Articolo metodologico

Taglio cesareo di un modello animale preclinico di corioamnionite scatenata da streptococco di gruppo B (GBS)

DOI:

10.3791/63221

⸱

29 dicembre 2021

 ,  ,  , 
1Department of Pediatrics, McGill University, 2Department of Pharmacology, McGill University

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

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L'obiettivo di questo protocollo è quello di descrivere un modello animale preclinico di corioamnionite indotta da streptococco di gruppo B (GBS). Lo studio è progettato per indagare i processi meccanicistici, i potenziali legami causali con i disturbi dello sviluppo e, infine, per sviluppare trattamenti traslazionali antinfiammatori placento e neuroprotettivi.

Abstract

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Lo streptococco di gruppo B (GBS) è uno dei batteri più comuni isolati durante la gravidanza umana. È una delle principali cause di infezione/infiammazione della placenta, chiamata corioamnionite. La corioamnionite espone il feto in via di sviluppo a un alto rischio di lesioni d'organo, morbilità perinatale e mortalità, nonché a menomazioni neurocomportamentali per tutta la vita e altri problemi di sviluppo non neurologici. I due sottotipi più frequenti di isolati di GBS da tessuti materni e fetali sono i sierotipi Ia (13%-23%) e III (25%-53%). Il nostro laboratorio ha sviluppato e caratterizzato un modello di corioamnionite indotta da GBS per studiare i successivi impatti sul sistema nervoso centrale del feto in via di sviluppo e per comprendere gli aspetti meccanicistici sottostanti. Questo articolo presenta il design e gli usi del modello preclinico di ratto, che riproduce fedelmente il segno distintivo della corioamnionite indotta da GBS nell'uomo. Questo articolo ha lo scopo di aiutare gli scienziati a riprodurre il progetto sperimentale e di fornire supporto attraverso esempi di risoluzione dei problemi. Il presente modello può anche contribuire a potenziali scoperte attraverso la scoperta di cause, meccanismi e nuove vie terapeutiche, che rimangono incerte in molte menomazioni dello sviluppo derivanti dalla corioamnionite. Inoltre, l'uso di questo modello può essere esteso agli studi delle morbilità perinatali non neurologiche comuni e gravi che interessano, ad esempio, la retina, l'intestino, il polmone e il rene. L'interesse principale di questa ricerca è nel campo delle menomazioni dello sviluppo neurologico fetale indotte da GBS come la paralisi cerebrale (CP), il disturbo da deficit di attenzione e iperattività (ADHD) e il disturbo dello spettro autistico (ASD). La logica a sostegno di questo modello è presentata in questo articolo, seguita da procedure e risultati.

Introduzione

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L'attivazione immunitaria materna (MIA) è stata descritta come uno dei fattori di rischio indipendenti più critici per la nascita prematura, la morte fetale e i disturbi cognitivi e comportamentali permanenti nella progenie 1,2,3,4. Gran parte della ricerca preclinica esistente sul ruolo dell'infiammazione gestazionale sulla placenta e sugli esiti dello sviluppo utilizza componenti patogeni, come il lipopolisaccaride (LPS) di E. coli e l'analogo sintetico dell'RNA virale a doppio filamento, la poliinosinica: acido policitidilico (Poly[I: C]), che imitano le infezioni virali. Tuttavia, anche se lo streptococco di gruppo B (GBS) è la causa più frequente di infezione perinatale, pochi modelli animali hanno affrontato il suo ruolo nei meccanismi infiammatori in gioco e gli esiti5.

GBS è un cocco gram-positivo incapsulato che colonizza il tratto genitale inferiore in circa il 15%-30% delle donne in gravidanza6. Porta a infezione/infiammazione della placenta, chiamata corioamnionite 7,8. Dei dieci sierotipi GBS, i due sierotipi più frequenti Ia e III sono i principali determinanti infettivi delle lesioni nei tessuti maternofetali 9,10. È stato dimostrato che l'infezione da GBS porta a una maggiore risposta infiammatoria nel sangue fetale e nella carenza placentare, che sono altamente sospettati di essere coinvolti in molteplici disturbi dello sviluppo neurologico come la paralisi cerebrale (CP), il disturbo da deficit di attenzione e iperattività (ADHD) e il disturbo dello spettro autistico (ASD)5,11.

Negli ultimi dieci anni, abbiamo sviluppato un modello di ratto di corioamnionite indotta da GBS che porta a vari disturbi dello sviluppo nella prole12. Questo modello preclinico dimostra il nesso causale tra l'infiammazione placentare indotta da GBS e una serie di disturbi dello sviluppo neurologico specifici del sesso nella prole 13,14,15. L'obiettivo di questo articolo è fornire ai lettori informazioni sulla progettazione di un modello preclinico di ratto di infezione di fine gestazionale e conseguenti menomazioni neuro-comportamentali nella prole. Il presente protocollo mira a imitare la realtà clinica della corioamnionite indotta da GBS.

I risultati di questo modello preclinico mostrano che l'inoculazione intraperitoneale (IP) di fine gestazionale (Figura 1) di GBS porta a (i) infezione e infiammazione placentare, soddisfacendo i criteri diagnostici della corioamnionite16; (ii) una massiccia sovraregolazione di IL-1β e delle molecole infiammatorie a valle della via IL-1, all'interno della placenta12; (iii) disturbi dello sviluppo neurologico nella prole12; (iv) differenze di sesso nelle risposte immunitarie e conseguenti menomazioni neurocomportamentali, come la prole femminile che presenta tratti adulti simili all'ADHD mentre la prole maschile presenta tratti simili all'ASD ad esordio precoce e di lunga durata; (v) esiti neurocomportamentali distinti nella progenie a seconda del sierotipo GBS utilizzato per indurre la corioamnionite14,15. In linea con questi risultati, i principali passi successivi utilizzando questo modello saranno quelli di testare, in primo luogo, il ruolo degli androgeni nella corioamnionite indotta da GBS e, in secondo luogo, il ruolo placentare e neuro-protettivo di molecole che prendono di mira specifiche vie infiammatorie, nella speranza di portare alcune di queste molecole alla soglia degli studi clinici terapeutici.

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Protocollo

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Tutti gli esperimenti sono stati approvati dall'Istituto di ricerca del McGill University Health Centre (RI-MUHC). Tutti gli esperimenti sono stati eseguiti secondo il Canadian Council on Animal Care.

1. Ratti Lewis gravidi

  1. Ottenere ratti Lewis da fonti commerciali al giorno gestazionale (G)14. Ospitarli in un'adeguata struttura per animali (RI-MUHC animal facility) in un ambiente controllato a 20-23 °C con un ciclo luce/buio di 12 ore e accesso all'acqua e al cibo ad libitum17.
  2. Pesare le dighe ogni giorno per rilevare qualsiasi comportamento di malattia dal G14 (cioè il giorno dell'arrivo) fino al G22 (cioè il giorno del taglio cesareo)

2. Crescita batterica

  1. Su G18, preparare due provette sterili con 5 ml di brodo sterile di Brain Heart Infusion (BHI). Prelevare una piccola porzione di stock batterico congelato (sierotipo capsulare β-emolitico Ia in BHI e 15% di glicerolo14) da -80 °C e aggiungerlo in provette BHI da 5 ml (Figura 2).
  2. Mettere le provette nell'agitatore (240 giri/min) per 18 ore a 37 °C.
  3. Su G19, preparare una soluzione al 3% di GBS in brodo BHI sterile raccogliendo 1,5 mL della soluzione incubata in 48,5 mL di brodo BHI sterile.
  4. Raccogliere 1,5 ml della soluzione al 3% di GBS più BHI in una cuvetta. Utilizzando uno spettrofotometro, registrare l'assorbimento iniziale come T0 (densità ottica (OD) 600 nm).
    NOTA: Ogni volta è stato utilizzato un grezzo realizzato con brodo BHI sterile per bilanciare lo spettrofotometro.
  5. Porre la soluzione al 3% nell'incubatore a 37 °C agitando 240 giri/min per circa 2 ore. Controllare l'assorbimento ogni 20 minuti dopo 2 ore fino a raggiungere una misura di assorbanza compresa tra 0,6 e 0,8 (OD600 nm).
  6. Dopo aver raggiunto l'assorbanza desiderata, raccogliere 20 mL di soluzione al 3% di GBS più BHI e aggiungerla a una provetta da 50 mL.
  7. Centrifugare (1792 x g) i campioni a 4 °C per 13 minuti e lavare due volte il GBS precipitato con 20 mL di soluzione fisiologica sterile allo 0,9%.
  8. Sospendere il GBS precipitato in 2 mL di soluzione fisiologica sterile allo 0,9%. Conservare questa aliquota in ghiaccio fino al momento dell'iniezione.
  9. Iniettare (per via intraperitoneale) il gruppo di controllo con 100 μL di soluzione fisiologica sterile allo 0,9% e il gruppo GBS con 100 μL di sierotipo β-emolitico Ia GBS sospeso in soluzione fisiologica sterile allo 0,9%.
    NOTA: La dose iniettata era di 108 unità formanti colonie (CFU) di GBS o soluzione salina (per il controllo). L'inoculazione di10-8 CFU è stata ben consolidata come modello di corioamnionite umana. L'inoculazione con una dose più elevata di GBS causerà probabilmente la mortalità della diga. L'iniezione di una dose inferiore a quella menzionata non imiterà l'infezione e l'infiammazione.
  10. Effettuare diluizioni tra 10-5 e 10-10 e impiattare le diluizioni in triplicato su piastre di agar BHI. Per escludere contaminazioni, effettuare due controlli negativi (senza alcuna aggiunta di sostanza), uno su una piastra di agar BHI e l'altro su una piastra di agar CHROMID Strepto B. Effettuare due controlli positivi impiattando i batteri preparati sulla piastra di agar BHI e sulla piastra di agar CHROMID Strepto B. Mettere tutte le piastre nell'incubatore per una notte a 37 °C (Figura 3).
    NOTA: Le piastre di agar CHROMID Strepto B sono un terreno selettivo per lo screening di GBS su cui le colonie di GBS appaiono rosse.

3. Tecnica di iniezione

  1. Su G19, rimuovere delicatamente il ratto dalla gabbia e posizionarlo su una superficie piana. Immobilizza il ratto usando un asciugamano per coprire la testa e la parte superiore del corpo. Sollevare la zampa posteriore per consentire un facile accesso al sito di iniezione.
    NOTA: Assicurarsi che l'area anatomica appropriata per l'iniezione si trovi nel quadrante inferiore destro dell'addome per evitare la puntura di organi come la vescica urinaria e il cieco (Figura 1).
  2. Utilizzare una siringa da insulina U-100 con un ago da 29 G 1/2 pollice. Inserire lo smusso dell'ago rivolto verso l'alto verso la testa con un angolo di 40-45° rispetto all'orizzontale, come mostrato nella Figura 1. Eseguire iniezioni GBS una volta per ogni diga. Assicurati di eseguire iniezioni ogni 1 ora per evitare un effetto tempo tra le dighe inoculate.
    NOTA: Le iniezioni devono essere variate tra il lato sinistro e quello destro nei giorni in cui viene eseguita più di un'iniezione al giorno.

4. Determinazione della dose

  1. Su G20, verificare quattro controlli (passaggio 10.2) e contare le colonie batteriche su ciascuna piastra di agar BHI.
  2. Calcolare le colonie medie di GBS per ciascun fattore di diluizione (da 10-5 a 10-10) per determinare l'esatta dose iniettata di GBS

5. Taglio cesareo e prelievo dei tessuti

  1. Eseguire tagli cesarei su G22 (72 ore dopo l'iniezione) ed eseguire successivi interventi chirurgici con 1 ora tra le dighe in base al tempo di inoculazione di ciascuna madre.
  2. Anestetizzare la diga in una camera di eutanasia con isoflurano al 2% e O2 all'1,5%, per l'anestesia generale.
  3. Posizionare la diga su un termoforo coperto con un'apposita medicazione chirurgica e applicare l'unguento oftalmico sull'occhio per evitare che si secchi.
  4. Preparare l'area chirurgica rimuovendo i peli dalla zona addominale inferiore utilizzando una lama o un bisturi.
  5. Pulire l'area chirurgica con una garza sterile imbevuta di disinfettante.
  6. Usando un bisturi sterile e forbici a punta fine, praticare un'incisione orizzontale nell'addome inferiore del ratto. Fai un'incisione verticale su entrambi i lati dell'addome per rivelare gli organi sottostanti.
  7. Separare i campioni di placenta dai feti. Registra il peso dei feti, delle placente e il rapporto feto/placenta.
  8. Usando un bisturi sterile, taglia la placenta in due metà.
    1. Utilizzare il 2-metilbutano per congelare rapidamente metà della placenta e mantenerla a -80 °C fino a quando non è necessario per la determinazione dei livelli proteici mediante ELISA.
    2. Fissare l'altra metà della placenta in formaldeide tamponata al 4% per l'analisi in situ mediante immunoistochimica (IHC) per studiare l'espressione di GBS e cellule polimorfonucleate (PMN) nelle placente raccolte.
  9. Decapitare per raccogliere il sangue dai feti vivi e trasferire il sangue nelle provette separatori di gel di litio eparina.
  10. Centrifugare campioni di sangue (18.928 x g) a 4 °C per separare il plasma e conservare i campioni di plasma a -80 °C fino a ulteriori analisi.
    NOTA: I campioni di plasma sanguigno fetale raccolti verranno utilizzati per l'ELISA per controllare i livelli proteici di diverse citochine nel sangue del feto.
  11. Raccogliere le code fetali per determinare il sesso dei feti mediante amplificazione di una sequenza all'interno del gene SRY, utilizzando i seguenti primer (primer in avanti: 5' - TAC AGC CTG AGG ACA TAT TA3'; primer inverso: 5' - GCA CTT TAA CCC TTC GAT GA -3') come descritto in precedenza18.
  12. Utilizzando un ago da 5 ml da 23 G, prelevare il sangue dalla diga mediante puntura cardiaca per controllare e confrontare i livelli proteici di diverse citochine nel sangue della diga con quelli nel sangue fetale. Eutanasia delle dighe mediante puntura del diaframma e metodo di decapitazione.
    NOTA: Tra un animale e l'altro, pulire tutti gli strumenti usati con fazzoletto sterile e soluzione fisiologica sterile. Per eseguire studi neuropatologici e comportamentali nella progenie, le madri hanno partorito naturalmente il G23. Dopo l'eutanasia della prole il giorno postnatale (PN) 80, i cervelli sono stati raccolti per studi molecolari e istologici.

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Risultati

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L'inoculazione IP di GBS ha provocato un'infezione placentare
La colorazione con immunoistochimica (IHC) (utilizzando anticorpi policlonali che hanno come bersaglio il sierotipo Ia di GBS) ha dimostrato che l'infezione da GBS ha raggiunto il compartimento deciduale della placenta. L'infezione si è diffusa anche dalla decidua al labirinto, alla placca corionica e, in alcuni casi, ai feti, portando alla morte fetale (5,8 ± 0,8 nei GBS esposti rispetto a 9,3 ± 0,6 cuccioli nelle cucciolate di controllo (...

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Discussione

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Passaggi critici nel protocollo
Diversi passaggi del protocollo sono critici e richiedono alcuni controlli di qualità. Ad esempio, esiste il rischio di contaminazione dello stock GBS da parte di altri agenti patogeni. Questo può essere rapidamente identificato utilizzando la tecnica appropriata di identificazione microbica GBS, come l'aspetto della colonia su agar BHI (ad esempio, dimensioni, forma, colore), la placcatura in duplicato della dose di GBS β-emolitico su ...

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Dichiarazioni

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Gli autori non hanno conflitti di interesse finanziari.

Ringraziamenti

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Questo studio è stato supportato dall'Istituto di ricerca del McGill University Health Centre (RI-MUHC), dal Canadian Institutes of Health Research (CIHR). Questo studio è stato reso possibile dalle seguenti agenzie di finanziamento, istituzioni e fondazioni: Canadian Institute of Health Research (CIHR), Foundation of Stars, Fonds de Recherche Québec-Sciences (FRQS), McGill University e Sherbrooke University. Molte grazie alla Dott.ssa Claire Poyart, Università Denis Diderot (Parigi VII), Francia, e alla Dott.ssa Mariela Segura, Università di Montréal, Canada per i generosi doni di GBS.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Provetta sterile da 5 mLBD Biosciences
Provette per falco da 50 mlThermo Fisher339652
Lama o bisturiBD Medical371716
Brain Heart Infusion BrothCriterion (Hardy diagnostics)C5141
CHROMID Strepto B agar plateBioMerieux, Saint-Laurent43461
Columbia blood agar 5 % con terreno di sangue di pecoraThermo ScientificR01215
Forward primer5' - TAC AGC CTG AGG ACA TAT TA3'Sigma
Siringa da insulinaBecton, Dickinson e Co(BD)324702
rattiLewis Charles River Laboratories
MethylbutanSigma AldrichM32631
Provette per prelievo di sangue MicrotainerBecton, Dickinson e Co(BD)365965
Reverse Primer5' - GCA CTT TAA CCC TTC GAT GA -3'PipetteSigma
1 MLThermo Fisher170353N
Pipette sierologiche 10 MLThermo Fisher170356N
Pipette sierologiche 25 MLThermo Fisher170357N
Pipette sierologiche 5 MLThermo Fisher170355N
Superfrost Plus Micro Slide, PremiumVWRCA48311-703
sierologiche

Riferimenti

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  1. Hui, C. W., et al. Prenatal immune challenge in mice leads to partly sex-dependent behavioral, microglial, and molecular abnormalities associated with schizophrenia. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 13(2018).
  2. Costa, A., et al. Activation of the NLRP3 inflammasome by group B streptococci. Journal of Immunology. 188 (4), 1953-1960 (2012).
  3. Gupta, R., et al. RNA and beta-hemolysin of group B Streptococcus induce interleukin-1beta (IL-1beta) by activating NLRP3 inflammasomes in mouse macrophages. Journal of Biological Chemistry. 289 (20), 13701-13705 (2014).
  4. Henneke, P., et al. Lipoproteins are critical TLR2 activating toxins in group B streptococcal sepsis. Journal of Immunology. 180 (9), 6149-6158 (2008).
  5. Nelson, K. B., Chang, T. Is cerebral palsy preventable. Current Opinion in Neurology. 21 (2), 129-135 (2008).
  6. Larsen, J. W., Sever, J. L. Group B Streptococcus and pregnancy: a review. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 198 (4), 440-448 (2008).
  7. Patras, K. A., Nizet, V. Group B Streptococcal maternal colonization and neonatal disease: molecular mechanisms and preventative approaches. Frontiers in Pediatrics. 6, 27(2018).
  8. Tita, A. T., Andrews, W. W. Diagnosis and management of clinical chorioamnionitis. Clinics in Perinatology. 37 (2), 339-354 (2010).
  9. Teatero, S., et al. Serotype distribution, population structure, and antimicrobial resistance of Group B Streptococcus strains recovered from colonized pregnant women. Journal of Clinical Microbiology. 55 (2), 412-422 (2017).
  10. Lu, B., et al. Microbiological and clinical characteristics of Group B Streptococcus isolatescausing materno-neonatal infections: high prevalence of CC17/PI-1 and PI-2b sublineage in neonatal infections. Journal of Medical Microbiology. 67 (11), 1551-1559 (2018).
  11. Limperopoulos, C., et al. Positive screening for autism in ex-preterm infants: prevalence and risk factors. Pediatrics. 121 (4), 758-765 (2008).
  12. Bergeron, J. D., et al. White matter injury and autistic-like behavior predominantly affecting male rat offspring exposed to group B streptococcal maternal inflammation. Developmental Neuroscience. 35 (6), 504-515 (2013).
  13. Giraud, A., et al. Ampicillin treatment increases placental Interleukin-1 beta concentration and polymorphonuclear infiltration in Group B Streptococcus-induced chorioamnionitis: A preclinical study. Neonatology. 117 (3), 369-373 (2020).
  14. Allard, M. J., et al. A sexually dichotomous, autistic-like phenotype is induced by Group B Streptococcus maternofetal immune activation. Autism Research. 10 (2), 233-245 (2017).
  15. Allard, M. J., Giraud, A., Segura, M., Sebire, G. Sex-specific maternofetal innate immune responses triggered by group B Streptococci. Scientific Reports. 9 (1), 8587(2019).
  16. Allard, M. J., Brochu, M. E., Bergeron, J. D., Segura, M., Sebire, G. Causal role of group B Streptococcus-induced acute chorioamnionitis in intrauterine growth retardation and cerebral palsy-like impairments. Journal of Developmental Origins of Health and Disease. 10 (5), 595-602 (2019).
  17. Girard, S., Tremblay, L., Lepage, M., Sebire, G. IL-1 receptor antagonist protects against placental and neurodevelopmental defects induced by maternal inflammation. Journal of Immunology. 184 (7), 3997-4005 (2010).
  18. Bergeron, J., et al. Activation of the IL-1beta/CXCL1/MMP-10 axis in chorioamnionitis induced by inactivated Group B Streptococcus. Placenta. 47, 116-123 (2016).
  19. Allard, M. J., Brochu, M. E., Bergeron, J. D., Sebire, G. Hyperactive behavior in female rats in utero-exposed to group B Streptococcus-induced inflammation. International Journal of Developmental Neuroscience. 69, 17-22 (2018).
  20. Shuster, K. A., et al. Naturally occurring disseminated group B streptococcus infections in postnatal rats. Comparative Medicine. 63 (1), 55-61 (2013).
  21. Randis, T. M., et al. Group B Streptococcus beta-hemolysin/cytolysin breaches maternal-fetal barriers to cause preterm birth and intrauterine fetal demise in vivo. Journal of Infectious Diseases. 210 (2), 265-273 (2014).
  22. Noble, K., et al. Group B Streptococcus cpsE is required for Serotype V capsule production and aids in biofilm formation and ascending infection of the reproductive tract during pregnancy. ACS Infectious Diseases. 7 (9), 2686-2696 (2021).
  23. Kim, C. J., et al. Acute chorioamnionitis and funisitis: definition, pathologic features, and clinical significance. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 213, 29-52 (2015).
  24. Becker, K. J. Strain-related differences in the immune response: Relevance to human stroke. Translational Stroke Research. 7 (4), 303-312 (2016).
  25. Mestas, J., Hughes, C. C. Of mice and not men: differences between mouse and human immunology. Journal of Immunology. 172 (5), 2731-2738 (2004).
  26. Fernandez de Cossio, L., Guzman, A., vander Veldt, S., Luheshi, G. N. Prenatal infection leads to ASD-like behavior and altered synaptic pruning in the mouse offspring. Brain, Behavior, and Immunity. 63, 88-98 (2017).
  27. Shi, L., Fatemi, S. H., Sidwell, R. W., Patterson, P. H. Maternal influenza infection causes marked behavioral and pharmacological changes in the offspring. The Journal of Neuroscience. 23 (1), 297-302 (2003).
  28. Boksa, P. Effects of prenatal infection on brain development and behavior: a review of findings from animal models. Brain, Behavior, and Immunity. 24 (6), 881-897 (2010).
  29. Girard, S., Kadhim, H., Beaudet, N., Sarret, P., Sebire, G. Developmental motor deficits induced by combined fetal exposure to lipopolysaccharide and early neonatal hypoxia/ischemia: a novel animal model for cerebral palsy in very premature infants. Neuroscience. 158 (2), 673-682 (2009).
  30. Meyer, U., Feldon, J. To poly(I:C) or not to poly(I:C): advancing preclinical schizophrenia research through the use of prenatal immune activation models. Neuropharmacology. 62 (3), 1308-1321 (2012).
  31. Lammert, C. R., Lukens, J. R. Modeling autism-related disorders in mice with Maternal Immune Activation (MIA). Methods. Journal of Molecular Biology. 1960, 227-236 (2019).
  32. Gundling, W. E., Wildman, D. E. A review of inter- and intraspecific variation in the eutherian placenta. Philosophical Transactions of the Royal Society B. 370 (1663), 20140072(2015).
  33. Harrell, M. I., et al. Exploring the pregnant guinea pig as a model for Group B Streptococcus intrauterine infection. The Journal of Infectious Diseases. 2 (2), (2017).
  34. Redline, R. W. Classification of placental lesions. American Journal of Obstetrics and Gynecology. 213, 21-28 (2015).
  35. Erez, O., et al. Differential expression pattern of genes encoding for anti-microbial peptides in the fetal membranes of patients with spontaneous preterm labor and intact membranes and those with preterm prelabor rupture of the membranes. Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 22 (12), 1103-1115 (2009).
  36. Burns, C., Hall, S. T., Smith, R., Blackwell, C. Cytokine levels in late pregnancy: Are female infants better protected against inflammation. Frontiers in Immunology. 6, 318(2015).
  37. Elsmen, E., Ley, D., Cilio, C. M., Hansen-Pupp, I., Hellstrom-Westas, L. Umbilical cord levels of interleukin-1 receptor antagonist and neonatal outcome. Biology of the Neonate. 89 (4), 220-226 (2006).
  38. Chuang, K. H., et al. Neutropenia with impaired host defense against microbial infection in mice lacking androgen receptor. Journal of Experimental Medicine. 206 (5), 1181-1199 (2009).
  39. Mantalaris, A., et al. Localization of androgen receptor expression in human bone marrow. The Journal of Pathology. 193 (3), 361-366 (2001).
  40. Rasmussen, J. M., et al. Maternal Interleukin-6 concentration during pregnancy is associated with variation in frontolimbic white matter and cognitive development in early life. Neuroimage. 185, 825-835 (2019).
  41. Dozmorov, M. G., et al. Associations between maternal cytokine levels during gestation and measures of child cognitive abilities and executive functioning. Brain, Behavior, and Immunity. 70, 390-397 (2018).

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