Articolo metodologico

Microdissezione e dissociazione dell'ovidotto murino: identificazione del segmento individuale e isolamento di singole cellule

DOI:

10.3791/63168

⸱

4 novembre 2021

 ,  ,  , 
1Division of Biomedical Sciences, School of Medicine, University of California, Riverside, 2Microscopy and Imaging Core Facility, University of California, Riverside

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Viene presentato un metodo per la microdissezione dell'ovidotto di topo che consente la raccolta dei singoli segmenti mantenendo l'integrità dell'RNA. Inoltre, viene descritta la procedura di dissociazione delle cellule oviduttali non enzimatiche. I metodi sono appropriati per la successiva analisi genica e proteica dei segmenti oviduttali funzionalmente diversi e delle cellule oviduttali dissociate.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

I sistemi di modelli murini non hanno eguali per l'analisi dei processi patologici a causa della loro manipolabilità genetica e del basso costo dei trattamenti sperimentali. Tuttavia, a causa delle loro piccole dimensioni corporee, alcune strutture, come l'ovidotto con un diametro di 200-400 μm, si sono dimostrate relativamente difficili da studiare se non con l'immunoistochimica. Recentemente, studi immunoistochimici hanno scoperto differenze più complesse nei segmenti dell'ovidotto di quanto precedentemente riconosciuto; quindi, l'ovidotto è diviso in quattro segmenti funzionali con rapporti diversi di sette distinti tipi di cellule epiteliali. Le diverse origini embriologiche e i rapporti dei tipi di cellule epiteliali probabilmente rendono le quattro regioni funzionali differenzialmente suscettibili alle malattie. Ad esempio, le lesioni precursori dei carcinomi intraepiteliali sierosi derivano dall'infundibulum nei modelli murini e dalla corrispondente regione fimbriale nella tuba di Falloppio umana. Il protocollo qui descritto descrive un metodo per la microdissezione per suddividere l'ovidotto in modo tale da produrre una quantità e una purezza sufficienti di RNA necessarie per l'analisi a valle come la PCR quantitativa a trascrizione inversa (RT-qPCR) e il sequenziamento dell'RNA (RNAseq). Viene inoltre descritto un metodo di dissociazione tissutale per lo più non enzimatico appropriato per la citometria a flusso o l'analisi RNAseq a singola cellula di cellule oviduttali completamente differenziate. I metodi descritti faciliteranno ulteriori ricerche utilizzando l'ovidotto murino nel campo della riproduzione, della fertilità, del cancro e dell'immunologia.

Introduzione

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L'ovidotto murino è simile per funzione e morfologia alla tuba di Falloppio umana1. Entrambi sono costituiti da un epitelio ciliato pseudostratificato, costituito da due cellule residenti epiteliali storicamente descritte: cellule ciliate e cellule secretorie1,2. L'ovidotto ha tre segmenti classicamente riconosciuti: l'infundibulum, l'ampolla e l'istmo. In un recente studio, Harwalkar et al. 3 hanno studiato la morfologia dell'ovidotto e l'espressione genica che ha portato all'espansione della categorizzazione delle cellule epiteliali residenti a sette popolazioni distinte. Inoltre, hanno stabilito la giunzione ampollare-istmo come un segmento distinto dell'ovidotto3. Il metodo qui descritto, che si concentra sull'infundibulum, l'ampolla e l'istmo, potrebbe essere facilmente esteso per includere anche la giunzione ampollare-istmmica2,3. La regione infundibolare contiene l'ostio, o apertura dell'ovidotto, e comprende la regione fimbriale e il gambo prossimale. Spostandosi verso l'utero, il prossimo è l'ampolla, e poi l'istmo. Le cellule ciliate sono più prominenti nell'estremità distale della regione, prossimali all'ovaio o all'infundibulum, mentre le cellule secretorie sono più prominenti nell'estremità prossimale o nel segmento dell'istmo1. A differenza della tuba di Falloppio umana, l'ovidotto murino è una struttura a spirale sostenuta dal mesosalpinx, un'estensione del legamento largo peritoneo1,4. Inoltre, l'ovidotto di topo è racchiuso in un sacco bursale che aumenta la probabilità di trasferimento di ovociti nell'ovidotto4. L'ampolla è identificata come il luogo della fecondazione, da cui gli embrioni in via di sviluppo passano nell'istmo prima di entrare nell'utero5. I segmenti tubarici hanno un diametro di 200-400 μm e le regioni ampollari e istmo più lunghe sono lunghe circa 0,5-1,0 cm4. L'ovidotto si distende durante il ciclo estrale e l'ampolla e l'infundibulum sono più distensibili dell'istmo1.

L'eccessiva proliferazione delle cellule, in particolare le cellule secretorie, caratterizza le lesioni precursori dei tumori sierosi presenti nella cavità pelvica6. Queste lesioni intraepiteliali sierose precursori insorgono nell'epitelio dell'ovidotto esclusivamente nella regione fimbriale; non è noto il motivo per cui la formazione di lesioni è limitata a questa regione dove normalmente il tipo cellulare predominante è ciliato, non secretorio2,7,8. La regionalità in termini di normale funzione fisiologica, nonché l'accresciuto interesse per l'origine oviduttale del carcinoma ovarico9,10,11,12,13, sottolinea l'importanza di una valutazione separata dei segmenti dell'ovidotto.

Il metodo qui descritto descrive in dettaglio la raccolta di segmenti oviduttali separati per le successive analisi a valle dell'espressione genica specifica del segmento e della funzione delle cellule dissociate. Tradizionalmente, molti tessuti vengono elaborati per l'estrazione dell'RNA intero seguendo il metodo del cloroformio fenolo: o un metodo di estrazione completo su colonna; tuttavia, abbiamo scoperto che la qualità dell'RNA è stata mantenuta producendo una resa sufficiente con il metodo di combinazione descritto. Utilizzando questo metodo, segmenti funzionali molto piccoli dell'ovidotto possono essere elaborati per analisi a valle piuttosto che indagare l'ovidotto nel suo complesso, il che può mascherare risultati rappresentativi dei diversi segmenti14.

Le cellule oviduttali murine dissociate sono state raramente studiate mediante citometria a flusso, molto probabilmente a causa della resa cellulare limitante di questo tessuto. Un approccio per superare questo problema è stato quello di dissociare le cellule, farle crescere in coltura e quindi stimolare la ri-differenziazione in vitro per ottenere numeri di cellule appropriati per l'analisi cellulare a valle15,16,17,18. Una limitazione a questo approccio è il tempo ex vivo e il microambiente alterato in coltura, entrambi i quali probabilmente cambiano l'espressione genica. C'è anche l'ipotesi che il ridis differenziato morfologico abbia la stessa firma trascrizionale e proteomica presente nell'animale intatto. L'attuale metodo di dissociazione è stato progettato per ottenere il maggior numero di cellule epiteliali in una popolazione eterogenea di cellule oviduttali, mantenendo la differenziazione a singola cellula. Inoltre, l'approccio per lo più non enzimatico probabilmente limita la perdita di proteine di superficie cellulare.

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Protocollo

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Tutte le procedure e la manipolazione degli animali sono state approvate dall'Università della California, dal comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali di Riverside ed erano conformi alle linee guida dell'American Association for Laboratory Animal Care, del Dipartimento dell'Agricoltura degli Stati Uniti e del National Institutes of Health. Il metodo descritto ha utilizzato C57BL/6 topi adulti, femmine. Tutti gli animali sono stati sottoposti a eutanasia per decapitazione prima della raccolta dei tessuti.

NOTA: Una panoramica del protocollo, che utilizza un colorante blu per aiutare a dissezione e srotolamento efficienti dell'ovidotto, è mostrata nella prima figura (Figura 1).

Struttura dell'ovidotto: integro, tinto, asportazione post-ovarico; srotolato con diagramma di infundibolo, ampolla, istmo.
Figura 1: Panoramica del metodo di microdissezione. (A) Il pannello di sinistra mostra la struttura intatta da cui sono stati rimossi la maggior parte del cuscinetto di grasso ovarico e i resti di tessuto connettivo che circondano l'ovidotto. Dopo questo, l'aggiunta di toluidina blu aiuta a distinguere le bobine dell'ovidotto (pannello centrale). Il pannello di destra mostra le strutture dopo la rimozione dell'ovaio. (B) Un ovidotto non arrotolato con giri interni per determinare dove inizia e finisce ogni segmento. (C) Fumetto della segmentazione utilizzata (non disegnato in scala). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

1. Preparazione della superficie di dissezione

  1. Applicare un pezzo di cera dentale su una capsula di Petri con adesivo e lasciarlo asciugare (Figura 2A). Igienizzare il piatto con il 70% di etanolo. La superficie è pronta per la dissezione.

2. Macrodissezione dell'ovaio, dell'ovidotto e dell'utero

  1. Immobilizzare la capsula di Petri contenente la cera dentale su una piattaforma fredda a scelta (ad esempio, un impacco di ghiaccio mantenuto a -20 °C prima dell'uso) al microscopio di dissezione quando è pronto per la dissezione (Figura 2A).
  2. Disinfettare la superficie ventrale dell'animale con il 70% di etanolo. Aprire la cavità addominale e pelvica con forbici da dissezione sterili e spostare il tratto gastrointestinale su un lato per individuare l'utero bihornale dorsale. Seguire ogni corno uterino rostralmente per localizzare ogni ovidotto e ovaio avvolto nel cuscinetto di grasso uterino, che si trova appena sotto il rene (Figura 2B, C).
  3. Asportare entrambi gli ovidotti laterali con le ovaie e una porzione del corno uterino distale ancora attaccato usando le forbici di dissezione. Tagliare ogni corno uterino laterale con circa 1-2 cm del corno ancora attaccato all'ovidotto e all'ovaio arrotolati (Figura 2D). Immergere immediatamente il tessuto in 2 ml di terreno di dissezione a freddo (vedere Tabella dei materiali).

Configurazione della piattaforma fredda nella procedura di fecondazione in vitro; ago, diagramma della capsula di Petri; illustrazione della struttura dell'ovaio.
Figura 2: Macrodissezione dell'ovaio e configurazione della dissezione. L'ovidotto si trova dorsalmente nella cavità pelvica alla base del rene all'interno del cuscinetto di grasso ovarico (B). Individuare la biforcazione uterina nella cavità pelvica (C) e seguire il corno uterino laterale per individuare il continuum utero-ovidotto-ovaio (B). Rimuovere queste strutture tagliando un corno uterino e la dissezione grossolana. Posizionare sulla piattaforma di dissezione (A) e apporre la porzione uterina alla cera dentale con un ago (A e D). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

NOTA: Lasciare abbastanza corno uterino intatto e attaccato all'ovidotto per consentire l'apposizione alla piattaforma di dissezione (Figura 2D).

  1. Applicare il tessuto uterino alla cera dentale con un ago sterile da 25 G per fissare il tessuto per la dissezione (Figura 2A, D e Figura 3A). Lavorando sotto il microscopio di dissezione, pulire e sezionare il cuscinetto di grasso ovarico e il tessuto connettivo per consentire una chiara visualizzazione dell'ovidotto (Figura 3B).

Schema del processo di dissezione dell'ovidotto; Include l'identificazione dell'ovaio, del corno uterino, dell'infundibolo, dell'ampolla.
Figura 3: Passo dopo passo microdissezione dell'ovidotto. Dopo la rimozione del grasso residuo e del tessuto connettivo (A, B), aggiungere il blu di toluidina al tessuto (C), quindi lavare via per facilitare la visualizzazione e la successiva rimozione dell'ovaio e lo srotolamento del tubo (D-H). L'infundibulum può essere trovato accanto all'istmo prossimale e alla giunzione uterino-tubarica (UTJ). Tirare leggermente l'estremità distale mentre si taglia al mesosalpinx per srotolare e rivelare le curve endogene dell'ovidotto (H) per orientarsi per una segmentazione appropriata. Figura barra scala A-C = 500 μm, barra scala D-H = 400 μm (I) Vignetta dei vari segmenti (non disegnata in scala). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

  1. Utilizzando una siringa da 1 mL, erogare e incubare l'ovidotto apposto sull'utero in 1-2 gocce di soluzione sterile di colorante blu toluidina all'1% per 30 s-1 min. Risciacquare con soluzione salina tamponata con fosfato (DPBS) di Dulbecco freddo e rimuovere tutto il liquido (Figura 3C).
  2. Estrarre leggermente l'ovaio dall'ovidotto arrotolato e tagliare via la membrana borsale e il legamento largo per rimuovere l'ovaio dall'ovidotto senza compromettere il tessuto tubarico (Figura 3D, E).
    NOTA: L'ovaio non è attaccato all'ovidotto ma racchiuso nella membrana borsale con l'ovidotto (Figura 2D) e collegato al lato laterale dell'utero attraverso il legamento largo.

3. Microdissezione e segmentazione dell'ovidotto

  1. Individuare l'estremità distale e fimbriale dell'ovidotto che si trova lateralmente alla giunzione uterino-tubarica (UTJ). L'ovidotto si avvolge su se stesso; quindi l'estremità fibriale può essere localizzata lateralmente all'estremità prossimale ed è un punto di partenza appropriato da orientare per lo srotolamento dell'ovidotto (Figura 3F,I).
    1. Mentre si tira delicatamente il tubo, tagliare via il mesosalpinx (Figura 3I) con microforbici a molla per srotolare l'ovidotto (Figura 3G).
  2. Una volta srotolato, tagliare il tubo per produrre le regioni infundibolare, ampollare e istmmica (Figura 3H).
    1. Dopo l'escissione dell'infundibulum (estremità fibriale e gambo prossimale), asportare la regione ampollare tagliando dopo il secondo giro prominente del tubo (tagliato tra i giri due e tre, circa 1 cm di lunghezza). Infine, tagliare la parte rimanente all'UTJ, che è la regione istmica (Figura 3H).
      NOTA: l'ovidotto non si srotola completamente in una struttura diritta. Il tubo manterrà i suoi giri (Figura 3H)3. Sulla base delle successive svolte che seguono la regione ampollare, si può ulteriormente segmentare il tubo rimanente nella giunzione ampollare-istmmica e nell'istmo3. Dopo l'escissione ampolla, tagliare tra le curve cinque e sei per ottenere la giunzione ampollare-istmmica; il tubo rimanente (svolta sei all'inizio dell'UTJ) è l'istmo3.
  3. Immediatamente congelare i segmenti di tessuto sezionati in azoto liquido per l'isolamento dell'RNA o fissare ed elaborare ogni segmento per l'incorporamento orientato e l'analisi immunoistologica.
    1. Aggiungere 200 μL di reagente per l'estrazione dell'RNA freddo e una miscela di perline di omogeneizzazione 1:1 (vedere Tabella dei materiali) al tessuto se si procede per l'estrazione dell'RNA (vedere il punto 5.1).

4. Dissociazione dell'ovidotto

  1. Continua dal punto 3.1.1 di cui sopra) Per una dissociazione ottimale dell'epitelio, aprire l'ovidotto nelle aree dove possibile (cioè infundibulum e ampulla) per esporre l'epitelio luminale (Figura 4A).

Diagramma della sezione trasversale delle tube di Falloppio, estrazione del campione epiteliale, impostazione della dissezione, attrezzatura di laboratorio.
Figura 4: Dissociazione delle cellule dell'ovidotto, parte 1. Cartone animato che mostra come esporre l'epitelio distale per una dissociazione cellulare ottimale (A) e un'immagine che mostra il modo più semplice per utilizzare la rete 1 mm2 (B). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

  1. Partendo dalla regione fibriale, usando la pinza come leva, taglia il tubo longitudinalmente con forbici a molla.
  1. Tritare le porzioni aperte a fessura e l'ovidotto rimanente in segmenti (~ 1-2 mm di dimensione) e aggiungere 5 ml di tampone di dissociazione caldo e non enzimatico (vedere Tabella dei materiali) e incubare a 37 °C.
    1. Risospese i pezzi di tessuto e le cellule dissociate con un pipettor a bulbo ogni 3 minuti per 9-10 minuti. Diluire il tampone di dissociazione 1:1 con un mezzo di dissezione a freddo.
  2. Raccogliere le cellule per centrifugazione (350 x g, 3 min, 4 °C). Risospesciare le cellule in 2 mL di tampone di lisi RBC per 2 minuti a temperatura ambiente, quindi diluire 1:1 con mezzo di dissezione a freddo.
  3. Raccogliere le cellule per centrifugazione (350 x g, 3 min, 4 °C) e risospese in 5 mL di soluzione di pronasi fredda.
    1. Incubare nel mezzo di digestione della pronasi e risospese i grumi cellulari con un pipettor a bulbo ogni 3-5 minuti fino a raggiungere una sospensione a singola cellula (~ 25-30 min).
      NOTA: questa fase viene eseguita al meglio in una piastra di coltura tissutale o in un pallone per consentire un'osservazione costante che impedisce una sovraesposizione non necessaria alla pronasi.
  4. Passare le cellule attraverso una macro-mesh sterile (1 mm x 1 mm mesh fissata a un tubo conico con un elastico (Figura 4B)) per rimuovere eventuali pezzi di tessuto non dissociati rimanenti. Raccogliere le cellule per centrifugazione (350 x g, 3 min, 4 °C) e risospescerle in un mezzo freddo appropriato per l'analisi a valle (ad esempio, tampone FACS se si procede con la colorazione per la citometria a flusso).

5. Estrazione di RNA di segmenti oviduttali

  1. Omogeneizzare campioni congelati a scatto in 200 μL di reagente di estrazione dell'RNA in un omogeneizzatore di tessuto per frullatori a proiettile di perline al livello 12 per due intervalli (3 minuti ciascuno) a 4 °C utilizzando la miscela di perline in acciaio inossidabile.
    NOTA: per preservare l'integrità dell'RNA, i campioni devono essere immediatamente spostati dallo stato congelato a scatto nel reagente di estrazione dell'RNA e non pesati.
  2. Centrifugare brevemente omogeneizzato a 100-200 x g in una centrifuga da tavolo per circa 5 s a temperatura ambiente per separare il liquido dalle perline. Trasferire il surnatante in un tubo fresco.
  3. Aggiungere altri 200 μL di reagente di estrazione dell'RNA alle perline per recuperare più campioni, seguiti dalla centrifugazione (100-200 x g, 5 s, temperatura ambiente). Combina i supernatanti.
    NOTA: utilizzare una piccola punta della pipetta (la maggior parte delle punte p200 sono adatte) per evitare il riporto del tallone durante la rimozione del surnatante.
  4. Seguire le linee guida del produttore per separare in fase e precipitare l'RNA. I campioni rappresentativi sono stati precipitati durante la notte a -20 °C con isopropanolo al 100% (circa 2:1 volume, isopropanolo: fase acquosa recuperata).
  5. Trasferire il precipitato di RNA completo insieme alla soluzione in una colonna di spin legante l'RNA e centrifugare per 30 s a 9.500 x g. Purificare l'RNA sulla colonna secondo le linee guida del produttore e quindi eluire l'RNA in 20 μL di acqua priva di nucleasi. Valutare la qualità/quantità su uno spettrofotometro microvolume e/o bioanalizzatore.

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Risultati

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Il protocollo di dissociazione descritto produce 100.000-120.000 cellule per topo con raggruppamento di entrambi gli ovidotti. Il metodo è abbastanza delicato da lasciare intatti i bordi delle cellule multi-ciliate, consentendo una distinzione tra cellule multi-ciliate e cellule secretorie e verificando che il metodo di digestione sia abbastanza delicato da prevenire la de-differenziazione. Le immagini rappresentative di immunofluorescenza nella Figura 5 mostrano grumi di piccole cellule dop...

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Discussione

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I tre segmenti dell'ovidotto sono istologicamente, morfologicamente e funzionalmente distinti1,2,3. L'epitelio varia notevolmente da un'estremità all'altra dell'ovidotto. Le cellule ciliate dominano all'estremità fibriale/infundibolare, mentre le cellule secretorie dominano nella regione istmica1. Mentre questo gradiente complessivo è stato riconosciuto per qualche tempo, lavori recenti hanno scoperto più...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

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Questo lavoro è stato supportato in parte da un DoD Breakthrough Award ad AMW (BCRP W81XWH-14-1-0425). KCR è stato parzialmente supportato da borse di studio intramurali: la Pease Cancer Pre-Doctoral Fellowship e la Mary Galvin Burden Pre-Doctoral Fellowship in Biomedical Sciences e University of California, Riverside, premi intramurali: il Graduate Council Fellowship Committee Dissertation Research Grant e il Graduate Division Dissertation Year Program Award. Gli autori ringraziano Gillian M. Wright e Alyssa M. Kumari per l'assistenza nella risoluzione precoce di questo metodo.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Miscela di microsfere in acciaio inossidabile da 0,5 mmNext AdvanceSSB05Mix 1:1 con SSB14B da 1,4 mm, sterilizzata
Miscela di microsfere in acciaio inossidabile da 1,4 mmNext AdvanceSSB14BMix 1:1 con SSB05 da 0,5 mm, sterilizzata
1X soluzione salina tamponata con fosfato di Dulbecco A, pH 7,4 (DPBS)Gibco21600-010Ago da
25 G305122
Piastre di Petri sterili da 60 mmCorning430166
70 μ maglie cellulari mFisherbrand22-636-548
Agilent Eukaryote Total RNA 6000 Pico Chip kitAgilent 2100 Bioanalyzer5067-1513
Bead Bullet Blender Omogeneizzatore tissutaleNext AdvanceBBY24M
BioanlyzerAgilent 2100 Bioanalyzer
Albumina sierica bovinaSigma AldrichA7906
Freddo piastra/confezione/superficie a sceltaN/AN/AMantenuto a -20 ° C per dissezione
Cera dentalePolysciences Inc.403
Dulbecco' s Aquila modificata' s Medium (DMEM)/ Ham' s F12Corning10-090-CVPreparare il terreno di dissezione: DMEM/ Ham' s F12, 10% FBS, 25 mM Hepes, 1% Pen-Strep
Fetale Siero bovino Corning35-015CV
Pinze a punta fine a sceltaN/AN/A
GlycineSigma AldrichG712bImmagini di convalida immunocitochimica
IgG anti-topo di capra Alexa Fluor 555InvitrogenA-21422Immagini di convalida immunocitochimica
IgG anti-coniglio di capra Alexa Fluor 488InvitrogenA-11001Immagini di convalida immunocitochimica
HepesSigma AldrichH-3784
Hoescht 33342Cell Signaling Technologies4082SImmagini di convalida immunocitochimica
Microscopio composto invertitoKeyence BZ-X700
Mouse anti-mouse OccludinInvitrogen33-1500Immagini di convalida immunocitochimica
Tampone di dissociazione non enzimaticaN/A5 mM EDTA, 1 g/L di glucosio, 0,4% BSA, 1X DPBS
Macro-mesh di nylon 1 mm x 1 mmThomas Scientific1210U04
ParaformaldeideSigma AldrichP-6148Immagini di convalida immunocitochimica
Pen-StrepMP Biomedicals10220-718
Tecnologie di segnalazione cellulare Reagente Antifade Prolong Gold9071SImmagini di convalida immunocitochimica: terreno di montaggio
antifade PronaseSigma Aldrich10165921001Preparare il terreno di digestione della pronasi: 0,15% di pronasi in DMEM/Ham's F12, sterile
Ioduro di propidioRoche11 348 639 001Immagini di convalida della vitalità
Coniglio anti-topo TubulinaacetilataAbcamab179484Immagini di validazione immunocitochimica
Tampone di lisi RBCBD Biosciences555899
RNeasy Mini KitQiagen74134Utilizzato per la purificazione su colonna nel testo
Forbici per microdissezione a forma di mollaRoboz SurgicalRS-5610
Pipettatori a bulbo sterili da 3 mlGlobe Scientific137135
Blu di toluidinaAlfa AesarJ66015Preparare la soluzione di blu di toluidina: 1% in 1X DPBS, soluzione
salina tamponata con tris sterile (TBST)N/AN/AImmagini di convalida immunocitochimica; 0,1 N NaCl, 10 mM Tris-Cl pH 7,5, 1% Tween 20
Triton-X-100Mallinckrodt Inc.3555Immagini di convalida immunocitochimica
Reagente per l'estrazione dell'RNA TrizolInvitrogen15596026Indicato come reagente per l'estrazione dell'RNA. L'acqua priva di nucelasi, il cloroformio e l'isoproponale sono necessari in aggiunta all'esecuzione dell'estrazione di Trizol secondo le linee guida del produttore
BD

Riferimenti

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