Articolo metodologico

Infarto miocardico mediante dispiegamento della bobina di embolizzazione percutanea in un modello suino

DOI:

10.3791/63172

⸱

4 novembre 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1ICREC Research Program, Germans Trias i Pujol Health Research Institute (IGTP), 2Faculty of Medicine, University of Barcelona (UB), 3Heart Institute (iCOR), Germans Trias i Pujol University Hospital, 4CIBER Cardiovascular, Instituto de Salud Carlos III

* These authors contributed equally

In questo articolo

Avviso di errata corrige

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

I modelli animali di infarto miocardico (MI) che emulano il processo naturale della malattia nell'uomo sono cruciali per comprendere i meccanismi fisiopatologici e testare la sicurezza e l'efficacia delle nuove terapie emergenti. Qui, descriviamo un modello di suini MI creato implementando una bobina di embolizzazione percutanea.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L'infarto miocardico (MI) è la principale causa di mortalità in tutto il mondo. Nonostante l'uso di trattamenti basati sull'evidenza, tra cui la rivascolarizzazione coronarica e i farmaci cardiovascolari, una percentuale significativa di pazienti sviluppa rimodellamento patologico ventricolare sinistro e insufficienza cardiaca progressiva dopo infarto miocardico. Pertanto, sono state sviluppate nuove opzioni terapeutiche, come le terapie cellulari e geniche, tra le altre, per riparare e rigenerare il miocardio danneggiato. In questo contesto, i modelli animali di MI sono cruciali per esplorare la sicurezza e l'efficacia di queste terapie sperimentali prima della traduzione clinica. I modelli animali di grandi dimensioni come i suini sono preferiti rispetto a quelli più piccoli a causa dell'elevata somiglianza dei suini e dei cuori umani in termini di anatomia coronarica, cinetica cardiaca e processo di guarigione post-MI. Qui, abbiamo mirato a descrivere un modello MI nel maiale mediante l'implementazione di bobine permanenti. In breve, comprende una cannulazione percutanea selettiva dell'arteria coronaria attraverso l'accesso femorale retrogrado. Dopo l'angiografia coronarica, la bobina viene dispiegata nel ramo bersaglio sotto guida fluoroscopica. Infine, l'occlusione completa è confermata da angiografia coronarica ripetuta. Questo approccio è fattibile, altamente riproducibile ed emula la patogenesi dell'infarto miocardico umano non rivascolarizzato, evitando la tradizionale chirurgia a torace aperto e la successiva infiammazione postoperatoria. A seconda del tempo di follow-up, la tecnica è adatta per modelli di infarto miocardico acuto, subacuto o cronico.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L'infarto miocardico (MI) è la causa più diffusa di mortalità, morbilità e disabilità in tutto il mondo1. Nonostante gli attuali progressi terapeutici, una percentuale significativa di pazienti sviluppa rimodellamento ventricolare avverso e insufficienza cardiaca progressiva dopo infarto miocardico, con conseguente prognosi sfavorevole a causa di disfunzione ventricolare e morte improvvisa 2,3,4. Nuove opzioni terapeutiche per riparare e/o rigenerare il miocardio danneggiato sono quindi sotto esame e i modelli animali di MI traslazionale sono cruciali per testarne la sicurezza e l'efficacia. Sebbene diversi modelli siano stati utilizzati per la ricerca cardiovascolare, tra cui ratti 5,6, topi 7,8, cani9 e pecore10, i maiali sono una delle migliori scelte per modellare studi di ischemia cardiaca a causa della loro elevata somiglianza con gli esseri umani in termini di dimensioni del cuore, anatomia dell'arteria coronaria, cinetica cardiaca, fisiologia, metabolismo e processo di guarigione post-MI 11, 12,13,14,15.

In questo contesto, sono disponibili molti diversi approcci chirurgici aperti e percutanei per sviluppare modelli di mi suini. L'approccio a torace aperto comporta una procedura di toracotomia laterale sinistra ed è utile per eseguire la legatura chirurgica dell'arteria coronaria16,17, la criolesioni miocardiche, la cauterizzazione12 e il posizionamento dell'arteria coronaria di un occlude idraulico18 o di un costrittore ameroide19, tra gli altri. L'occlusione coronarica chirurgica è stata ampiamente utilizzata per testare nuove opzioni terapeutiche come l'ingegneria tissutale cardiaca e la terapia cellulare, in quanto consente un ampio accesso e una valutazione visiva del cuore; tuttavia, a differenza dell'infarto miocardico umano, può causare aderenze chirurgiche, cicatrici adiacenti e infiammazione postoperatoria17. La criolesioni miocardiche e la cauterizzazione sono tecniche facilmente riproducibili ma non riproducono la progressione fisiopatologica dell'infarto miocardico osservatanell'uomo 12. D'altra parte, sono state sviluppate diverse tecniche percutanee per produrre un blocco coronarico temporaneo o permanente. Questi comprendono l'ablazione transcoronarica o intracoronarica di etanolo 20,21, l'occlusione mediante angioplastica con palloncino22 o la consegna di materiali trombogenici come perle di gel di agarosio23, miscele di fibrinogeno9 o embolizzazione della bobina17,24. Mentre l'angioplastica con palloncino è più adatta per gli studi di ischemia / riperfusione, la distribuzione della bobina coronarica è una delle migliori scelte per la modellazione dell'INFARTO non rivascolarizzato. Questo approccio percutaneo è fattibile, riproducibile in modo coerente ed evita la chirurgia a torace aperto. Permette un controllo preciso della posizione dell'infarto e si traduce in fisiopatologia simile a quella di un MI umano non riperfuso. Inoltre, l'embolizzazione della bobina è adatta per la modellazione di infarto miocardico acuto, subacuto o cronico; insufficienza cardiaca congestizia cronica; o malattia valvolare17.

Il presente protocollo mira a descrivere come sviluppare un modello suino MI mediante l'implementazione permanente di bobine. In breve, comprende una cannulazione percutanea selettiva dell'arteria coronaria attraverso l'accesso femorale retrogrado. Dopo l'angiografia coronarica, una bobina viene dispiegata presso l'arteria del ramo bersaglio sotto guida fluoroscopica. Infine, l'occlusione completa è confermata da angiografia coronarica ripetuta.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo studio è stato approvato dal Comitato Etico dell'Unità di Sperimentazione Animale dell'Istituto tedesco di ricerca sanitaria Trias i Pujol (IGTP) e dalle autorità governative (Generalitat de Catalunya; Codice: 10558 e 11208), e rispetta tutte le linee guida riguardanti l'uso degli animali nella ricerca e nell'insegnamento come definito dalla Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio25.

1. Preparazione preprocedurale degli animali

  1. Utilizzare maiali incrociati Landrace X Large White (30-35 kg) di entrambi i sessi.
  2. Mantenere gli animali in uno stato di digiuno per 12 ore prima della procedura.

2. Sedazione, anestesia e analgesia

  1. Sedare l'animale con un'iniezione intramuscolare (IM) di ketamina (3 mg/kg), midazolam (0,3 mg/kg) e dexmedetomidina (0,03 mg/kg). Attendere circa 10-15 min.
  2. Una volta che il maiale è sedato, ventilarlo con una miscela di ossigeno (90-100%)-isoflurano (1-2%) e una maschera facciale per garantire una sedazione ottimale.
  3. Metti un unguento veterinario sugli occhi del maiale per prevenire la secchezza.
    NOTA: Ripetere ogni 20 minuti.
  4. Posizionare per via endovenosa (IV) un catetere da 20 G in una vena laterale dell'orecchio. Somministrare propofol (1-2 mg/kg) per indurre l'anestesia.
  5. Una volta che il maiale non ha riflesso di deglutizione, intubare l'animale usando un tubo endotracheale (taglia 6,5-7,0 per 30-35 kg).
    NOTA: Regolare la dimensione del tubo endotracheale in base alle dimensioni del maiale. L'intubazione deve essere effettuata rapidamente per prevenire un piano anestetico più profondo e un'apnea prolungata.
  6. Somministrare buprenorfina per via endovenosa (0,01 mg/kg) per analgesia intrachirurgica. Utilizzare un cerotto transdermico di fentanil (100 μg/h) per l'analgesia post-operatoria.
    NOTA: Il cerotto di fentanil viene applicato sulla pelle inguinale ed è attivo per 72 ore per limitare il dolore postoperatorio. Il suo effetto farmacologico non inizia immediatamente dopo il parto, quindi applicalo prima di iniziare la procedura.
  7. Eseguire la ventilazione dell'unità di unità di maschera delle vie aeree (20 gonfiaggi / min) durante il trasporto del maiale nella stanza di radiologia interventistica vascolare (VIR).
  8. Collegare il tubo endotracheale alla macchina per anestesia dotata di sensore delle vie aeree e registrazione capnografica.
  9. Avviare la ventilazione meccanica a pressione positiva con FiO2 0,50, utilizzando un volume di marea di 10 ml/kg e una frequenza di 16-20 respiri/min. Mantenere l'anestesia con isoflurano (1-3%).
    NOTA: Per confermare il corretto piano anestetico chirurgico, l'animale non deve respirare spontaneamente né avere riflessi di luce corneale o pupillare.

3. Monitoraggio emodinamico e preparazione dell'area chirurgica

  1. Posizionare l'animale sul tavolo operatorio in posizione supina e fissare gli arti al tavolo con nastro adesivo o benda.
  2. Posizionare le sonde dell'elettrocardiogramma (ECG) per via sottocutanea nelle estremità dell'animale per registrare i cambiamenti nel segmento ST, nelle onde T e nella frequenza cardiaca durante la procedura sperimentale.
  3. Posizionare un pulsossimetro sulla lingua o un angolo del labbro dell'animale e il bracciale di pressione non invasivo sull'arto anteriore.
  4. Misurare la temperatura rettale/esofagea con una sonda.
  5. Pulire l'area femorale destra con sapone chirurgico seguito da alternanza di soluzione antisettica di povidone-iodio e alcool 3 volte in condizioni sterili.
  6. Assicurarsi che il chirurgo esegua il lavaggio chirurgico delle mani e indossi un camice sterile e guanti sterili.
  7. Coprire l'animale con un drappo chirurgico sterile.
  8. Preparare e lavare con soluzione salina eparinizzata l'ago, una guaina vascolare 6F, un filo con punta a J da 0,035 pollici, un catetere guida 6F JR4 da 90 cm, un filo guida da 0,014 pollici da 200 cm, un microcatetere di diametro interno di 150 cm di lunghezza / 0,017 pollici e il kit collettore di iniezione del mezzo di contrasto.

4. Accesso vascolare

  1. Forare l'arteria femorale destra tramite un approccio percutaneo con puntura guidata da ultrasuoni. Individuare la biforcazione tra l'arteria femorale superficiale e l'arteria femorale profonda.
  2. Posizionare il trasduttore di 2-3 cm prossimale alla biforcazione, nell'arteria femorale comune, e allineare il centro del trasduttore con l'arteria femorale comune.
  3. Posizionare l'ago al centro del trasduttore e perforare l'arteria ad un'angolazione di circa 45°. Successivamente, inserire una guaina vascolare 6F utilizzando la tecnica Seldinger modificata26.
    NOTA: In caso di spasmo o ematoma significativo, crossover all'arteria femorale controlaterale.
  4. Lavare i cateteri con soluzione salina eparinizzata. (5000 UI di eparina non frazionata/1000 mL di NaCL allo 0,9%).
  5. Somministrare eparina attraverso la guaina (300 UI/kg).

5. Angiografia coronarica

  1. Inserire il filo J-tip nel catetere guida JR4 e far avanzare il filo attraverso la guaina nell'aorta ascendente, quindi posizionare il catetere sulla superficie valvolare.
  2. Rimuovere il filo e collegare il catetere al sistema del collettore di iniezione. Elimina l'intero sistema.
  3. Sotto fluoroscopia, inserire il catetere nell'arteria coronaria principale sinistra e iniettare 10 ml di mezzo di contrasto iodato per visualizzare il sistema coronarico sinistro (Figura 1A, C).
    NOTA: È importante assicurarsi che la forma d'onda della pressione arteriosa non venga smorzata prima dell'iniezione per evitare il rischio di dissezione coronarica.
  4. Eseguire angiogrammi in due viste ortogonali: obliquo anteriore sinistro 40° e obliquo anteriore destro 30° proiezioni.
  5. Avanzare un filo guida da 0,014 pollici preassemblato sul microcatetere verso l'arteria coronaria discendente anteriore sinistra (LAD) o circonflessa sinistra distale (LCX) sotto guida fluoroscopica.

6. Impianto di bobine

  1. Sotto guida fluoroscopica, far avanzare il microcatetere attraverso il filo fino alla posizione desiderata in cui deve essere distribuito l'impianto della bobina. Nel caso dell'occlusione LAD, posizionare il distale della bobina al primo ramo diagonale e, per LCX, posizionare il distale della bobina al primo ramo marginale.
    NOTA: Gli approcci prossimali (prima dei primi rami diagonali o dei primi rami marginali) hanno tassi di sopravvivenza molto bassi.
  2. Rimuovere il filo e selezionare la bobina.
    NOTA: è importante selezionare la dimensione e la lunghezza ottimali della bobina. Una bobina piccola o corta potrebbe non posizionarsi bene nel lume del vaso e ha un rischio molto elevato di migrazione distale a causa di iniezioni di contrasto o spontanee, con conseguente minore dimensione dell'infarto. Una bobina grande o lunga può prolassare prossimale alla nave e produrre un infarto più grande di quanto desiderato. La scelta della bobina corretta è particolarmente importante se si utilizzano bobine non rilevabili, in quanto non possono essere rimosse. La dimensione ottimale è 1-2 mm più grande del lume della nave da embolizzare e la lunghezza tra 20-60 mm è solitamente adeguata per i suini da 30-40 kg.
  3. Erogare la bobina tramite microcatetere e iniettare lentamente 5 mL di mezzo di contrasto iodato sotto fluoroscopia per visualizzare la posizione corretta della bobina.
  4. Rimuovere il microcatetere all'interno del catetere guida e posizionare la guida in un ramo laterale per eseguire iniezioni di controllo e per garantire l'accesso all'arteria nel caso in cui sia necessario impiantare una seconda bobina.
  5. Attendere che la bobina trombosi e occluda l'arteria.
    NOTA: Quando l'arteria è occlusa, si possono osservare cambiamenti nell'elettrocardiogramma. Un altro modo per controllare l'occlusione arteriosa completa è quello di eseguire iniezioni lente di contrasto iodato ogni 10 minuti (Figura 1B, D). Se l'arteria non occlude entro 20-30 minuti, potrebbe essere necessario un altro impianto a bobina.

7. Fine della procedura

  1. Una volta che l'arteria è occlusa, somministrare un'infusione endovenosa continua di lidocaina (50-100 μg/kg/min) per almeno 1 ora per prevenire episodi aritmici.
  2. Eseguire un angiogramma per assicurarsi che non vi sia alcun flusso distale all'occlusione.
  3. Rimuovere il filo, il microcatetere e il catetere guida.
  4. Rimuovere la guaina ed eseguire la compressione manuale per 20 minuti.

8. Procedura postoperatoria e recupero animale

  1. Monitorare l'animale fino a quando non è completamente recuperato, utilizzando ECG, temperatura rettale, pulsossimetria e capnografia.
    NOTA: In caso di aritmie ventricolari, somministrare un bolo di lidocaina (1,5-3,5 mg/kg).
  2. Somministrare un'iniezione IM di tulatromicina (2,5 mg/kg) come terapia antibiotica postoperatoria profilattica. Per l'analgesia post-chirurgica, un cerotto transdermico di fentanil viene somministrato prima della procedura chirurgica (fase 2.6).
  3. Spegnere l'isoflurano e mantenere la ventilazione meccanica fino a quando l'animale inizia a respirare spontaneamente.
  4. Quando il maiale recupera il riflesso della deglutizione, rimuovere il tubo endotracheale. NOTA: Controllare se l'animale ha una buona SpO2 (più del 95%) prima e dopo l'estubazione.
  5. Trasportare l'animale in una gabbia individuale. Posiziona l'animale sopra una coperta di acqua calda e coprilo con un telo termico per evitare l'ipotermia post-chirurgica.
    NOTA: Non restituire il maiale alla compagnia di altri animali fino a quando non si è completamente ripreso.
  6. Monitorare l'animale fino a quando non ha riacquistato una coscienza sufficiente per mantenere la reclinazione sternale.

9. Valutazione e monitoraggio del dolore postoperatorio

  1. Durante il follow-up post-chirurgico, monitorare le condizioni generali degli animali, compresa la frequenza respiratoria, l'assunzione di cibo e acqua, l'attività e l'interazione con gli altri individui, l'aspetto e la colorazione della pelle e l'evoluzione della ferita chirurgica.
  2. Applicare un protocollo di supervisione giornaliera secondo i seguenti criteri di punteggio: - Peso:
    0: Normale
    1: <10% di perdita di peso
    2: 10-20% di perdita di peso
    3:> perdita di peso del 20%

    - Condizione corporea:
    0: Buono: vertebre non prominenti, ossa pelviche o spinali
    2: Regolare: evidenza di segmentazione spinale, ossa pelviche palpabili
    3: Emaciazione: scheletro estremamente marcato, poca o nessuna carne da coprire

    - Comportamento:
    0: Normale: attivo e interattivo nell'ambiente
    1: Leggero calo dell'attività e meno interattivo
    2: Anormale: pronunciato declino dell'attività, isolato
    3: Anormale: immobile o iperattività, possibile autolesionismo

    - Aspetto fisico:
    0: Normale: pelle/capelli lucidi e occhi luminosi
    1: Scompare l'imbalsamazione, pelle / capelli senza lucentezza
    2: Scarsa pelle / secrezioni nasali
    3: Pelle povera, postura anormale o curva

    - Disturbi comportamentali:
    0: Nessuno
    1: Incapacità di muoversi normalmente
    2: Incapace di raggiungere cibo / bevande, isolato da altri animali
    3: Intenzione di nascondersi/angolo, non risponde agli stimoli (morire)

    - Segni clinici:
    0: Nessuno
    1: Ipotermia, febbre, insufficienza respiratoria lieve
    2: Infezione della ferita chirurgica, insufficienza respiratoria moderata con secrezioni muco-sanguinolente
    3: Insufficienza cardiaca, grave insufficienza respiratoria (cianosi, bocca aperta)

    Punteggio:
    - 1-5: Sorveglia gli animali una volta al giorno.
    - 6-12: Fornire una terapia di supporto se necessario.
    - Qualsiasi animale con un punteggio di 3 in uno qualsiasi dei parametri di cui sopra o con un punteggio totale >12 sarà eutanasizzato.

    NOTA: Gli animali devono essere monitorati quotidianamente dal personale di cura degli animali e due volte alla settimana dal team di ricerca e veterinario.
  3. Sebbene non ci si aspetti dolore e angoscia dalla procedura, se un animale mostra segni di dolore, somministrare una terapia analgesica (tramadolo, orale, 2-4 mg / kg, al giorno). Se un animale non risponde ai farmaci analgesici e mostra segni di dolore cronico (probabilità molto bassa), eutanasia dell'animale con un sovradosaggio anestetico (tiopentale di sodio, IV, 200 mg / kg).
  4. Se la ferita chirurgica mostra segni di infezione (bassa probabilità) nonostante la terapia antibiotica somministrata, trattare la ferita quotidianamente e iniziare un nuovo regime antibiotico (cefquinome solfato, IM, 2 mg/ kg, al giorno).

10. Metodo dell'eutanasia

  1. Sotto precedente sedazione e anestesia, come precedentemente descritto, somministrare un sovradosaggio tiopentale di sodio per via endovenosa (200 mg / kg).
  2. Confermare l'arresto cardiorespiratorio e la morte monitorando i segni vitali (elettrocardiogramma, pressione sanguigna, capnografia).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tassi di sopravvivenza MI e posizione
Cinquantasette suini sono stati sottoposti a impianto di bobina coronarica nel ramo marginale LCX (n = 25; 12 femmine e 13 maschi) o nel LAD tra il primo e il secondo ramo diagonale (n = 32; 16 femmine e 16 maschi) dell'arteria coronaria e sono stati seguiti per 30 giorni. Il tasso di sopravvivenza degli animali sottoposti a infarto miocardico presso il ramo marginale LCX era dell'80% (n = 20). Tre suini sono morti a causa di complicazioni fatali legate al blocco ...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Una bobina distribuita in un'arteria coronaria fornisce un modello di MI pre-clinico non riperfuso riproducibile e coerente nei suini che può essere utilizzato per sviluppare e testare nuove strategie terapeutiche cardiovascolari.

Nelle nostre mani, la mortalità al follow-up era del 19% correlata a complicanze di INFARTO miocardico, per lo più entro le prime 24 ore della procedura. Tutte queste morti sono correlate alla storia naturale dell'INFARTO non riperfuso e sono stati i risultati primar...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli autori non hanno nulla da rivelare

Ringraziamenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Esprimiamo la nostra gratitudine al Centro di Medicina Comparata e Bioimaging della Catalogna (CMCiB) e al personale per il loro contributo all'esecuzione del modello animale. Questo lavoro è stato sostenuto dall'Instituto de Salud Carlos III (PI18/01227, PI18/00256, INT20/00052), dalla Sociedad Española de Cardiología e dalla Generalitat de Catalunya [2017-SGR-483]. Questo lavoro è stato finanziato anche dai progetti Red de Terapia Celular - TerCel [RD16/0011/0006] e CIBER Cardiovascular [CB16/11/00403], nell'ambito del Plan Nacional de I+D+I, e cofinanziato dall'ISCIII-Subdirección General de Evaluación y el Fondo Europeo de Desarrollo Regional (FEDER). Il Dr. Fadeuilhe è stato sostenuto da una sovvenzione della Società Spagnola di Cardiologia (Madrid, Spagna).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Catetere guida 6-F JR4 0-71"MedtronicLA6JR406F JR4 90 cm Catetere guida
Adrenalina 1 mg/mLB.BraunNational Code (NC). 602486Adrenalina
Atropina 1 mg/mLB.BraunNC. 635649Atropina
BetadinaMylanNC. 694109-1Soluzione di iodio povidone
Bupaq 0,3 mg/mLRichter Pharma AGNC. 578816.6Buprenorfina
Dexdomitor 0,5 mg/mLOrion PharmaNC. 576303.3Dexmedetomidina
DraxxinZoetisNC. 576313.2Tulatromicina
EMERALD GuidewireCordis502-585Filo con punta a J da 0,035 pollici
Defibrillatore esternoDigiCareCS81XVETDefibrillatore
esterno manualeFendivia 100 µ g/hTakedaNC. 658524.5Cerotto transdermico Fentanyl
Guidewire Introducer Needle 18 G x 7 cmArgonGWI1802Ago introduttore
Heparine 1%ROVINC. 641647.1Eparina
Hi-Torque VersaTurn FAbbott1013317J0,014 pollici 200 cm Guidewire
IsoFloZoetis50019100Isoflurano
KetamidorRichter Pharma AG,NC. 580393.7Ketamina
Lidocaina 50 mg/mLB.BraunNC. 645572.2Lidocaina
MD8000vetMeditech EquipmentMD8000vetMonitor multiparametrico
MidazolamLaboratorios NormonNC. 624437.1Midazolam
Prelude.6F.11 cm (4.3").0.035" (0.89 mm).50 cm (19.7"). Double Ended.Stainless Steel.6F.16MeritPSI-6F-11-0356F Guaina vascolare
Propovet Multidosis 10 mg/mLZoetisNC. 579742.7Propofol
RENEGADE STC-18 150/20/STRAIGHT/1ROBoston ScientificM001181370150 cm di lunghezza con diametro interno di 0,017 pollici Microcatetere
RuschelitTeleflex112482Tubo endotracheale con palloncino (#6.5)
SPUR IIAmbu325 012 000Sacca per maschera per vie aeree unità di ventilazione (AMBU)
Vasofix 20 GB.Braun426909820 G Cannula
Visipaque 320 mg/mL USB 10 x 200 mLGeneral Electrics1177612Mezzo di contrasto iodato
VortX-18 Diamond 3 mm/3,3 mmBoston ScientificM0013822030Coil
WATO EX-35MindrayWATO Macchinaper anestesia
EX-35Vet

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Khan, M., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349(2020).
  2. Bhatt, A. S., Ambrosy, A. P., Velazquez, E. J. Adverse remodeling and reverse remodeling after myocardial infarction. Current Cardiology Reports. 19 (8), 71(2017).
  3. Verma, A., et al. Prognostic implications of left ventricular mass and geometry following myocardial infarction: The VALIANT (VALsartan In Acute myocardial iNfarcTion) echocardiographic study. JACC: Cardiovascular Imaging. 1 (5), 582-591 (2008).
  4. Konstam, M., Kramer, D., Patel, A., Maron, M., Udelson, J. Left ventricular remodeling in heart failure: current concepts in clinical significance and assessment. JACC. Cardiovascular Imaging. 4 (1), 98-108 (2011).
  5. Srikanth, G., Prakash, P., Tripathy, N., Dikshit, M., Nityanand, S. Establishment of a rat model of myocardial infarction with a high survival rate: A suitable model for evaluation of efficacy of stem cell therapy. Journal of Stem Cells and Regenerative Medicine. 5 (1), 30(2009).
  6. Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. -H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (48), e2464(2011).
  7. Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology. 102 (6), Bethesda, MD. 2104-2111 (2007).
  8. Yang, F., et al. Myocardial infarction and cardiac remodelling in mice. Experimental Physiology. 87 (5), 547-555 (2002).
  9. Suzuki, M., Asano, H., Tanaka, H., Usuda, S. Development and evaluation of a new canine myocardial infarction model using a closed-chest injection of thrombogenic material. Japanese Circulation Journal. 63 (11), 900-905 (1999).
  10. Rienzo, M., et al. A total closed chest sheep model of cardiogenic shock by percutaneous intracoronary ethanol injection. Scientific Reports. 10 (1), 12417(2020).
  11. Spannbauer, A., et al. Large animal models of heart failure with reduced ejection fraction (HFrEF). Frontiers in Cardiovascular Medicine. 6, 117(2019).
  12. Liu, J., Li, X. Novel porcine models of myocardial ischemia/infarction - Technical progress, modified electrocardiograms validating, and future application. Advances in Electrocardiograms - Clinical Applications. , In Tech. Shanghai, China. 175-190 (2012).
  13. Hughes, G. C., Post, M., Simons, M., Annex, B. Translational physiology: porcine models of human coronary artery disease: implications for pre-clinical trials of therapeutic angiogenesis. Journal of Applied Physiology. 94 (5), Bethesda, MD. 1689-1701 (2003).
  14. Tsang, H. G., et al. Large animal models of cardiovascular disease. Cell Biochemistry and Function. 34 (3), 113(2016).
  15. Dixon, J. A., Spinale, F. G. Large animal models of heart failure. Circulation: Heart Failure. 2 (3), 262-271 (2009).
  16. Gálvez-Montón, C., et al. Transposition of a pericardial-derived vascular adipose flap for myocardial salvage after infarct. Cardiovascular Research. 91 (4), 659-667 (2011).
  17. Gálvez-Montón, C., et al. Comparison of two pre-clinical myocardial infarct models: coronary coil deployment versus surgical ligation. Journal of Translational Medicine. 12, 137(2014).
  18. Domkowski, P. W., Hughes, G. C., Lowe, J. E. Ameroid constrictor versus hydraulic occluder: creation of hibernating myocardium. The Annals of Thoracic Surgery. 69 (6), 1984(2000).
  19. Tuzun, E., et al. Correlation of ischemic area and coronary flow with ameroid size in a porcine model. Journal of Surgical Research. 164 (1), 38-42 (2010).
  20. Weismüller, P., Mayer, U., Richter, P., Heieck, F., Kochs, M., Hombach, V. Chemical ablation by subendocardial injection of ethanol via catheter - preliminary results in the pig heart. European Heart Journal. 12 (11), 1234-1239 (1991).
  21. Haines, D., Verow, A., Sinusas, A., Whayne, J., DiMarco, J. Intracoronary ethanol ablation in swine: characterization of myocardial injury in target and remote vascular beds. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 5 (1), 41-49 (1994).
  22. Li, K., Wagner, L., Moctezuma-Ramirez, A., Vela, D., Perin, E. A robust percutaneous myocardial infarction model in pigs and its effect on left ventricular function. Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2021).
  23. Eldar, M., Ohad, D., Bor, A., Varda-Bloom, N., Swanson, D., Battler, A. A closed-chest pig model of sustained ventricular tachycardia. Pacing and Clinical Electrophysiology : PACE. 17 (10), 1603-1609 (1994).
  24. Dib, N., Diethrich, E. B., Campbell, A., Gahremanpour, A., McGarry, M., Opie, S. R. A percutaneous swine model of myocardial infarction. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 53 (3), 256-263 (2006).
  25. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. Washington (DC), US. (2011).
  26. Carter, C., Girod, D., Hurwitz, R. Percutaneous cardiac catheterization of the neonate. Pediatrics. 55 (5), 662-665 (1975).
  27. Koudstaal, S., et al. Myocardial infarction and functional outcome assessment in pigs. Journal of Visualized Experiments JoVE. (86), e51269(2014).
  28. Kumar, M., et al. Animal models of myocardial infarction: Mainstay in clinical translation. Regulatory Toxicology And Pharmacology RTP. 76, 221-230 (2016).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Richiedi il permesso di riutilizzare il testo o le figure di questo articolo JoVE

Richiedi permesso

Errata corrige

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Formal Correction: Erratum: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model
Posted by JoVE Editors on 5/26/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Myocardial Infarction by Percutaneous Embolization Coil Deployment in a Swine Model. The Protocol and Discussion sections were updated.

Step 3.5 was updated from:

Clean the right femoral area with surgical soap and antiseptic povidone-iodine solution under sterile conditions

to:

Clean the right femoral area with surgical soap followed by alternating antiseptic povidone-iodine solution and alcohol 3 times under sterile conditions.

Section 9 was updated from:

9. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

to:

9. Postoperative pain assessment and monitoring

  1. During the post-surgical follow-up, monitor the general condition of the animals, including the respiratory rate, food and water intake, activity and interaction with the other individuals, appearance and coloration of the skin, and the evolution of the surgical wound.
  2. Apply a daily supervision protocol according to the following scoring criteria:
    - Weight:
    0: Normal
    1: <10% weight loss
    2: 10-20% weight loss
    3:> 20% weight loss

    - Body condition:
    0: Good: non-prominent vertebrae, pelvic or spinal bones
    2: Regular: evidence of spinal segmentation, palpable pelvic bones
    3: Emaciation: extremely marked skeleton, little or no meat to cover

    - Behavior:
    0: Normal: Active and interactive in your environment
    1: Slight decline in activity and less interactive
    2: Abnormal: pronounced decline in activity, isolated
    3: Abnormal: Immobile or hyperactivity, possible self-harm

    - Physical appearance:
    0: Normal: skin/hair shiny and eyes bright
    1: Disappears embalming, skin/hair without shine
    2: Poor skin/nasal secretions
    3: Poor skin, abnormal or hunched posture

    - Behavioral disorders:
    0: None
    1: Inability to move normally
    2: Unable to reach food/drink, isolated from other animals
    3: Intention to hide/corner, does not respond to stimuli (dying)

    - Clinical signs:
    0: None
    1: Hypothermia, fever, mild respiratory failure
    2: Infection of the surgical wound, moderate respiratory failure with muco-bloody secretions
    3: Heart failure, severe respiratory failure (cyanosis, open mouth)

    Score:
    - 1-5: Supervise the animals once a day.
    - 6-12: Provide supportive therapy if necessary.
    - Any animal with a score of 3 in any of the above parameters or with a total score >12 will be euthanized.
    NOTE: The animals should be monitored daily by the animal care staff and twice a week by the research and veterinary team.
  3. Although no pain and distress are expected from the procedure, if any animal shows signs of pain, give analgesic therapy (tramadol, oral, 2-4 mg/kg, daily). If any animal does not respond to analgesic medication and shows signs of chronic pain (very low probability), euthanize the animal with an anesthetic overdose (sodium thiopental, IV, 200 mg/kg).
  4. If the surgical wound shows signs of infection (low probability) despite the antibiotic therapy administered, treat the wound daily and initiate a new antibiotic regimen (cefquinome sulphate, IM, 2 mg/kg, daily).

10. Euthanasia method

  1. Under previous sedation and anesthesia, as previously described, administer an IV sodium thiopental overdose (200 mg/kg).
  2. Confirm cardiorespiratory arrest and death by monitoring vital signs (electrocardiogram, blood pressure, capnography).

Tag

Angiografia coronaricarimodellamento del ventricolo sinistroocclusione dell arteria coronariaguida fluoroscopicamodello animale di MIrisonanza magnetica cardiaca

Articoli correlati