Visualizzazione delle dinamiche di accoppiamento di actina e microtubuli in vitro mediante microscopia a fluorescenza a riflessione interna totale (TIRF)

Storicamente, l'actina e i microtubuli sono stati visti come entità separate, ognuna con il proprio insieme di proteine regolatrici, comportamenti dinamici e posizioni cellulari distinte. Abbondanti prove dimostrano ora che i polimeri di actina e microtubuli si impegnano in meccanismi funzionali di crosstalk che sono essenziali per eseguire numerosi processi cellulari tra cui la migrazione, il posizionamento del fuso mitotico, il trasporto intracellulare e la morfologia cellulare ^1,2,3,4. I diversi comportamenti coordinati che sono alla base di questi esempi dipendono da un intricato equilibrio di fattori di accoppiamento, segnali e proprietà fisiche. Tuttavia, i dettagli molecolari che sono alla base di questi meccanismi sono ancora in gran parte sconosciuti perché la maggior parte degli studi si concentra su un singolo polimero citoscheletrico in un momento ^1,2,5.

L'actina e i microtubuli non interagiscono direttamente ^6,7,8. La dinamica coordinata dell'actina e dei microtubuli osservata nelle cellule è mediata da fattori aggiuntivi. Sono state identificate molte proteine che si pensa regolino la diafonia actina-microtubule e le loro attività sono ben caratterizzate per quanto riguarda il solo polimero citoscheletrico ^1,2. Prove crescenti suggeriscono che questo approccio a singolo polimero ha nascosto le doppie funzioni di alcune delle proteine / complessi che consentono gli eventi di accoppiamento actina-microtubulo ^{7,8,9,10,11,12,13}. Gli esperimenti in cui sono presenti entrambi i polimeri sono rari e spesso definiscono meccanismi con un singolo polimero dinamico e una versione stabilizzata statica degli altri 6,8,9,10,11,14,15,16,17,18 . Pertanto, sono necessari metodi per studiare le proprietà emergenti delle proteine di coordinamento actina-microtubuli che possono essere pienamente comprese solo in sistemi sperimentali che impiegano entrambi i polimeri dinamici.

La combinazione di approcci di marcatura diretta delle proteine, tag di affinità geneticamente codificati e microscopia a fluorescenza a riflessione interna totale (TIRF) è stata applicata con grande successo nei sistemi di ricostituzione biomimetica 19,20,21,22,23. Molti schemi bottom-up non contengono tutti i fattori che regolano le proteine nelle cellule. Tuttavia, la tecnologia "biochimica su un vetro di copertura" ha perfezionato molti meccanismi di dinamica dell'actina e dei microtubuli ad alte scale spaziali e temporali, compresi i componenti necessari per l'assemblaggio o lo smontaggio del polimero e il movimento delle proteine motorie ^{5,12,23,24,25,26,27} . Qui viene descritto un approccio a filamento singolo componente minimo per studiare l'accoppiamento actina-microtubulo in vitro. Questo protocollo può essere utilizzato con proteine purificate disponibili in commercio o altamente pure, proteine marcate fluorescenti, camere di perfusione ed esteso a schemi più complicati contenenti estratti cellulari o sistemi sintetici. Qui, la proteina Tau disponibile in commercio viene utilizzata per dimostrare come la dinamica citoscheletrica cambia in presenza di una proteina di accoppiamento actina-microtubulo, ma può essere sostituita da altri presunti fattori di coordinamento actina-microtubulo. Il principale vantaggio di questo sistema rispetto ad altri approcci è la capacità di monitorare contemporaneamente la dinamica di più polimeri citoscheletrici in un'unica reazione. Questo protocollo fornisce inoltre agli utenti esempi e semplici strumenti per quantificare le modifiche ai polimeri citoscheletrici. Pertanto, gli utenti del protocollo produrranno dati affidabili, quantitativi e di risoluzione a singolo filamento per descrivere i meccanismi che sono alla base del modo in cui le diverse proteine regolatrici coordinano la dinamica dell'actina-microtubulo.

1. Lavare le coperture

NOTA: Lavare (24 mm x 60 mm, #1.5) coverslips secondo Smith et al., 2013²⁸.

1. Disporre le coperture in un contenitore di plastica per la posta a scorrimento.
2. Immergere le coperture sequenzialmente nelle seguenti soluzioni e sonicare per 30-60 min, risciacquando con ddH₂O 10 volte tra ogni soluzione: ddH₂O con una goccia di sapone per i piatti; 0,1 M KOH. Conservare le coperture in etanolo al 100% per un massimo di 6 mesi.
   NOTA: non toccare le superfici di vetro con dita non amate. Usa invece la pinza.

2. Rivestimento pulito (24 mm x 60 mm, # 1,5) coverslips con mPEG- e biotina-PEG-silano

NOTA: Questo protocollo utilizza specificamente un sistema biotina-streptavidina per posizionare actina e microtubuli all'interno del piano di imaging TIRF. Possono essere utilizzati altri rivestimenti e sistemi (ad esempio, anticorpi, poli-L-lisina, miosina NEM, ecc.).

1. Aliquote di scongelamento delle polveri PEG-silano e biotina-PEG-silano.
2. Sciogliere le polveri PEG in etanolo all'80% (pH 2,0) per generare soluzioni di rivestimento di 10 mg/mL mPEG-silano e 2-4 mg/mL biotina-PEG-silano, poco prima dell'uso.
   NOTA: le polveri PEG appaiono spesso disciolte ma potrebbero non essere a livello microscopico. La corretta risospensione richiede ~ 1-2 minuti con pipettaggio costante. Gli utenti sono incoraggiati a pipettare altre 10 volte dopo la comparsa della dissoluzione della polvere.
   ATTENZIONE: Indossare guanti per proteggere la pelle dall'HCl concentrato quando si produce etanolo all'80% (pH 2,0).
3. Rimuovere il coperchio pulito (24 mm x 60 mm, #1.5) dallo stoccaggio dell'etanolo utilizzando una pinza. Asciugare con azoto gassoso e conservare in una capsula di Petri pulita.
4. Coat coverslips con 100 μL di soluzione di rivestimento: una miscela di 2 mg/mL mPEG-silano (MW 2.000) e 0,04 mg/mL biotina-PEG-silano (MW 3.400) in etanolo all'80% (pH 2,0).
   NOTA: per il rivestimento sparso (consigliato) utilizzare 2 mg/mL mPEG-silano e 0,04 mg/mL biotina-PEG-silano. Per il rivestimento denso utilizzare 2 mg/mL mPEG-silano, 4 mg/mL biotina-PEG-silano.
5. Incubare i coperchi a 70 °C per almeno 18 ore o fino all'uso.
   NOTA: le coperture rivestite si degradano se conservate a 70 °C per più di 2 settimane.

3. Assemblaggio di camere di flusso di imaging

1. Tagliare 12 strisce di nastro biadesivo a doppio supporto per una lunghezza di 24 mm. Rimuovere un lato del supporto del nastro e fissare i pezzi di nastro adiacenti alle sei scanalature presenti su una camera di imaging pulita.
   NOTA: il nastro deve essere piatto per un corretto assemblaggio, altrimenti le camere di imaging perderanno. Rimuovere con attenzione il supporto del nastro per evitare urti. Si consiglia di far scorrere le camere nastrate su una superficie pulita per lisciare i contatti della camera del nastro.
2. Rimuovere il secondo pezzo di supporto del nastro per esporre il lato appiccicoso del nastro lungo ogni scanalatura della camera. Posizionare il nastro della camera su una superficie pulita.
3. Mescolare resina epossidica e soluzioni indurenti 1:1 (o secondo le istruzioni del produttore) in una piccola barca di pesatura.
4. Utilizzare una punta P1000 per posizionare una goccia di resina epossidica mista tra le strisce di nastro all'estremità di ciascuna scanalatura della camera di imaging (freccia rossa; Figura 1A). Posizionare il nastro della camera / lato epossidico verso l'alto su una superficie pulita.
5. Rimuovere un coperchio rivestito dall'incubatore a 70 °C. Risciacquare le superfici rivestite e non rivestite di coverslips con ddH₂O sei volte, asciugare con gas azoto filtrato e quindi apporre sulla camera di imaging con il lato di rivestimento coverslip verso il nastro.
6. Utilizzare una punta della pipetta P200 o P1000 per esercitare pressione sull'interfaccia nastro-vetro per garantire una buona tenuta tra il nastro e il coperchio.
   NOTA: con una tenuta adeguata, il nastro biadesivo diventa traslucido. Le camere di imaging prive di sufficienti contatti a camera a nastro perderanno.
7. Incubare le camere assemblate a temperatura ambiente per almeno 5-10 minuti per consentire alla resina epossidica di sigillare completamente i pozzetti della camera prima dell'uso. Le camere di perfusione scadono entro 12-18 ore dall'assemblaggio.
   NOTA: A seconda del posizionamento del nastro e dello spessore del nastro biadesivo utilizzato, la camera assemblata avrà un volume finale di 20-50 μL.

4. Condizionamento delle camere di perfusione

1. Utilizzare una pompa di perfusione (velocità impostata su 500 μL/min) per scambiare in sequenza soluzioni di condizionamento in camera di perfusione come segue:
   1. Flusso 50 μL dell'1% BSA per innescare la camera di imaging. Rimuovere il buffer in eccesso dal serbatoio del raccordo Luer lock.
   2. Flusso 50 μL di 0,005 mg/mL di streptavidina. Incubare per 1-2 minuti a temperatura ambiente. Rimuovere il buffer in eccesso dal serbatoio.
   3. Flusso 50 μL dell'1% BSA per bloccare il legame non specifico. Incubare per 10-30 s. Rimuovere il buffer in eccesso dal serbatoio.
   4. Portata 50 μL di tampone TIRF caldo (37 °C) 1x (1x BRB80, 50 mM KCl, 10 mM DTT, 40 mM glucosio, 0,25% (v/v) metilcellulosa (4.000 cp)).
      NOTA: non rimuovere il buffer in eccesso dal serbatoio. Ciò impedisce alla camera di asciugarsi, il che può introdurre bolle d'aria nel sistema.
   5. Opzionale: Flusso 50 μL di semi di microtubuli biotinilati stabilizzati^{al 29} % e 50% diluiti in 1 tampone TIRF.
      NOTA: la corretta diluizione deve essere determinata empiricamente e contenere la variabilità da lotto a lotto. I protocolli da^27,29 sono raccomandati come punti di partenza. Una diluizione che produce 10-30 semi per campo visivo funziona bene con questa configurazione.

5. Preparazione del microscopio

NOTA: Le reazioni biochimiche contenenti filamenti dinamici di actina e microtubuli vengono visualizzate/eseguite utilizzando un microscopio TIRF (Total Internal Reflection Fluorescence) invertito dotato di laser a stato solido da 120-150 mW, un obiettivo TIRF a immersione di olio 63x corretto alla temperatura e una telecamera EMCCD. Le proteine in questo esempio sono visualizzate alle seguenti lunghezze d'onda: 488 nm (microtubuli) e 647 nm (actina).

1. Impostare il dispositivo di riscaldamento stage/obiettivo in modo che mantenga 35-37 °C almeno 30 minuti prima di visualizzare la prima reazione biochimica.
2. Impostare i parametri di acquisizione delle immagini come segue:
   1. Impostare l'intervallo di acquisizione ogni 5 s per 15-20 min.
   2. Impostare le esposizioni laser 488 e 647 a 50-100 ms con una potenza del 5%-10%. Impostare l'angolo TIRF appropriato per il microscopio.
      NOTA: indipendentemente dalla configurazione del microscopio, il modo più semplice per impostare la potenza del laser, l'esposizione e l'angolo TIRF consiste nell'effettuare regolazioni sulle immagini di entrambi i polimeri da soli (vedere 5.2.2.1 e 5.2.2.2, di seguito). Gli utenti sono fortemente incoraggiati a utilizzare le impostazioni di potenza ed esposizione laser più basse che consentono comunque il rilevamento.
      1. Regolare la reazione di polimerizzazione (Figura 1C) per avviare l'assemblaggio del filamento di actina e acquisire immagini a 647 nm. Apportare le modifiche appropriate.
      2. Regolare la reazione di polimerizzazione in un secondo pozzo di perfusione condizionato per avviare l'assemblaggio dei microtubuli (Figura 1C) e visualizzare a 488 nm. Apportare le modifiche appropriate.

6. Preparazione di miscele di reazioni proteiche

1. Preparare la soluzione madre di tubulina marcata fluorescentemente.
   1. Determinare la concentrazione di tubulina non etichettata fatta in casa tramite spettrofotometria ad Abs₂₈₀, come segue:
      1. Spettrofotometro vuoto con 1xBRB80 privo di GTP.
      2. Calcola la concentrazione di tubulina usando il coefficiente di estinzione determinato di 115.000 ^{M-1 cm-1} e la seguente formula:
         
   2. Risospeso commercialmente liofilizzato lisina marcato 488-tubulina a 10 μM (1 mg / mL; etichetta al 100%) con 20 μL di 1x BRB80 privo di GTP.
   3. Scongelare su ghiaccio un'aliquota di 7,2 μL di 100 μM di tubulina^{riciclata 29 non} etichettata.
      NOTA: La tubulina riciclata è fondamentale per il successo dell'assemblaggio di microtubuli in vitro perché rimuove i dimeri incompetenti per la polimerizzazione formati in scorte proteiche congelate^29,30.
   4. Combinare 3 μL di 10 μM 488-tubulina con l'aliquota di 7,2 μL di tubulina non etichettata da 100 μM, non più di 15 minuti prima dell'uso.
2. Preparare la soluzione madre di actina marcata fluorescentemente.
   1. Per le proteine fatte in casa, determinare la concentrazione e l'etichetta percentuale di actina tramite spettrofotometria Abs₂₉₀ e Abs₆₅₀, come segue:
      1. Spettrofotometro vuoto con G-buffer.
      2. Calcola la concentrazione di actina non etichettata usando il coefficiente di estinzione determinato di 25.974 ^{M-1 cm-1} e la seguente formula:
         
      3. Calcola la concentrazione di lisina etichettata Alexa-647-actina usando il coefficiente di estinzione dell'actina non etichettata, il fattore di correzione del fluoro di 0,03 e la seguente formula:
         [Alexa-647 actina], μM = (Abs_{290 -}
      4. Calcola l'etichetta percentuale di Alexa-647-actina utilizzando il ε determinato per Alexa-647 di 239.000 ^{M-1 cm-1}, come segue:
         % etichetta di Alexa-647-actina = (Abs₂₉₀ - (
   2. Scongelare un'aliquota di 2 μL di 3 μM 100% marcata biotina-actina (etichettata su residui di lisina). Diluire 10 volte aggiungendo 18 μL di G-buffer.
   3. Combinare 3 μL di actina biotinilata diluita, volumi appropriati di actina non etichettata ed etichettata (sopra) in modo tale che la miscela finale sarà di 12,5 μM di actina totale con etichetta fluorescente al 10%-30%.
      NOTA: più del 30% di percentuale di monomeri fluorescenti di actina (finale) possono compromettere la risoluzione dell'immagine poiché i filamenti diventano difficili da distinguere dallo sfondo.
3. Preparare le miscele di reazione (Figura 1C).
   1. Preparare la miscela di citoscheletri (Tubo A) combinando 2 μL della miscela di actina da 12,5 μM (6.2.3) con la miscela di tubulina (6.1.4), non più di 15 minuti prima dell'imaging. Conservare sul ghiaccio fino all'uso.
   2. Preparare la miscela di reazione proteica (Tubo B) combinando tutti gli altri componenti sperimentali e proteine, tra cui: 2x tampone TIRF, anti-candeggina, nucleotidi, tamponi e proteine accessorie. Un esempio è mostrato nella Figura 1C.
      NOTA: la diluizione finale si traduce in un tampone TIRF 1x che contiene ATP, GTP e forza ionica all'interno dell'intervallo fisiologico stimato.
4. Incubare separatamente il tubo A e il tubo B a 37 °C per 30-60 s. Per avviare la reazione, mescolare e aggiungere il contenuto del tubo B al tubo A (sotto).

7. Dinamica dell'actina e dei microtubuli dell'immagine

1. Condizione perfusione bene (Figura 1B; passo 4, sopra).
2. Iniziare l'assemblaggio simultaneo di actina e microtubuli aggiungendo il contenuto del tubo B (miscela di reazione) al tubo A (miscela di citoscheletro) (Figura 1C).
3. Flusso 50 μL di reazione contenente 1x tampone TIRF integrato con 15 μM di tubulina libera, 1 mM GTP e 0,5 μM di monomeri di actina e volumi appropriati di controlli tampone.
4. Registra filmati time-lapse utilizzando il software del microscopio per acquisire ogni 5 s per 15-20 minuti.
   NOTA: L'inizio della dinamica dell'actina e dei microtubuli avviene entro 2-5 minuti (Figura 2). Ritardi più lunghi indicano problemi con il controllo della temperatura o problemi legati alla concentrazione delle proteine nella miscela di reazione.
5. Condizionare un nuovo pozzo di perfusione (fase 4) e sostituire il volume del tampone con proteine regolatorie di interesse (ad esempio, Tau) e controlli tampone (Figura 1C). Acquisire come descritto nella fase 7 (sopra) per valutare le proteine regolatrici per le funzioni emergenti di actina-microtubulo.

8. Elabora e analizza le immagini utilizzando il software FIJI³¹

1. Aprite i filmati TIRF salvati e visualizzateli come composito.
2. Analizzare la dinamica dei microtubuli (Figura 3A), come segue:
   1. Generare una proiezione Z massima basata sul tempo dal menu delle pile di immagini.
   2. Sincronizza la finestra di proiezione Z con il filmato TIRF originale dal menu Analizza> Strumenti> Sincronizza Windows .
   3. Disegna una linea usando lo strumento linea retta lungo un microtubulo di interesse sull'immagine proiettata nel tempo.
      1. Aprire il gestore della regione di interesse (ROI) dal menu di analisi (Analizza> Strumenti> ROI Manager).
      2. Salvare le posizioni dei singoli microtubuli premendo "t". Ripetere l'operazione per tutti i microtubuli di interesse.
   4. Traccia i kymograph delle linee selezionate usando "/" o esegui la macro multi-kymo che genera un video e un kymograph per ogni microtubulo nel ROI manager³¹.
      1. Aggiungete le barre di scala di lunghezza (μm) e di tempo (min) ai chimografi dal menu Strumenti di analisi>> Barre scala .
   5. Misurare le velocità di crescita dei microtubuli dalle pendenze del kymografo (Figura 3A, 1-2; pendenza delle linee nere).
   6. Contare gli eventi dinamici dei microtubuli (catastrofe o ricrescita) dal kymografo generato o utilizzando le macro di analisi disponibili 5,8,18,25. Le linee tratteggiate rosse nella Figura 3A, 1-2 rappresentano eventi catastrofici/di smontaggio rapido.
3. Analizzare la dinamica dell'actina (Figura 3B), come segue:
   1. Misurare la nucleazione dell'actina, come segue:
      1. Contare il numero di filamenti di actina presenti nel campo visivo 100 s dopo l'inizio della reazione ed espressi dall'area (filamenti per μm²).
      2. Registra e salva i dati in ROI manager, come nel passaggio 8.2.3.1 di cui sopra.
   2. Misurare i tassi di allungamento del filamento di actina (Figura 3B), come segue:
      1. Disegna una linea lungo un filamento di actina di interesse usando lo strumento linea segmentata.
      2. Aggiungi la riga al ROI manager come nel passaggio 8.2.3.1, sopra.
      3. Ripeti seguendo la linea (aggiungendo ogni misurazione al ROI manager) per almeno quattro fotogrammi filmati.
         NOTA: si consiglia di misurare da sette a otto fotogrammi consecutivi, tuttavia alcune condizioni di polimerizzazione lenta dell'actina al di sotto del limite rilevabile che può essere risolto con configurazioni di obiettivi / microscopi. In tal caso, le misurazioni possono essere effettuate a intervalli regolari su fotogrammi non consecutivi (ad esempio, ogni cinque fotogrammi).
      4. Traccia i valori di lunghezza misurati sul tempo trascorso. La pendenza della linea generata è il tasso di allungamento dell'actina in micron/s.
      5. Trasmettere le velocità calcolate finali come subunità ^{s-1 μM-1} utilizzando un fattore di correzione di 370 subunità per tenere conto del numero di monomeri di actina in un micron di filamento³².
4. Eseguire analisi correlative per le regioni di associazione parallela actina-microtubulo (Figura 3C), come segue:
   1. Disegna una linea lungo un microtubulo di interesse in un punto temporale specifico (cioè 300 s dopo l'inizio della reazione), usando lo strumento della linea retta.
      1. Aggiungi la riga al ROI manager come nel passaggio 8.2.3.1, sopra.
   2. Traccia l'intensità della fluorescenza lungo la linea in ciascun canale.
      1. Seleziona ogni canale con il cursore dell'immagine e traccia le intensità lungo la linea usando il "comando k".
      2. Salva o esporta i valori facendo clic sul pulsante "elenco" nella finestra di output.
   3. Esprimere gli eventi di accoppiamento actina-microtubulo come rapporto (actina sovrapposta a microtubuli) da singoli eventi o come conteggio di eventi in un dato campo visivo in un punto temporale coerente (Figura 3C).
   4. Alternativa: utilizzare il software per determinare la sovrapposizione percentuale di entrambi i canali ^5,12.

Con le condizioni sopra descritte (Figura 1), i polimeri di actina e microtubuli dovrebbero essere visibili (e dinamici) entro 2 minuti dall'acquisizione dell'immagine (Figura 2). Come con qualsiasi protocollo basato sulla biochimica, l'ottimizzazione può essere necessaria per diverse proteine regolatorie o lotti di proteine. Per questi motivi, l'angolo TIRF e le esposizioni dell'immagine vengono impostati per primi con reazioni contenenti ogni singolo polimero. Ciò conferma che le proteine immagazzinate sono funzionali e che è presente una quantità sufficiente di proteine etichettate per il rilevamento. Anche se non sempre necessario (e non eseguito qui), la post-elaborazione dei filmati (ad esempio, sottrazione di sfondo, media o trasformazioni di Fourier) può essere utilizzata per migliorare il contrasto dell'immagine (in particolare dei microtubuli)5,25,33. La visualizzazione diretta di singoli filamenti di actina e microtubuli offerta da questo test supporta la determinazione quantitativa di diverse misure dinamiche per il componente del citoscheletro da solo o insieme, compresi i parametri di polimerizzazione (ad esempio, nucleazione o tasso di allungamento), i parametri di disassemblaggio (ad esempio, tassi di restringimento o eventi catastrofici) e il coalignamento / sovrapposizione del polimero (Figura 3 ). Inoltre, queste misure possono essere utilizzate come punto di partenza per decifrare il legame o l'influenza di ligandi regolatori come Tau (Figura 3). Molte misurazioni di singoli filamenti di actina o microtubuli possono essere effettuate da un film TIRF. Tuttavia, a causa delle variazioni nel rivestimento del coverslip, nel pipettaggio e in altri fattori, misurazioni affidabili dovrebbero includere anche più reazioni / filmati di replica tecnica.

Molti aspetti della dinamica dei microtubuli possono essere determinati da esempi di chimografi, tra cui il tasso di allungamento dei microtubuli, nonché la frequenza degli eventi catastrofici e di soccorso (Figura 3A). L'uso di chimografi per misurare la dinamica dell'actina in questo sistema non è così semplice perché i filamenti di actina sono più contorti dei microtubuli. Di conseguenza, i parametri della dinamica del filamento di actina vengono misurati a mano, il che richiede tempo e lavoro. I conteggi di nucleazione sono misurati come il numero di filamenti di actina presenti in un punto temporale coerente per tutte le condizioni. Questi conteggi variano ampiamente tra i campi di imaging TIRF, ma possono essere utilizzati con molte repliche o per integrare le osservazioni di altri saggi di polimerizzazione. La conta di nucleazione può essere utilizzata anche per i microtubuli se le condizioni di prova mancano di semi di microtubuli stabilizzati. I tassi di allungamento del filamento di actina sono misurati come la lunghezza del filamento nel tempo da almeno quattro fotogrammi di film. I valori di velocità sono trasmessi per actina micromolare con un fattore di correzione di 370 subunità per tenere conto del numero di monomeri di actina in un micron di filamento (Figura 3B)32. Le misurazioni per definire i comportamenti coordinati tra actina e microtubuli sono meno ben definite. Tuttavia, sono state applicate analisi correlative per misurare la coincidenza di entrambi i polimeri, comprese le scansioni di linea (Figura 3C) o il software di sovrapposizione 5,11,34.

Disponibilità dei dati:
Tutti i set di dati associati a questo lavoro sono stati depositati in Zenodo e sono disponibili con ragionevole richiesta a: 10.5281 / zenodo.6368327.

Figura 1. Schemi sperimentali: dall'assemblaggio della camera di flusso all'acquisizione delle immagini. (A) Assemblaggio della camera di imaging. Dall'alto verso il basso: le camere di imaging IBIDI sono registrate lungo i pozzetti di perfusione (indicati con una freccia); il secondo strato (bianco) di supporto del nastro (lasciato acceso nell'immagine mostrata per orientare meglio gli utenti) viene rimosso e la resina epossidica viene applicata sul bordo della camera di perfusione (freccia). Nota: per orientare più facilmente gli utenti dove posizionare la resina epossidica, il supporto bianco è stato lasciato acceso in questa immagine. Il coperchio pulito e rivestito è fissato alla camera di imaging con il lato del rivestimento rivolto verso l'interno del pozzo di perfusione. (B) Diagramma di flusso che illustra i passaggi per il condizionamento delle camere di imaging per i collegamenti biotina-streptavidina. (C) Esempi di reazioni utilizzate per acquisire film TIRF di microtubuli dinamici e filamenti di actina. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 2. Sequenze di immagini di filamenti di actina e microtubuli in crescita in assenza o presenza di Tau. Montaggio di immagini time-lapse da saggi TIRF contenenti 0,5 μM di actina (10% Alexa-647-actina e 0,09% biotina-actina marcati) e 15 μM di tubulina libera (4% hilyte-488 etichettata) in assenza (A) o presenza (B) di 250 nM Tau. Viene mostrato il tempo trascorso dall'inizio della reazione (miscelazione del tubo A e del tubo B). Barre di scala, 25 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura 3. Esempio di misure di microtubuli e dinamica del filamento di actina. (A) La proiezione temporale media del canale della tubulina visualizza in modo efficiente le lunghezze totali dei microtubuli per le scansioni di linea utilizzate per generare grafici del chimografo. Le linee tratteggiate nere corrispondono ai due esempi di microtubuli dinamici mostrati a destra. Le fasi di crescita (linee nere solide) e di smontaggio (linee rosa punteggiate; due denotate con frecce rosa) dei microtubuli sono mostrate su ciascun kymograph. Barra della scala temporale, 3 min. Lunghezza scala barra, 10 μm. Reaction contiene 0,5 μM di actina (10% 647-label) e 15 μM di tubulina libera (4% 488-HiLyte label). Viene mostrato solo il canale della tubulina. (B) Due esempi di montaggi di immagini time-lapse raffiguranti filamenti di singola actina che polimerizzano attivamente. I tassi di allungamento sono calcolati come la pendenza dei grafici della lunghezza dei filamenti di actina nel tempo per actina micromolare. Pertanto, un fattore di correzione di due deve essere applicato alle reazioni di actina da 0,5 μM per il confronto con i tassi tipicamente determinati alla concentrazione di actina di 1 μM. Esempi di cinque filamenti sono mostrati a destra. Barre di scala, 10 μm. Reaction contiene 0,5 μM di actina (10% 647-label) e 15 μM di tubulina libera (4% 488-HiLyte label). Viene mostrato solo il canale actina. (C) Immagini TIRF di microtubuli dinamici (MT) (verde) e filamenti di actina (viola) polimerizzanti in assenza (a sinistra) o presenza di 250 nM Tau (al centro). Le linee tratteggiate e le frecce blu segnano dove è stata disegnata una linea per i grafici di scansione delle linee corrispondenti a ciascuna condizione (sotto ogni immagine). La sovrapposizione tra microtubuli e regioni di actina (mostrate come nere) può essere segnata in un determinato punto temporale per area (a destra). Barre di scala, 25 μm. Le reazioni contengono 0,5 μM di actina (10% 647-label) e 15 μM di tubulina libera (4% 488-HiLyte label) con o senza 250 nM Tau. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Non ci sono conflitti di interesse da divulgare.