popolazione di perline in base alle loro aree di diffusione della luce laterale e in avanti (SSC-A rispetto a FSC-A), come mostrato nella Figura 1A (i).
  2. Controllare la qualità dei dati controllando la distribuzione dei singoli eventi nel tempo, come indicato al punto 1.24.
    NOTA: le bolle creano lacune nella distribuzione degli eventi nel tempo; questo appare in genere all'inizio dell'acquisizione utilizzando l'HTS. Evitare di selezionare eventi che fiancheggiano lacune nel tempo di acquisizione in quanto questi aggiungono errori di misurazione dovuti ad aberrazioni ottiche.
  3. Concentrati sui singoli eventi.
    1. Cellule
      1. Identificare prima le singole celle in base alla loro distribuzione SSC-A e FSC-A (Figura 1A (i)), seguita da eventi bassi per W nelle porte sequenziali FSC-W/FSC-H (singlets-1, Pannello Figura 1A (iii)) e SSC-W/SSC-H (singlets-2; Figura 1Un pannello (iv)). Definire un gate singlets-3 aggiuntivo selezionando eventi con FSC-A e FSC-H proporzionali (Figura 1A, pannello (v)). Infine, identificare le cellule vive come quelle negative per il colorante di vitalità fissabile.
    2. Perline MESF
      1. Seguire la stessa discriminazione da singoletti-1 a singoletti-3 come nel passaggio 2.3.1.1 (Figura 1B, pannelli da (i) a (v)). Identificare ciascuna delle popolazioni MESF (in bianco, 1, 2, 3 e 4) in base ai loro livelli di intensità di fluorescenza (vedere Figura 1B, pannello (vi)).
  4. Estrarre l'IFM delle frazioni MESF in bianco e da 1 a 4.
  5. Generare valori MFI corretti (cMFI) per le frazioni MESF da 1 a 4 sottraendo le IFM della popolazione di perline vuote da ciascuna frazione.
  6. Calcola la linea di migliore adattamento per la relazione tra cMFI e i valori MESF forniti dal fornitore (variabile indipendente, essendo frazione vuota uguale a zero).
  7. Estrarre la pendenza (b nell'equazione sottostante) della regressione lineare di MESF su cMFI (il pannello Figura 1B (viii) mostra una regressione in cui y = a + bx; con a = 0).
  8. Estrarre le intensità di fluorescenza mediana (per le distribuzioni di fluorescenza bimodale) o media (per le distribuzioni di fluorescenza normali o log-normali) dalle popolazioni di interesse (cellule TFH e B nel pannello Figura 1A (vii)).
  9. Come nei passaggi 2.5-2.7, estrarre i valori MFI dalle celle di controllo marcate con isotipo.
  10. Se l'F/P dei controlli isotipici è lo stesso degli anticorpi di quantificazione, correggere le IFM delle cellule colorate sottraendo le IFM dalle cellule marcate con isotipo.
  11. Se l'F/P degli isotipi differisce da quelli degli anticorpi di quantificazione, estrarre il MESF dagli isotipi dividendo le IFM delle cellule marcate con isotipo con la pendenza calcolata nel punto 2.7. Sottrarre l'isotipo MESF dalla quantificazione MESF prima di stimare gli anticorpi di quantificazione legati.
  12. Dividere il MESF per l'F/P degli anticorpi di quantificazione per stimare il numero di molecole legate per cellula (Molec. come mostrato nel diagramma di flusso della Figura 1C).
  13. Dividere il numero di molecole legate con la superficie cellulare stimata (CSA (μm2)) per estrarre la densità delle proteine come molec./μm2 (Figura 1C). Fare riferimento alla sezione dei risultati rappresentativi per maggiori dettagli.

3. Specie di fosfolipidi funzionali da utilizzare nella calibrazione delle proteine che rivestono BSLB

  1. Utilizzare 0,4 mM DOPC (1,2-dioleoil-sn-glicero-3-fosfocolina) come componente principale della matrice lipidica che forma il doppio strato lipidico supportato. Diluire tutte le altre specie lipidiche in questa soluzione DOPC.
  2. Utilizzare tra lo 0,2 e l'1 mol% di 0,4 mM di DOPE (1,2-Dioleoil-sn-glicero-3-fosfoetanolammina) coniugato a coloranti, inclusi ATTO 390, 488 o 565 (vedere la Tabella dei materiali), per generare BSLB con fluorescenza intrinseca.
    NOTA: La fluorescenza intrinseca dei BSLB facilita l'identificazione di singoli BSLB e singole cellule negli esperimenti di trasferimento sinaptico.
  3. Utilizzare il 12,5 mol% di 0,4 mM DGS-NTA(Ni) (1,2-dioleoil-sn-glicero-3-[(N-(5-ammino-1-carbossipentil) acido iminodiacetico) succinil]) per ancorare le proteine his-tagged. Mantenere costante la mol% di DGS-NTA(Ni) ed eseguire titolazioni 2 volte delle proteine His-tagged a partire da 100 nM come la concentrazione più alta. Lasciare una condizione senza proteine come controllo negativo per le quantificazioni assolute.
    NOTA: i segnali accessori e le molecole di adesione, come ICAM-1, sono progettati con un tag 12-His per aumentare l'affinità della proteina per DGS-NTA(Ni).
  4. Utilizzare Biotinyl Cap PE (1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-(cap biotinyl)) per ancorare proteine biotinilate tramite ponti biotina-streptavidina-biotina. Utilizzare una titolazione seriale 5 volte di 0,4 mM Biotinyl Cap PE che copre tra il 10 mol% e lo 0 mol% (come controllo negativo). Mantenere costante la concentrazione di streptavidina e proteine biotinilate (200 nM) sia negli esperimenti di calibrazione che nella ricostituzione di APC sintetici per esperimenti di trasferimento sinaptico.
    NOTA: Le analisi di regressione delle densità empiriche di proteine biotinilate rispetto al mol% finale di Biotinyl Cap PE nella matrice lipidica (contenente anche DGS-NTA(Ni) per ancorare le proteine His-tagged) definiranno il mol% da utilizzare per ricostituire le densità bersaglio dell'antigene.

4. Preparazione di soluzione salina tamponata HEPES integrata contenente l'1% di albumina sierica

NOTA: nelle fasi di lavaggio e carico proteico dei BSLB (Tabella 1) è necessaria una soluzione salina tamponata con HEPES integrata contenente l'1% di albumina sierica umana (HBS/HSA) o l'1% di albumina sierica bovina (HBS/BSA). Preparare una soluzione stock HBS 10x e il buffer di lavoro il più fresco possibile; conservare in frigorifero e utilizzare entro un mese. Mentre BSA è un'alternativa più economica all'HSA, fornisce un blocco efficiente dei lipidi ni-chelanti13 ed è raccomandato per esperimenti ad alto rendimento.

  1. Preparare una soluzione tampone 10x di HBS integrato contenente 200 mM HEPES, 7 mM Na2HPO4, 1400 mM NaCl, 50 mM KCl, 60 mM glucosio, 10 mM CaCl2 e 20 mM MgCl2.
    NOTA: La dissoluzione di MgCl2 è altamente esotermica e un rischio di ustioni. Aggiungere questo sale lentamente e su un grande volume di solvente. Evitare di preparare soluzioni concentrate (cioè 1 M) di questi sali in quanto tendono a precipitare nel tempo, rendendo difficile la loro precisa aggiunta al tampone di lavoro.
  2. Filtrare la soluzione 10x utilizzando un'unità filtrante da 0,22 μm e mantenerla sterile a 4 °C.
  3. Per 500 mL di HBS/ha, prendere 50 mL della soluzione HBS 10x integrata, regolare il pH a 7,4 se necessario e portare il volume a 483,4 mL con acqua ultrapura.
  4. Aggiungere 16,6 mL di soluzione HSA al 30% ai 483,4 mL di HBS, pH 7,4.
  5. Per 500 mL di HBS/BSA, sciogliere 5 g di BSA in HBS e incubare a 37 °C per 30 min. Quindi, mescolare delicatamente a RT invertendo periodicamente il flacone fino a quando non ci sono cristalli proteici o grumi visibili.
  6. Filtrare la soluzione risultante dal punto 4.5 utilizzando un'unità filtrante da 0,22 μm (vedere la Tabella dei materiali) e conservarla a 4 °C.

5. Calibrazioni della densità proteica sui BSLB

  1. Prima di prendere le perle di silice non funzionalizzate da 5,00 ± 0,05 μm di diametro, mescolare bene la soluzione madre e risospese eventuali grandi ciuffi di perline sedimentate sul fondo dei palloni.
    NOTA: le perle di silice tendono a sedimentarsi rapidamente, il che potrebbe portare a errori di conteggio. Mescolare vigorosamente pipettando su e giù metà del volume massimo di una micropipetta P1000.
  2. Diluire 1 μL di soluzione di perline in 1.000 μL di PBS, contare le perline usando una camera emocitometrica e calcolare la loro concentrazione per mL.
    NOTA: la colorazione blu Trypan non è necessaria per visualizzare le perle di silice.
  3. Calcolare il volume di perle di silice necessarie per 5 × 105 BSLB finali per punto della titolazione.
  4. Trasferire il volume richiesto di perline di silice in un tubo microcentrifuga sterile da 1,5 ml.
  5. Lavare le perle di silice tre volte con 1 mL di PBS sterile, centrifugare le perline per 15 s su una microcentrifuga da banco a RT (a regime fisso).
    NOTA: Quando si rimuove la soluzione di lavaggio, evitare di disturbare il pellet di perline. Una piccola colonna tampone non influenzerà la diffusione dei liposomi che compongono il mix master di liposomi in quanto questi sono anche in PBS.
  6. Preparare tre volumi del mix master di liposomi per assemblare il BSLB sulle perle di silice lavate (ad esempio, se il volume totale iniziale di perle di silice è di 20 μL, preparare un minimo di 60 μL del mix master di liposomi).
  7. Per le titolazioni di Biotinyl Cap PE mol%
    1. Preparare le miscele lipidiche contenenti diluizioni 5 volte di Biotinyl Cap PE.
      1. Diluire il Biotinyl Cap PE mol% da 0,4 mM in una matrice DOPC al 100%.
      2. Mescolare ogni punto di titolazione di Biotinyl Cap PE mol% con un rapporto 1:1 (vol:vol) con una soluzione di 0,4 mM 25% DGS-NTA(Ni) in modo tale che un ultimo 12,5 mol% di lipidi contenenti Ni sia presente in tutte le titolazioni.
        NOTA: Il 12,5 mol% (vol:vol%) dei lipidi contenenti Ni rappresenta la composizione lipidica mista dei BSLB su cui le proteine His-tagged possono anche essere testate in calibrazioni parallele. Ad esempio, poiché tutti gli stock di liposomi sono preparati alla stessa concentrazione molare, per raggiungere la miscela mol% target in 200 μL di miscela finale di liposomi, è sufficiente mescolare 100 μL del 25 mol% di DGS-NTA contenente Ni con 100 μL di DOPC al 100 mol%.
    2. Trasferire 5 × 105 perle di silice lavate in tubi microcentrifuga da 1,5 mL, in modo tale che un punto di titolazione di Biotinyl Cap PE mol% sia assemblato per tubo.
    3. Aggiungere le miscele master di titolazione Biotinyl Cap PE mol% alle perle di silice lavate e mescolare delicatamente tubando su e giù metà del volume totale. Evitare di formare bolle, che in eccesso distruggono il doppio strato lipidico.
    4. Aggiungere il gas Argon (o Azoto) sul tubo contenente i BSLB ora in formazione per spostare l'aria e proteggere i lipidi dall'ossidazione durante la miscelazione.
    5. Aggiungere Argon alle scorte lipidiche 0,4 mM prima dello stoccaggio e manipolare utilizzando una tecnica sterile.
      NOTA: Collegare un piccolo tubo alla bombola di gas Argon/Azoto. Prima di aggiungere gas ai tubi, regolare il regolatore della bombola del gas in modo che la pressione non sia impostata su un livello superiore a 2 psi. Collegare una punta di pipetta sterile al tubo di uscita per dirigere il flusso di gas all'interno del liposoma per 5 s e chiudere rapidamente il coperchio. Nel caso di scorte lipidiche, sigillare il coperchio del tubo con un film di paraffina prima di conservarlo a 4 °C.
    6. Spostare i BSLB su un miscelatore da laboratorio verticale ad angolo variabile (vedere la Tabella dei materiali) e mescolare per 30 minuti a RT utilizzando una miscelazione orbitale di 10 giri / min.
      NOTA: Questo passaggio impedirà la sedimentazione delle perline durante la formazione del doppio strato lipidico supportato.
    7. Abbassare le perline centrifugando per 15 s a RT su una minicentrifuga da banco, quindi lavare tre volte con 1 mL di HBS / HSA (BSA) per rimuovere i liposomi in eccesso.
    8. Blocca i BSLB formati aggiungendo 1 mL di caseina al 5% o BSA al 5% contenente 100 μM di NiSO4 per saturare i siti NTA e 200 nM di streptavidina per rivestire uniformemente tutti i siti di ancoraggio della biotina sui BSLB. Mescolare delicatamente pipettando su e giù metà del volume totale e incubare nel miscelatore verticale per non più di 20 minuti a RT e 10 giri / min.
    9. Abbassare i BSLB centrifugando per 15 s a RT su una minicentrifuga da banco e quindi lavare tre volte con 1 mL di tampone HBS/HSA (BSA).
      NOTA: Tenere le perline lavate verticalmente con un piccolo volume di tampone di lavaggio che copre i BSLB. Evitare la disidratazione dei BSLB poiché l'aria distruggerà il doppio strato lipidico.
  8. Per la titolazione di proteine marcate con His sul 12,5 mol% di BSLB contenenti NTA DGS(Ni)
    1. Preparare tre volumi di liposome master mix contenenti un ultimo 12,5 mol% di DGS-NTA(Ni).
    2. Utilizzare il mix master di liposomi per risospescere le perle di silice lavate e mescolare delicatamente pipettando su e giù metà del volume totale. Evitare di formare bolle, che in eccesso danneggiano il doppio strato lipidico.
    3. Aggiungere il gas Argon (o Azoto) sul tubo contenente i BSLB ora in formazione per spostare l'aria e proteggere i lipidi dall'ossidazione durante la miscelazione.
    4. Aggiungere Argon alle scorte lipidiche 0,4 mM prima dello stoccaggio e manipolare utilizzando una tecnica sterile.
    5. Spostare i BSLB sul mixer verticale e mescolare per 30 minuti a RT utilizzando la miscelazione orbitale a 10 giri / min.
    6. Abbassare le perline centrifugando per 15 s a RT su una minicentrifuga da banco, quindi lavare tre volte con 1 mL di HBS / HSA (BSA) per rimuovere i liposomi in eccesso.
    7. Bloccare i BSLB formati aggiungendo 1 mL di caseina al 5% (o BSA al 5%) contenente 100 μM di NiSO4 per saturare i siti NTA sui BSLB. Mescolare delicatamente e incubare nel miscelatore verticale per non più di 20 minuti a RT e 10 rpm.
    8. Lavare tre volte utilizzando HBS/HSA (BSA) per rimuovere la soluzione bloccante in eccesso.
    9. In una nuova piastra a 96 pozzetti con fondo a U preparare diluizioni seriali 2 volte delle proteine.
      1. Preparare una concentrazione iniziale di 100 nM per la proteina di interesse in un volume totale di 200 μL di tampone HBS/HSA (BSA), distribuire 100 μL di questa soluzione nella prima colonna e i restanti 100 μL sopra la colonna #2 contenente 100 μL di tampone HBS/HSA (BSA).
      2. Continuare trasferendo in serie 100 μL dalla colonna #2 alla colonna #3 e ripetere se necessario per coprire tutti i punti di titolazione. Lasciare l'ultima colonna della serie senza proteine, in quanto verrà utilizzata come riferimento vuoto per la quantificazione.
    10. Sospendere i BSLB preparati in un volume tale che 5 × 105 BSLB siano contenuti in 100 μL di buffer HBS/HSA (BSA).
    11. Trasferire 100 μL della sospensione BSLB ai pozzetti di una seconda piastra a 96 pozzetti con fondo a U, in modo tale che ogni pozzo riceva 5 × 105 BSLB.
    12. Girare verso il basso la seconda piastra contenente BSLB per 2 minuti a 300 × g e RT e scartare il surnatante.
    13. Trasferire i volumi di 100 μL dalla piastra di titolazione delle proteine alla piastra contenente i BSLB sedimentati. Mescolare delicatamente, evitare la generazione di bolle in eccesso durante il pipettaggio e incubare per 30 minuti a RT e 1.000 giri / min utilizzando uno shaker a piastre. Proteggere dalla luce con un foglio di alluminio.
    14. Lavare la piastra tre volte con tampone HBS/HSA (BSA) utilizzando fasi di sedimentazione di 300 × g per 2 minuti a RT.
    15. Se la proteina ricombinante utilizzata nella calibrazione è direttamente coniugata ai fluorocromi e ha valori F/P noti, procedere al passaggio 5.8.20.
    16. Se la proteina ricombinante utilizzata nella calibrazione non è etichettata o coniugata ai fluorocromi o non è disponibile alcuno standard di perline MESF, utilizzare anticorpi coniugati Alexa Fluor 488 o 647 con valori F/P noti per colorare il BSLB rivestito di proteine.
    17. Macchia con concentrazioni saturanti di anticorpi di quantificazione.
      NOTA: a seconda del livello di espressione target, questi variano tra 5 e 10 μg/ml.
    18. Macchia per 30 minuti a RT e 1.000 giri / min usando uno shaker a piastre. Proteggere dalla luce usando un foglio di alluminio.
    19. Lavare due volte con tampone HBS/HSA (BSA) e una volta con PBS utilizzando fasi di sedimentazione di 300 × g per 2 minuti a RT.
      NOTA: utilizzare PBS, pH 7,4 per risospendere i BSLB lavati prima dell'acquisizione. Non utilizzare tamponi contenenti proteine, in quanto ciò porta alla formazione di bolle durante la miscelazione automatica di campioni con campionatori ad alto rendimento.
    20. Acquisire gli standard MESF, assicurandosi che i picchi più luminosi rimangano nel campo di rilevamento lineare per il rivelatore di quantificazione (canale), come mostrato nella Figura 1B (vii).
    21. Acquisire i campioni manualmente o utilizzando HTS. Se si utilizza quest'ultimo, sospendere i BSLB in 100 μL di PBS e acquisire 80 μL utilizzando una portata compresa tra 2,5 e 3,0 μL/s, un volume di miscelazione di 100 μL (o il 50% del volume totale se il volume di risospensione è inferiore), una velocità di miscelazione di 150 μL/s e cinque miscele per garantire che i BSLB siano monodispersi.
    22. Esporta i file FCS.
    23. Concentrati sui singoli eventi per le analisi (Figura 2A), poiché doppietti o terzine introdurranno errori nella determinazione. Utilizzare l'identificazione nidificata di singoli eventi come indicato nel passaggio di protocollo 1.2.3.
    24. Misurare l'IFM di ciascuna frazione MESF (1-4) e sottrarre l'IFM di perline vuote per estrarre le IFM corrette (cMFI).
    25. Eseguire un'analisi di regressione lineare per estrarre la pendenza (b) del MESF rispetto al cMFI calcolato per gli standard MESF, che verrà utilizzato nel passaggio 5.33.
    26. Estrarre l'IFM di ciascun punto di titolazione e sottrarre l'IFM di perline senza proteine per ottenere cMFI.
    27. Dividere i CMFI con la pendenza calcolata al punto 5.31 per estrarre il MESF legato ai BSLB per ciascun punto di titolazione.
    28. Dividere il MESF legato ai BSLB per il valore F/P dell'anticorpo di quantificazione per estrarre il numero medio di molecole legate per BSLB.
    29. Utilizzando il diametro dei BSLB (5,00 ± 0,05 μm), estrarre la superficie del tallone (SA = 4pr2) per calcolare le densità finali di proteina (molec./μm2) per punto di titolazione (concentrazione proteica).
    30. Eseguire una nuova analisi di regressione della concentrazione proteica rispetto alla densità proteica per calcolare la pendenza (b) della linea di migliore adattamento.
      NOTA: La concentrazione del 12,5 mol% di DGS-NTA(Ni) conferisce una capacità massima di ancoraggio di circa 10.000 molec./μm210 senza indurre l'attivazione non specifica delle cellule T o influenzare la mobilità laterale delle SLB.

6. Esecuzione di esperimenti di trasferimento sinaptico tra cellule T e BSLB

  1. Prima di eseguire l'esperimento di trasferimento sinaptico
    1. Acquisire BSLB non fluorescenti, BSLB con lipidi fluorescenti, cellule non macchiate (o perle di compensazione; vedere la Tabella dei materiali) e cellule colorate a colore singolo (o perline di compensazione) per identificare le interazioni dello spettro di fluorescenza dello strumento. Concentrati su quei rivelatori con elevata diffusione di spillover per riprogettare il pannello policromatico, aumentare la sensibilità e ridurre l'errore di misurazione sui rilevatori critici (vedi 14).
    2. Titolare gli anticorpi di rilevamento per trovare la concentrazione ottimale, consentendo il rilevamento di eventi positivi senza compromettere il rilevamento di negativi.
      NOTA: ripetere questo passaggio ogni volta che si verifica una modifica del lotto di anticorpi poiché i valori F/P e la luminosità variano da lotto a lotto.
    3. Opzionale: ottimizza le tensioni PMT acquisendo il campione a diversi intervalli di tensione (ad esempio, una camminata di tensione) per trovare i PMT che portano a un segnale ottimale sul rumore (cioè, separazione di negativi e positivi, garantendo al contempo che il segnale della popolazione più luminosa rimanga nell'intervallo lineare).
  2. Misurazione del trasferimento dell'uscita delle cellule T ai BSLB
    1. Preparare RPMI 1640 integrato (di seguito R10 medium) contenente il 10% di siero bovino fetale inattivato dal calore (FBS), 100 μM di aminoacidi non essenziali, 10 mM HEPES, 2 mM di L-glutammina, 1 mM di piruvato di sodio, 100 U/ ml di penicillina e 100 μg / mL di streptomicina. Utilizzare il mezzo R10 per coltivare ed espandere le cellule T.
    2. Il giorno 1, isolare le cellule T dal sangue periferico o dalle camere del sistema di leucoriduzione (LRS). Utilizzare kit di isolamento e separazione cellulare immunodensità (vedere la Tabella dei materiali) per l'arricchimento delle cellule T cd4+ e CD8+ umane.
    3. Seminare le cellule ad una concentrazione finale compresa tra 1,5 e 2,0 × 106 cellule/ml, utilizzando piastre a 6 pozzetti con non più di 5 ml totali per pozzetto.
    4. Attivare le cellule T utilizzando un rapporto 1:1 di perle magnetiche di attivazione delle cellule T umane (anti-CD3/anti-CD28) (vedere la Tabella dei materiali) e aggiungere 100 UI di IL-2 umano ricombinante per supportare la proliferazione e la sopravvivenza cellulare.
    5. Il giorno 3, rimuovere le perle magnetiche attivanti utilizzando colonne magnetiche (vedere la Tabella dei materiali). Assicurarsi che le perle magnetiche rimangano attaccate ai lati del tubo prima di recuperare le celle per ulteriori fasi di lavaggio.
    6. Lavare ancora una volta le perline magnetiche con 5 ml di R10 medio fresco, mescolare bene e rimetterle nel magnete. Recuperare questo volume e mescolare con le cellule recuperate nel passaggio 6.2.5.
    7. Sospendere le cellule a 1,5-2 × 106 cellule/mL in R10 fresco contenente 100 U/mL di IL-2. Ricostituire il mezzo dopo 48 ore, assicurandosi che l'ultima aggiunta di IL-2 sia 48 ore prima del giorno di sperimentazione (giorni da 7 a 14 di coltura).
    8. Il giorno dell'esperimento di trasferimento sinaptico, preparare il mezzo di saggio di trasferimento sinaptico (vedere Tabella 1) integrando il mezzo RPMI 1640 privo di fenolo rosso con 10% FBS, 100 μM di aminoacidi non essenziali, 2 mM di L-glutammina, 1 mM di piruvato di sodio, 100 U / ml di penicillina e 100 μg / mL di streptomicina. Non includere IL-2 umano ricombinante.
    9. Contare le cellule utilizzando la colorazione blu di tripano o l'esclusione di corrente elettrica e risospenderle ad una concentrazione finale di 2,5 × 106 cellule / mL in mezzo. Se si osserva un'eccessiva morte cellulare (>10%), rimuovere le cellule morte/morenti utilizzando una miscela di polisaccaride e diatrizoato di sodio (vedere la Tabella dei materiali) come segue:
      1. Strato 15 mL di coltura cellulare sopra 13 mL della soluzione di polisaccaride-diatrizoato di sodio.
      2. Centrifuga per 1.250 × g per 20 min a RT con accelerazione e decelerazione minime. Raccogliere lo strato cellulare (nuvola) nell'interfaccia tra il mezzo e la soluzione di polisaccaride-diatrizoato di sodio.
      3. Lavare le cellule almeno due volte con il mezzo Synaptic Transfer Assay preriscalcato (preparato nel passaggio 6.2.7).
      4. Contare e risospesare le cellule a una concentrazione finale di 2,5 × 106/mL utilizzando il mezzo Synaptic Transfer Assay. Cocoltura 100 μL di questa sospensione cellulare con BSLB (vedere passo 6.2.15).
    10. Calcolare il numero di BSLB necessari per l'esperimento; considerare tutti i diversi mix di master proteici e le titolazioni di antigene da testare (monomeri biotinilati HLA/MHC-peptidi o monobiotinilati anti-CD3ε Fab).
    11. Assemblare i BSLB seguendo gli stessi passaggi della sezione 5 del protocollo, ma questa volta, combinare tutte le titolazioni di proteine e lipidi necessari per ricostituire una membrana APC complessa (Figura 3A). Mantenere le stesse relazioni vol: vol tra il volume iniziale delle perle di silice e il volume della miscela proteica utilizzata durante le calibrazioni, nonché i tempi e le temperature utilizzati nel caricamento dei BSLB. Ad esempio, se per la calibrazione iniziale sono stati utilizzati 0,5 μL di perline di silice/pozzetto e 100 μL/pozzetto di miscela proteica, mantenere rapporti vol:1.000 vol/vol per preparare i BSLB da cocolturare con cellule T.
    12. Una volta che i BSLB sono stati caricati con il mix proteico di interesse, lavare i BSLB due volte con HBS / HSA (BSA) per rimuovere le proteine non legate in eccesso. Utilizzare velocità di sedimentazione di 300 × g per 2 minuti a RT in ogni fase di lavaggio ed eliminare i supernatanti.
    13. Sospendere i 5 × 105 BSLB per pozzetto in 200 μL.
    14. Trasferire 100 μL per pozzetto a una nuova piastra a 96 pozzetti con fondo a U per creare un duplicato, in modo tale che la quantità finale di BSLB per pozzetto sia di 2,5 × 105.
    15. Abbassare i BSLB a 300 × g per 2 minuti e RT e scartare il surnatante.
    16. Sospendere i BSLB utilizzando 100 μL di sospensione di cellule T; mescolare delicatamente per evitare la formazione di bolle.
    17. Incubare le cocolture per 90 min a 37 °C.
      NOTA: In alternativa, le cellule e le perline possono essere risospese nel buffer HBS/HSA (BSA) anziché nell'RPMI privo di fenolo rosso per la cocoltura. In questo caso, l'incubazione deve essere eseguita in un incubatore non a CO2 in quanto questo gas acidificherà rapidamente il tampone in assenza di bicarbonato.
    18. Raffreddare le cocolture cellulari BSLB-T incubando prima le cellule a RT per un minimo di 15 minuti. Proteggili dalla luce.
    19. Centrifugare le celle per 5 min a 500 × g e RT; scartare il surnatante.
    20. Sospendere le cellule in RT 2% BSA-PBS (Ca2+ e Mg2+-free) per il blocco. Mettere le celle sul ghiaccio per 45 min. Proteggere dalla luce.
    21. Durante l'incubazione delle cellule, preparare la miscela principale di anticorpi utilizzando BSA al 2% filtrato 0,22 μm ghiacciato in PBS come tampone di colorazione, che fornirà un blocco extra.
      NOTA: Alcuni lotti di anticorpi coniugati ai coloranti Brilliant Violet tendono a legarsi ai BSLB in modo non specifico. Il blocco con il 5% di BSA-PBS aiuta a ridurre questo rumore. D'ora in poi, assicurati di mantenere la catena del freddo ininterrotta.
    22. Girare le cocolture a 500 × g per 5 minuti e 4 °C. Prima di scartare i supernatanti, assicurarsi brevemente che il pellet sia presente ispezionando il fondo della piastra a 96 pozzetti utilizzando una retroilluminazione.
    23. Utilizzando una pipetta multicanale, risospese le cellule nella miscela principale di colorazione contenente concentrazioni di anticorpi ottimizzate.
      NOTA: utilizzare punte per pipette senza filtro per evitare la generazione di bolle ed errori nella distribuzione dei volumi di colorazione.
    24. Includere cellule marcate con isotipo e BSLB, BSLB fluorescenti e non fluorescenti e cellule e BSLB colorati da soli. Rispettare il numero totale di eventi per pozzetto per tutti i controlli (cioè, solo BSLB contenenti 5 × 105 BSLB / pozzetto e solo controlli cellulari contenenti 5 × 105 cellule / pozzetto per evitare un aumento relativo di anticorpi per evento colorato).
    25. Mescolare delicatamente pipettando su e giù metà del volume e incubare per 30 minuti sul ghiaccio. Proteggere dalla luce.
    26. Lavare le cellule e i BSLB due volte utilizzando BSA-PBS al 2% ghiacciato, pH 7,4 e fasi di sedimentazione di 500 × g per 5 minuti a 4 °C. Risospendare le cocolture lavate in 100 μL di PBS e acquisire immediatamente.
    27. Se è necessaria la fissazione, correggere utilizzando lo 0,5% p / v di PFA in PBS per 10 minuti, lavare una volta e conservare in PBS fino all'acquisizione. Proteggere dalla luce.
    28. Prima della compensazione, acquisire gli standard MESF, assicurando che sia le popolazioni più deboli che quelle più luminose rientrino nell'intervallo lineare di misurazione.
    29. Acquisire campioni di compensazione, calcolare la compensazione e applicare la matrice di compensazione (link) all'esperimento.
    30. Acquisire e salvare un minimo di 2 × 104 standard MESF totali per ciascuno dei canali di quantificazione.
    31. Per l'acquisizione utilizzando campionatori ad alta produttività, impostare l'acquisizione dello strumento su standard, impostare l'acquisizione del campione su 80 μL (o l'80% del volume totale), la portata del campione tra 2,0 e 3,0 μL/s, il volume di miscelazione del campione di 50 μL (o il 50% del volume totale per evitare la formazione di bolle durante la miscelazione), la miscelazione del campione di 150 μL/s e la miscelazione per pozzetto compreso tra 3 e 5.
    32. Acquisire un minimo di 1 × 104 BSLB singoli per campione (fare riferimento alla Figura 3B pannelli (i)-(vi) per la strategia di gating di riferimento).
    33. Lavare il citometro in funzione per 5 minuti una soluzione detergente seguita da 5 minuti di acqua ultrapura prima di spegnere lo strumento. Se si utilizza HTS, seguire le opzioni nella scheda HTS e nell'opzione Pulisci .
    34. Esporta i file FCS.

7. Misurare il trasferimento sinaptico di particelle a BSLB

  1. Aprire i file FCS dell'esperimento. Selezionare la popolazione di celle e BSLB in base alle loro aree di diffusione della luce laterale e in avanti (SSC-A rispetto a FSC-A), come mostrato nella Figura 3B (i).
  2. Selezionare gli eventi all'interno della finestra di acquisizione continua (Figura 3B (ii)).
  3. Concentrarsi sui singoli eventi di entrambe le cellule e BSLB; identificare prima le singole celle in base al basso W nelle porte sequenziali FSC-W/FSC-H (singlets-1, Figura 3B panel (iii)) e SSC-W/SSC-H (singlets-2; Figura 3B pannello (iv)). Definire un gate singlets-3 aggiuntivo selezionando eventi con FSC-A e FSC-H proporzionali (Figura 3B, pannello (v)).
  4. Estrarre l'IFM delle frazioni MESF in bianco e da 1 a 4 e da singole celle e MESF per ciascun campione di esperimento.
  5. Generare valori MFI corretti (cMFI) per le frazioni MESF da 1 a 4 sottraendo l'IFM della popolazione di perline vuote da ciascuna frazione.
  6. Generare cMFI per singoli BSLB e celle (fare riferimento al pannello Figura 3C (i)).
  7. Utilizzare il segnale di BSLB colorato con anticorpi di controllo dell'isotipo per correggere l'MFI di BSLB colorato con anticorpi contro i marcatori delle cellule T pertinenti. Utilizzare cMFI per calcolare la percentuale di trasferimento sinaptico normalizzato (NST%) utilizzando l'equazione mostrata nel pannello Figura 3C (ii).
  8. Se invece siete interessati alle particelle specificamente trasferite in risposta all'attivazione del TCR, sottrarre il segnale da BSLB nulli dall'MFI dei BSLB agonistici. Utilizzare questo cMFI per calcolare l'NST% guidato da TCR utilizzando l'equazione mostrata nel pannello Figura 3C (ii).
  9. Se interessati a determinare il numero totale di molecole trasferite come carico di particelle attraverso l'interfaccia T cell-BSLB, acquisire perline di riferimento MESF utilizzando le stesse impostazioni dello strumento e la stessa sessione di acquisizione per le cocolture T-BSLB.
  10. Analizzare le popolazioni di perline MESF ed estrarre i loro cMFI come indicato nei passaggi del protocollo da 5.8.15 a 5.8.17. Calcolare la pendenza della linea di migliore adattamento per l'analisi di regressione di MESF su cMFI.
  11. Utilizzare la pendenza calcolata per estrarre il numero di MESF depositati sui BSLB. Utilizzare cMFI calcolati utilizzando controlli isotipici o BSLB nulli come spazi vuoti per estrarre il numero di MESF trasferiti specificamente ai BSLB stimolanti.
  12. Calcolare il numero di molecole di marcatori trasferiti ai BSLB dividendo i MESF calcolati (medi) per BSLB per il valore F/P dell'anticorpo di quantificazione.

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Risultati

FCM per la quantificazione assoluta delle proteine sulla superficie cellulare
La ricostituzione di BSLB che presentano densità fisiologiche di ligandi richiede la stima delle densità proteiche totali sul sottoinsieme cellulare modellato. Per ricostituire i BSLB, includere qualsiasi ligando rilevante che si prevede svolga un ruolo nell'asse di segnalazione di interesse insieme alle proteine che supportano l'adesione e l'interazione funzionale tra BSLB e cellule, come ICAM-1 e molecole costimulatorie, a...

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Discussione

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno alcun conflitto di interessi da dichiarare.

Ringraziamenti

Siamo grati ai nostri membri del laboratorio e alla comunità del Kennedy Institute of Rheumatology per le discussioni scientifiche costruttive, in particolare il nostro responsabile della struttura di citometria a flusso Jonathan Webber. Questo lavoro è stato finanziato dalla Wellcome Trust Principal Research Fellowship 100262Z/12/Z, dall'ERC Advanced Grant (SYNECT AdG 670930) e dal Kennedy Trust for Rheumatology Research (KTRR) (tutti e tre a MLD). PFCD è stato sostenuto da EMBO Long-Term Fellowship (ALTF 1420-2015, in collaborazione con la Commissione Europea (LTFCOFUND2013, GA-2013-609409) e Marie Sklodowska-Curie Actions) e una Oxford-Bristol Myers Squibb Fellowship.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
1,2-dioleoil-sn-glicero-3-[(acido N-(5-ammino-1-carbossipentil)iminodiacetico)succinil] (sale di nichel)Avanti Polar Lipids790404C-25mg18:1 DGS-NTA(Ni) in cloroformio

PIPETMAN L Multicanale P8x200L, 20-200 &; L		GilsonFA10011
1,2-dioleoil-sn-glicero-3-fosfocolinaAvanti Polar Lipids850375C-25mg  18:1 (Δ 9-Cis) PC (DOPC) in cloroformio
1,2-Dioleoil-sn-glicero-3-fosfoetanolammina (DOPE) ATTO 390ATTO-TECAD 390-165DOPE ATTO 390
1,2-Dioleoyl-sn-glicero-3-fosfoetanolammina (DOPE) ATTO 488ATTO-TECAD 488-165DOPE ATTO 488
1,2-Dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DOPE) ATTO 565ATTO-TECAD 565-165DOPE ATTO 565
1,2-dioleoil-sn-glicero-3-fosfoetanolammina-N-(cap biotinyl) (sale sodico)Avanti Polar Lipids870273C-25mg18:1 Biotinyl Cap PE in cloroformio
200 &; L punte gialle 10 x 96 punte, StackStarlabS1111-0206
5 mL di provette in polistirene a fondo tondoFalcon®
5,00 ± 0,05 µ m perle di silice non funzionalizzateBangs Laboratories Inc.
Piastra di cultura cellulare a 96 pozzetti con fondo a U con coperchio, trattamento con coltura tissutale, apirogena.Costar®3799Per colorazione FCM e co-coltura di BSLB e cellule.
Piastra di cultura cellulare a 96 pozzetti, fondo a V con coperchio, coltura tissutale trattata, apirogena.Costar®3894Per la colorazione FCM di cellule o perline in sospensione.
Alexa Fluor 488 NHS Estere (Succinimidil Estere)Thermo Fisher Scientific, Invitrogen&commercio;A20000
Alexa Fluor 647 NHS Estere (Succinimidil Estere)Thermo Fisher Scientific, Invitrogen&commercio;A37573 e A20006
Allegra X-12R CentrifugaBeckman ColtroPer la normale colorazione in provetta di campioni biologici per FCM
Foglio di alluminioQualsiasi marcaPer proteggere le cellule e i BSLB dalla luce
anti-umana CD154 (CD40L), clone 24-31BioLegend310815 e 310818coniugati Alexa Fluor 488 e Alexa Fluor 647, rispettivamente.
anti-umano CD185 (CXCR5) Brilliant Violet 711, clone J252D4BioLegend356934Per l'analisi quantitativa della FCM delle cellule tonsillari come mostrato in Fig. 1E
anti-umano CD19 Brilliant Violet 421, clone HIB19BioLegend302234Per l'analisi quantitativa della FCM delle cellule tonsillari come mostrato in Fig. 1E
anti-umano CD2, clone RPA-2.10BioLegend300202Etichettato in casa con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
anti-umano CD2, clone TS1/8BioLegend309218coniugato Brilliant Violet 421.
CD252 anti-umano (OX40L), clone 11C3.1BioLegendAlexa Fluor 647 coniugato
anti-CD28 umano, clone CD28.2eBioscience16-0289-85Marcato internamente con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
CD317 anti-umano (BST2, PDCA-1), clone 26F8ThermoFisher Scientific, coniugato invitrogen53-3179-42Alexa Fluor 488, abbiamo scoperto che questo clone è più pulito del clone RS38E.
CD38 anti-umano, clone HB-7BioLegend356624Alexa Fluor 700 coniugato
anti-umano CD38, clone HIT2BioLegend303514Alexa Fluor 647 coniugato
anti-umano CD39, clone A1BioLegendMarcato in casa con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
anti-umano CD4 Brilliant Violet 650, clone OKT4BioLegend317436Per l'analisi quantitativa della FCM delle cellule tonsillari, come mostrato in Fig. 1E
, CD4 anti-umano, clone A161A1BioLegend357414 e 357421coniugati PerCP/Cyanine5.5 e Alexa Fluor 647, rispettivamente
CD4 anti-umano, clone OKT4BioLegend317414 e coniugati 317422PE/Cy7 e Alexa Fluor 647, rispettivamente
CD40 anti-umano, clone 5C3BioLegend334304Etichettato internamente con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
anti-umano CD40, clone G28.5BioLegendMarcato internamente con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
anti-umano CD45, clone HI30BioLegend304056 e 368516Alexa Fluor 647 e APC/Cy7 coniugati
anti-umano CD47, clone CC2C6BioLegend323118coniugato
Alexa Fluor 647CD54 anti-umano (ICAM-1), clone HCD54BioLegend322702Marcato in casa con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
anti-umano CD63 (LAMP-3), clone H5C6BioLegend353020 e coniugati 353015PerCP/Cyanine5.5 e Alexa Fluor 647, rispettivamente
CD73 anti-umano, clone AD2BioLegend344002Marcato in house con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
CD80 anti-umano, clone 2D10BioLegend305216Alexa Fluor 647 coniugato
anti-umano CD81, clone 5A6BioLegend349512 e 349502PE/Cy7 coniugato e marcati in house con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester), rispettivamente.
CD82 anti-umano, clone ASL-24BioLegend342108Alexa Fluor 647 coniugato
anti-umano CD86, clone IT2.2BioLegend305416Alexa Fluor 647 coniugato
anti-umano CD8a, clone HIT8aBioLegend300920Alexa Fluor 700 coniugato
anti-umano CD8a, clone SK1BioLegend344724Alexa Fluor 700 coniugato
anti-umano HLA-A/ B/C/E, clone w6/32BioLegend311414 e 311402Alexa Fluor 647 coniugato ed etichettato in casa con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
anti-HLA-DR umano, clone L243BioLegend307656 e coniugati 307622Alexa Fluor 488 e Alexa Fluor 647, rispettivamente.
anti-umano ICAM-1, clone HCD54BioLegend322702Marcato in casa con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
anti-umano ICOS, clone C398.4ABioLegend313516Criceto armeno IgG
anti-umano ICOSL, clone MIH12BioLegend329611Alexa Fluor 647 coniugato
anti-umano ICOSL, clone MIH12eBioscience16-5889-82Etichettato internamente con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
anti-umano LFA-1, clone TS1/22BioLegendProdotto internamenteEtichettato internamente con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
anti-umano OX40, clone Ber-ACT35 (ACT35)BioLegend350018Alexa Fluor 647 coniugato
anti-umano PD-1, clone EH12.2H7BioLegend135230 e 329902Alexa Fluor 647 coniugato ed etichettato internamente con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
anti-umano PD-L1, clone 29E.2A3BioLegend329702Marcato internamente con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
anti-umano PD-L2, clone 24F.10C12BioLegend329611Alexa Fluor 647 coniugato
anti-umano PD-L2, clone MIH18BioLegend345502Etichettato internamente con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
anti-umano TCRab, clone IP26BioLegend306712 econiugati 306714 Alexa Fluor 488 e Alexa Fluor 647, rispettivamente.
antti-umano CD156c (ADAM10), clone SHM14BioLegend352702
anttico-umano CD317 (BST2, Tetherin), clone RS38EBioLegend348404Alexa Fluor 647 coniugato
criceto armeno IgG Alexa Fluor 647 Controllo dell'isotipo, clone HTK888BioLegend400902Etichettato in casa con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester
)BD Citometro Configurazione e perline di tracciamentoBecton Dickinson & Società (BD)641319Performance track degli strumenti prima dell'FCM quantitativo
BD FACSDivaBecton Dickinson & Azienda (BD)23-14523-00Software di acquisizione
Bovino Seum AlbuminaMerck, Sigma-AldrichA3294
CaCl2, Cloruro di calcioMerck, Sigma-AldrichC5670anidro, BioReagente, adatto per colture cellulari di insetti, adatto per colture cellulari vegetali, ≥ 96,0%
Caseina da latte bovino, adatta come substrato per protein chinasi (dopo defosforilazione), polvere purificataMerck, Sigma-AldrichC5890
Dynabeads Human T-Activator CD3/CD28ThermoFisher Scientific, Gibco11132D
DynaMag-2ThermoFisher Scientific, Invitrogen & trade;12321DPer la rimozione di Dynabeads Human T-Activator CD3/CD28 in volumi inferiori a 2 mL
DynaMag™-15ThermoFisher Scientific, Invitrogen™12301DPer la rimozione di Dynabeads™ T-attivatore umano CD3/CD28 in volumi inferiori a 15 mL
Siero fetale bovino qualificato, One ShotThermoFisher Scientific, GibcoA3160801Necessita di inattivazione del calore per 30 minuti a 56 oC
Ficoll-Paque PLUSCytiva, GE HealthcareGE17-1440-02Soluzione sterile di polisaccaride e diatrizoato di sodio per l'isolamento dei linfociti
Colorante di vitalità fissabile eFluor 780eBiosciences65-0865-14Per l'esclusione di cellule morte durante le analisi
FlowJoBecton Dickinson & Azienda (BD)Versione 10.7.1Software di analisi
Grant Bio MPS-1 Agitatore multipiastraKeison ProdottiMPS-1Per la miscelazione di cellule durante le colorazioni o BSLB durante lo staning o il caricamento di proteine (in alternativa all'agitazione orbitale)
Soluzione tampone HEPES (1 M)ThermoFisher Scientific, Gibco15630-056
HEPES, acido N-(2-idrossietil)piperazina-N′-(2-etansolfonico), acido 4-(2-idrossietil)piperazina-1-etansolfonico.Merck, Sigma-AldrichH4034Per la preparazione di tampone HBS/HAS o HBS/BSA. Certificato BioPerformance, ≥ 99,5% (titolazione), adatto per colture cellulari
HERACell 150i CO2 incubatore, 150 L, acciaio inossidabile elettrolucidatoThermoFisher Scientific51026282Per la coltura e l'espansione di cellule T CD4+ e CD8+ purificate.
Miscelatore Hula® Miscelatore di campioniThermoFisher Scientific, Life Technologies15920DMiscelatore da laboratorio verticale ad angolo variabile utilizzato per la miscelazione di BSLB e master mix lipidici, soluzioni bloccanti, master mix proteici e colorazioni di anticorpi su piccola scala.
Albumina sierica umana, soluzione acquosa al 30%Merck, Sigma-Aldrich12667-M
Soluzione di blocco del recettore Fc TruStain FcX umanoBioLegend422302blocco del recettore Fc per il blocco dei recettori Fc da campioni biologicamente rilevanti
Contatore e analizzatore di cellule CASY Innovatis TTBiovendis Products GmbHPer il conteggio delle celle e la determinazione delle dimensioni e del volume delle celle in base all'esclusione della corrente elettrica.
KCl, Cloruro di potassioMerck, Sigma-AldrichP5405Polvere, BioReagente, adatto per colture cellulari
L-Glutammina 200 mM (100x)ThermoFisher Scientific, Gibco25030-024
MgCl2, Cloruro di magessioMerck, Sigma-AldrichM2393BioReagent, adatto per colture cellulari, adatto per colture cellulari di insetti
Inserto per microprovette per 24 x 1,5/2,0 mL tubiKeison ProductsP-2-24Inserto per microprovette Grant Bio MPS-1 Multi Plate Shaker
Mini IncubatorLabnet International I5110A-230VPer l'incubazione (co-coltura) di BSLB e cellule in assenza di CO2
Minimum Essential Medium Non-Essential Amino AcidsThermoFisher Scientific, Gibco11140-035
Controllo degli anticorpi policlonali IgG di topoMerck, Sigma-AldrichPP54Utilizzato come controllo positivo per la misurazione degli anticorpi legati agli standard
delle perle di cattura IgG di topoIgG1 di topo, k Isotype, clone MOPC-21BioLegend400129, 400112, 400130, 400144, 400128 e 400170Alexa Fluor 488, PE, Alexa Fluor 647, Alexa Fluor 700, APC/Cyanine7 e Brilliant Violet 785  coniugati, rispettivamente.
IgG1 di topo, isotipo k, clone X40Becton Dickinson & Company (BD), Orizzonte562438coniugato Brilliant Violet 421.
IgG1 di topo, κ Controllo dell'isotipo, clone P3.6.2.8.1eBioscience14-4714-82Marcato internamente con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
IgG2a di topo, Isotipo k, clone MOPC-173BioLegend400240Alexa Fluor 647 coniugato
IgG2b di topo, Isotipo k, clone MPC-11BioLegend400330 e 400355coniugati Alexa Fluor 647 e Brilliant Violet 785, rispettivamente
Multiwell 6 pozzetti Coltura tissutale trattata con plasma gassoso sottovuotoFalcon353046Per la coltura e l'espansione di cellule T CD4+ e CD8+.
Na2HPO4, fosfato disodicoMerck, Sigma-AldrichS7907
NaCl, cloruro di sodioMerck, Sigma-AldrichS5886BioReagent, adatto per colture cellulari, adatto per colture cellulari di insetti, adatto per colture cellulari vegetali, ≥ 99%
NiSO4, solfato di nichel(II)Merck, Sigma-Aldrich656895Per saturare i siti NTA; aggiunto durante il processo di blocco
Penicillina Streptomicina [+]10.000 unità Penicillina; [+] 10.000 µ g/mL di streptomicinaThermoFisher Scientific, Gibco15140-122
Soluzione salina tamponata con fosfato pH 7,4, sterileThermoFisher Scientific, Gibco10010No Ca2+ o Mg2+ aggiunto
Polietersulfone (PES) Unità filtroThermo Scientific Nalgene  UY-06730-43La membrana PES idrofila con basso legame proteico facilita il filtraggio di soluzioni ad alto contenuto proteico
PURESHIELD argon ISO 14175-I1-ArBOC Ltd.11-YPer la protezione delle scorte lipidiche immagazzinate a +4 ºC.
Streptavidina purificataBioLegend280302
Quantum Alexa Fluor 488 perline MESFBangs Laboratories Inc.488Perle di riferimento per l'interpolazione di molecole Alexa Fluor 488 legate alle cellule e/o BSLB
Quantum Alexa Fluor 647 MESF beadsBangs Laboratories Inc.647Beads di riferimento per l'interpolazione di molecole Alexa Fluor 647 legate alle cellule e/o BSLB
Rat anti-mouse IgG Kappa Light Chain, clone OX-20ThermoFisher Scientific, invitrogenSA1-25258Marcato in casa con Alexa Fluor 647 NHS Ester (Succinimidyl Ester)
Recombinant human IL-2Peprotech200-02-1MG
RMPI Medium 1640 (1x); [-] L-GlutamminaThermoFisher Scientific, Gibco31870-025
Rosetta Cocktail di arricchimento di cellule B umaneSTEMCELL Technologies15064Isolamento di cellule B per misurare la densità delle proteine in popolazioni cellulari purificate
Rosetta Cocktail di arricchimento di cellule T CD4+ umane STEMCELLTechnologies15022C.1
Rosetta Cocktail di arricchimento di cellule T umane CD4+CD127lowSTEMCELL Tecnologie15361Pre-arricchimento di cellule T CD4+ CD127Low per l'isolamento a valle di Treg mediante FACS.
Cocktail di arricchimento di cellule T CD8+ umane a rosettaSTEMCELL Technologies15063
RPMI Medium 1640 (1x); [-] Rosso fenoloThermoFisher Scientific, Gibco11835-063Per l'incubazione (co-coltura) di BSLB e cellule in assenza di CO2. I terreni privi di rosso fenolo riducono l'autofluorescenza delle cellule nelle misure di citometria a flusso e microscopia.
Piruvato di sodio (100 mM)ThermoFisher Scientific, Gibco11360-070
Mini centrifuga per germogliFisherScientific, Heathrow Scientific LLC120301Microcentrifuga da banco utilizzata per lavare perle di silice e BSLB in provette Eppendorf da 1,5 mL.
Provette sterili in polistirene da 5 mL con tappo Falcon352058
UltraComp eBeads Perline di compensazioneThermoFisher Scientific, invitrogen01-2222-42
Zeba Spin Colonne di desalinizzazione 7K MWCOThermo Fisher Scientific, Invitrogen™Codice 89882
352052SS05003 Soluzione di

Riferimenti

  1. Cespedes, P. F., Beckers, D., Dustin, M. L., Sezgin, E. Model membrane systems to reconstitute immune cell signaling. FEBS Journal. 288 (4), 1070-1090 (2021).
  2. Choudhuri, K., et al. Polarized release of T-cell-receptor-enriched microvesicles at the immunological synapse. Nature. 507 (7490), 118-123 (2014).
  3. Saliba, D. G., et al. Composition and structure of synaptic ectosomes exporting antigen receptor linked to functional CD40 ligand from helper T cells. elife. 8, 47528(2019).
  4. Barcia, C., et al. In vivo polarization of IFN-gamma at Kupfer and non-Kupfer immunological synapses during the clearance of virally infected brain cells. Journal of Immunology. 180 (3), 1344-1352 (2008).
  5. Huse, M., Lillemeier, B. F., Kuhns, M. S., Chen, D. S., Davis, M. M. T cells use two directionally distinct pathways for cytokine secretion. Nature Immunology. 7 (3), 247-255 (2006).
  6. Kupfer, A., Mosmann, T. R., Kupfer, H. Polarized expression of cytokines in cell conjugates of helper T cells and splenic B cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (3), 775-779 (1991).
  7. Kupfer, H., Monks, C. R., Kupfer, A. Small splenic B cells that bind to antigen-specific T helper (Th) cells and face the site of cytokine production in the Th cells selectively proliferate: immunofluorescence microscopic studies of Th-B antigen-presenting cell interactions. Journal of Experimental Medicine. 179 (5), 1507-1515 (1994).
  8. Reichert, P., Reinhardt, R. L., Ingulli, E., Jenkins, M. K. Cutting edge: in vivo identification of TCR redistribution and polarized IL-2 production by naive CD4 T cells. Journal of Immunology. 166 (7), 4278-4281 (2001).
  9. Gerard, A., et al. Secondary T cell-T cell synaptic interactions drive the differentiation of protective CD8+ T cells. Nature Immunology. 14 (4), 356-363 (2013).
  10. Dustin, M. L., Starr, T., Varma, R., Thomas, V. K. Supported planar bilayers for study of the immunological synapse. Current Protocols in Immunology. , Chapter 18 Unit 18.13 (2007).
  11. Abcam. Counting cells using a hemocytometer. Abcam. , Available from: https://www.abcam.com/protocols/counting-cells-using-a-haemocytometer (2021).
  12. Roederer, M. Spectral compensation for flow cytometry: visualization artifacts, limitations, and caveats. Cytometry. 45 (3), 194-205 (2001).
  13. Dam, T., Junghans, V., Humphrey, J., Chouliara, M., Jonsson, P. Calcium signaling in T cells is induced by binding to nickel-chelating lipids in supported lipid bilayers. Frontiers in Physiology. 11, 613367(2020).
  14. Nguyen, R., Perfetto, S., Mahnke, Y. D., Chattopadhyay, P., Roederer, M. Quantifying spillover spreading for comparing instrument performance and aiding in multicolor panel design. Cytometry A. 83 (3), 306-315 (2013).
  15. Céspedes, P. F., et al. Synthetic antigen-presenting cells reveal the diversity and functional specialisation of extracellular vesicles composing the fourth signal of T cell immunological synapses. bioRxiv. , (2021).
  16. Yoon, J., et al. Identification of non-activated lymphocytes using three-dimensional refractive index tomography and machine learning. Scientific Reports. 7 (1), 6654(2017).
  17. Roederer, M. Distributions of autofluorescence after compensation: Be panglossian, fret not. Cytometry A. 89 (4), 398-402 (2016).
  18. Maecker, H. T., Trotter, J. Flow cytometry controls, instrument setup, and the determination of positivity. Cytometry A. 69 (9), 1037-1042 (2006).
  19. Balint, S., et al. Supramolecular attack particles are autonomous killing entities released from cytotoxic T cells. Science. 368 (6493), 897-901 (2020).
  20. Cespedes, P. F., et al. Surface expression of the hRSV nucleoprotein impairs immunological synapse formation with T cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 111 (31), 3214-3223 (2014).

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