Method Article

Un protocollo di compensazione efficace per lo studio dello sviluppo delle sementi nel pomodoro (Solanum lycopersicum L.)

DOI:

10.3791/64445

⸱

September 7th, 2022

 ,  , 
1Key Laboratory of Plant Molecular Physiology, Institute of Botany, Chinese Academy of Sciences, 2College of Life Science, University of Chinese Academy of Sciences, 3Innovative Academy of Seed Design, Chinese Academy of Sciences

In This Article

Summary

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Il seme di pomodoro è un modello importante per lo studio della genetica e della biologia dello sviluppo durante la riproduzione delle piante. Questo protocollo è utile per eliminare i semi di pomodoro nelle diverse fasi di sviluppo per osservare la struttura embrionale più fine.

Abstract

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Il pomodoro (Solanum lycopersicum L.) è una delle principali colture commerciali in tutto il mondo. Il seme di pomodoro è un modello importante per lo studio della genetica e della biologia dello sviluppo durante la riproduzione delle piante. La visualizzazione della struttura embrionale più fine all'interno di un seme di pomodoro è spesso ostacolata dalla mucillagine del rivestimento del seme, dal tegumento multicellulare e da un endosperma a parete spessa, che deve essere risolto con un laborioso sezionamento di incorporamento. Un'alternativa più semplice è quella di impiegare tecniche di pulizia dei tessuti che rendono il seme quasi trasparente usando agenti chimici. Sebbene le procedure di pulizia convenzionali consentano una visione approfondita dei semi più piccoli con un rivestimento di semi più sottile, la pulizia dei semi di pomodoro continua ad essere tecnicamente impegnativa, specialmente nelle ultime fasi di sviluppo.

Qui viene presentato un protocollo di pulizia rapido e laborioso per osservare lo sviluppo dei semi di pomodoro da 3 a 23 giorni dopo la fioritura, quando la morfologia embrionale è quasi completa. Questo metodo combina la soluzione di compensazione a base di cloralio idrato ampiamente utilizzata in Arabidopsis con altre modifiche, tra cui l'omissione della fissazione formalina-aceto-alcol (FAA), l'aggiunta di trattamento ipoclorito di sodio dei semi, la rimozione della mucillagine ammorbidita del rivestimento del seme e il lavaggio e il trattamento sottovuoto. Questo metodo può essere applicato per una pulizia efficiente dei semi di pomodoro in diverse fasi di sviluppo ed è utile nel monitoraggio completo del processo di sviluppo dei semi mutanti con una buona risoluzione spaziale. Questo protocollo di compensazione può anche essere applicato all'imaging profondo di altre specie commercialmente importanti nelle Solanaceae.

Introduction

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Il pomodoro (S. lycopersicum L.) è una delle colture orticole più importanti in tutto il mondo, con una produzione di 186,8 milioni di tonnellate di frutti carnosi da 5,1 milioni di ettari nel 20201. Appartiene alla grande famiglia delle Solanacee con circa 2.716 specie2, tra cui molte colture commercialmente importanti come melanzane, peperoni, patate e tabacco. Il pomodoro coltivato è una specie diploide (2n = 2x = 24) con una dimensione del genoma di circa 900 Mb3. Per molto tempo, sono stati fatti grandi sforzi verso l'addomesticamento e l'allevamento del pomodoro selezionando tratti desiderabili da Solanum spp selvatico. Ci sono oltre 5.000 accessioni di pomodoro elencate nel Tomato Genetics Resource Center e più di 80.000 germoplasma di pomodori sono conservati in tutto il mondo4. La pianta di pomodoro è perenne nella serra e si propaga per semi. Un seme di pomodoro maturo è costituito da tre compartimenti principali: un embrione adulto, un endosperma di tipo cellulare residuo e un rivestimento di semi duri 5,6 (Figura 1A). Dopo la doppia fecondazione, lo sviluppo dell'endosperma di tipo cellulare precede lo sviluppo degli zigoti. A ~ 5-6 giorni dopo la fioritura (DAF), il proembrione bicellulare viene osservato per la prima volta quando l'endosperma è costituito da sei a otto nuclei7. In Solanum pimpinellifolium, l'embrione si avvicina alla sua dimensione finale dopo 20 DAF e i semi sono vitali per la germinazione dopo 32 DAF8. Man mano che l'embrione si sviluppa, l'endosperma viene gradualmente assorbito e solo una piccola quantità di endosperma rimane nel seme. L'endosperma residuo è costituito da endosperma micropilare che circonda la punta della radicola, e endosperma laterale nel resto del seme 9,10. Il rivestimento esterno del seme è sviluppato dall'epidermide esterna ispessita e lignificata del tegumento e, con gli strati morti dei resti di tegumento, formano un guscio duro per proteggere l'embrione e l'endosperma5.

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Figura 1: Rappresentazione schematica di un seme maturo in Solanum lycopersicum e Arabidopsis thaliana. (A) Anatomia longitudinale di un seme di pomodoro maturo. (B) Anatomia longitudinale di un seme maturo di Arabidopsis. Un seme di pomodoro maturo è circa 70 volte più grande di un seme di Arabidopsis. Barre della scala = (A) 400 μm, (B) 100 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

La produzione di semi di pomodoro di alta qualità dipende dalla coordinazione tra l'embrione, l'endosperma e i componenti materni del seme11. La dissezione di geni e reti chiave nello sviluppo dei semi richiede una registrazione fenotipica profonda e completa dei semi mutanti. Le tecniche convenzionali di embedding-sectioning, come la sezione semisottile e la sezione paraffina, sono ampiamente applicate ai semi di pomodoro per osservare le strutture locali e più fini dell'embrione12,13,14,15. Tuttavia, l'analisi dello sviluppo del seme da sezioni sottili è solitamente laboriosa e manca di risoluzione spaziale dell'asse z. In confronto, la pulizia dei tessuti è un metodo rapido ed efficiente per individuare la fase di sviluppo dei difetti embrionali che hanno maggiori probabilità di verificarsi16. Il metodo di compensazione riduce l'opacità del tessuto interno omogeneizzando l'indice di rifrazione con uno o più agenti biochimici16. La pulizia dell'intero tessuto consente l'osservazione di una struttura di tessuto vegetale senza distruggerne l'integrità e la combinazione di tecnologia di clearing e imaging tridimensionale è diventata una soluzione ideale per ottenere informazioni sulla morfologia e sullo stato di sviluppo di un organo vegetale17,18. Nel corso degli anni, le tecniche di disboscamento dei semi sono state utilizzate in varie specie vegetali, tra cui Arabidopsis thaliana, Hordeum vulgare e Beta vulgaris 19,20,21,22,23. Tra questi, la tecnologia di eliminazione degli ovuli a montaggio intero è stata un approccio efficiente per studiare lo sviluppo dei semi di Arabidopsis, grazie alle sue piccole dimensioni, 4-5 strati della cellula del rivestimento del seme e l'endosperma di tipo nucleare24,25. Con il continuo aggiornamento di diverse miscele di compensazione, come l'emergere della soluzione26 di Hoyer, le strutture interne dell'ovulo d'orzo sono state visualizzate con un alto grado di chiarezza, sebbene il suo endosperma costituisca la maggior parte dei semi. L'embriogenesi della barbabietola da zucchero può essere osservata mediante pulizia combinata con trattamento sottovuoto e ammorbidimento con acido cloridrico19. Tuttavia, a differenza delle specie sopra menzionate, non sono state riportate osservazioni embriologiche mediante protocolli di eliminazione nei semi di pomodoro. Ciò impedisce un'indagine dettagliata sullo sviluppo embrionale e delle sementi dei pomodori.

L'idrato di cloralio è comunemente usato come soluzione di compensazione che consente ai tessuti e alle cellule immersi di essere visualizzati su diversi piani ottici e preserva sostanzialmente le cellule o i componenti tissutali27,28,29. Il protocollo di clearing a base di cloralio idrato è stato utilizzato con successo per la pulizia completa dei semi per osservare l'embrione e l'endosperma di Arabidopsis21,28. Tuttavia, questa soluzione di compensazione non è efficiente nella pulizia dei semi di pomodoro, che sono più impermeabili dei semi di Arabidopsis. Le barriere fisiche includono: (1) il tegumento del pomodoro ha quasi 20 strati cellulari da 3 a 15 DAF 30,31, (2) l'endosperma del pomodoro è di tipo cellulare, non di tipo nucleare 32, e (3) i semi di pomodoro sono circa 70 volte più grandi in termini di dimensioni33,34 e (4) producono grandi quantità di mucillagine del rivestimento del seme, che blocca la penetrazione dei reagenti di compensazione e influenza la visualizzazione delle cellule embrionali.

Pertanto, questo rapporto presenta un metodo di pulizia ottimizzato a base di idrato di cloralio per la pulizia a montaggio intero dei semi di pomodoro in diverse fasi, che consente l'imaging profondo del processo di sviluppo dell'embrione (Figura 2).

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Protocol

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1. Preparazione delle soluzioni

  1. Preparare il fissativo FAA aggiungendo 2,5 ml di formaldeide al 37%, 2,5 ml di acido acetico glaciale e 45 ml di etanolo al 70% in una provetta da centrifuga da 50 ml. Vortex e conservarlo a 4 °C. Preparare il fissativo FAA appena prima dell'uso.
    ATTENZIONE: il 37% di formaldeide è corrosivo e potenzialmente cancerogeno se esposto o inalato. Il fissativo deve essere eseguito in una cappa aspirante indossando adeguati dispositivi di protezione individuale.
  2. Preparare la soluzione di pulizia aggiungendo 5 ml di glicerolo al 100%, 40 g di idrato di cloralio e 10 ml di acqua distillata in una bottiglia di vetro da 100 ml avvolta con carta stagnola. Sciogliere utilizzando un agitatore magnetico per una notte a temperatura ambiente. La soluzione preparata può essere conservata a 4 °C per un massimo di 6 mesi.
    ATTENZIONE: L'idrato di cloralio è cancerogeno e ha un odore pungente. Eseguire l'esperimento in una cappa aspirante e indossare dispositivi di protezione individuale appropriati. L'idrato di cloralio è facile da deliqueselezionare nell'aria e non deve essere conservato in grandi quantità. La soluzione di compensazione può decomporsi se esposta alla luce e deve essere tenuta lontana dalla luce.
  3. Preparare la soluzione disinfettante aggiungendo 10 ml di ipoclorito di sodio al 6%, 40 ml di acqua distillata e 50 μL di Tween-20 in una provetta da centrifuga da 50 ml. Vortice e conservarlo a temperatura ambiente. Preparare la soluzione disinfettante appena prima dell'uso.
    NOTA: Il contenuto effettivo di cloro dell'ipoclorito di sodio che è stato posto per lungo tempo può diminuire e il contenuto di ipoclorito di sodio al 6% può essere aumentato in base alla situazione reale.

2. Raccolta dei semi

  1. Seminare semi di pomodoro (S. lycopersicum L. cv. Micro-Tom, vedi Tabella dei materiali) in vasche quadrate da 8 cm × 8 cm × 8 cm piene di una miscela 1:1 di terreno nutriente per fiori e substrato (v/v) (vedi Tabella dei materiali) e crescere in una stanza di crescita con periodi di luce/buio di 16/8 ore a 24 ± 2 °C (giorno) e 18 ± 2 °C (notte), 60% -70% di umidità relativa e un'intensità luminosa di 4.000 Lux. Circa 6 settimane dopo, le piante sono entrate nella fase di fioritura.
  2. Tagga la data di fioritura dei fiori indipendenti all'antesi (l'angolo di apertura dei petali è di 90°) e registra il giorno dopo la fioritura (DAF).
  3. Raccogli i frutti da 3 a 23 piante di pomodoro DAF e mettili immediatamente sul ghiaccio. Dividere i frutti (semi o embrioni) da 3 a 23 DAF in frutti precoci (3-10 DAF), medi (11-16 DAF) e tardivi (17-23 DAF) (semi o embrioni).
    NOTA: Non raccogliere troppi frutti alla volta e assicurarsi che i semi in ciascun frutto vengano spogliati entro 1 ora per ulteriori trattamenti.
  4. Per i primi frutti, rompere il frutto e metterlo su un vetrino, e raccogliere i semi freschi con cura con una pinza di precisione sotto lo stereomicroscopio (vedi Tabella dei materiali) con un ingrandimento da 1x a 4x. Per i frutti medi e tardivi, rompere il frutto e raccogliere direttamente i semi freschi usando una pinza di precisione.

3. Eliminazione dei semi a base di cloralio idrato

NOTA: I protocolli convenzionali35 e ottimizzati sono stati confrontati in questo studio per la loro efficienza di eliminazione dei semi.

  1. Compensazione utilizzando un protocollo convenzionale
    1. Porre immediatamente i semi freschi (ottenuti nella fase 2.4) in una provetta da centrifuga da 2 mL contenente 1,5 mL di fissativo FAA e incubare su uno shaker orbitale (5 rpm, vedi Tabella dei materiali) per 4 ore a temperatura ambiente.
    2. Disidratare questi semi in una serie di etanolo del 70%, 95% e 100% di etanolo (v / v) per 1 ora ciascuno su uno shaker orbitale (5 rpm).
    3. Mettere i semi in 3-5 gocce di soluzione limpida (~ 100 μL) sul vetrino e coprire delicatamente il campione con un vetrino. Sostituire la diapositiva con una singola diapositiva concava (vedere Tabella dei materiali) per i semi medi e tardivi.
    4. Conservare questi vetrini o singoli vetrini concavi a temperatura ambiente per 30 minuti (3 DAF), 2 ore (6 DAF), 1 giorno (9 DAF), 3 giorni (12 DAF) o 7 giorni (da 14 a 22 DAF) a seconda delle fasi di sviluppo del materiale di seme (più giovani sono i materiali, maggiore è la velocità di pulizia).
    5. Osservare i campioni con un microscopio a contrasto di interferenza differenziale (DIC) dotato di una fotocamera digitale (vedi Tabella dei materiali) con ingrandimento 10x, 20x e 40x. Regola e ottimizza la luminosità della luce trasmessa, il cursore DIC e l'apertura del condensatore in tempo reale per ogni campione e acquisisci immagini.
  2. Cancellazione utilizzando il protocollo ottimizzato
    1. Introdurre i semi freschi (ottenuti nella fase 2.4) direttamente in una provetta da centrifuga da 2 mL contenente 1,5 mL di soluzione disinfettante (fase 1.3).
      NOTA: Il numero di semi raccolti nella provetta da centrifuga da 2 ml varia a seconda dello stadio di sviluppo dei semi. I dettagli sono elencati nella tabella 1.
    2. Incubare i campioni su uno shaker orbitale (30 rpm) a temperatura ambiente per 3-50 minuti fino a quando il contorno del rivestimento più interno del seme è chiaramente visibile. Eliminare la soluzione disinfettante.
      NOTA: Il tempo di incubazione richiesto dipende dalla fase di sviluppo del seme (più tardi sono i semi, più lungo sarà il tempo di incubazione). I dettagli sono elencati nella tabella 1.
    3. Per i semi medi e tardivi, trasferire i semi su un vetrino e rimuovere la mucillagine del seme con una pinza e un ago da dissezione sotto uno stereomicroscopio con un ingrandimento da 1x a 4x. Trasferire nuovamente i semi nel tubo della centrifuga originale usando una pinza.
      NOTA: Questo passaggio non è necessario per i semi precoci.
    4. Lavare i semi 5 volte con 1,5 ml di acqua deionizzata, 10 s ogni volta. Scartare l'acqua deionizzata.
    5. Aggiungere una soluzione di compensazione di 2 × volume dei semi, seguita da un trattamento sotto vuoto da 0 a 50 minuti (Tabella 1) con una pompa per vuoto (vedi Tabella dei materiali). Il trattamento del vuoto intermittente viene eseguito con ogni trattamento sottovuoto per 10 minuti distanziati a intervalli di 10 minuti.
    6. Sostituire con una soluzione di compensazione fresca di 2 × il volume dei semi. Tenere la provetta da centrifuga da 2 mL contenente i semi a temperatura ambiente e al riparo dalla luce per 30-7 giorni per facilitare la pulizia (Tabella 1). Durante l'incubazione, per gli embrioni tardivi, sostituire quotidianamente la soluzione di clearing con soluzione fresca e sottoporre i semi a trattamento sottovuoto per 10 minuti.
    7. Preparare i semi eliminati su vetrini o vetrini a concavo singolo e osservare con il microscopio DIC dotato di una fotocamera digitale con ingrandimento 10x, 20x e 40x. Regola e ottimizza la luminosità della luce trasmessa, il cursore DIC e l'apertura del condensatore in tempo reale per ogni campione e acquisisci immagini.

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Results

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Quando i semi di pomodoro sono stati eliminati utilizzando un metodo convenzionale come in Arabidopsis, le cellule endospermatiche dense hanno bloccato la visualizzazione dei primi embrioni di pomodoro a 3 DAF e 6 DAF (Figura 3A, B). Con l'aumentare del volume totale dell'embrione, un embrione globulare era appena distinguibile a 9 DAF (Figura 3C). Tuttavia, poiché la dimensione del seme ha continuato ad aumentare, la sua permeabilità è...

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Discussion

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Rispetto al sezionamento meccanico, la tecnologia di compensazione è più vantaggiosa per l'imaging tridimensionale in quanto mantiene l'integrità dei tessuti vegetali o degli organi16. I protocolli di pulizia convenzionali sono spesso limitati a piccoli campioni a causa della più facile penetrazione delle soluzioni chimiche. Il seme di pomodoro è un campione problematico per la pulizia dei tessuti perché è circa 70 volte più grande di un seme di Arabidopsis in termini di dimensioni e ha p...

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Disclosures

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Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Acknowledgements

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Gli autori sono grati al Dr. Jie Le e al Dr. Xiufen Song per i loro utili suggerimenti sulla microscopia a contrasto di interferenza differenziale e sul metodo di compensazione convenzionale, rispettivamente. Questa ricerca è stata finanziata dalla National Natural Science Foundation of China (31870299) e dalla Youth Innovation Promotion Association dell'Accademia cinese delle scienze. La Figura 2 è stata creata con BioRender.com.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
1.000 µ pipetta a LGILSONFA10006M
1.000 µ L puntali per pipetteCorningT-1000-B
Provetta da centrifuga da 2 mlAxygenMCT-200-C
37% formaldeideDAMAO685-2013
5.000 &; L pipettaEppendorf3120000275
5.000 &; micro; L puntali per pipettebiosharpBS-5000-TL
Provetta da centrifuga da 50 mlCorning430829
Etanolo assolutoBOYUAN678-2002
Bottiglia di vetroFisherFB800-100
Cloralio idratoMeryerM13315-100G
Vetrino coprioggettiLeica384200
Microscopio DICZeissAxio Imager A1Ingrandimento 10x, 20x e 40x
DisinfettanteQIKELONGAN17-9185
Ago da dissezioneBioroyee17-9140
Nutriente per fioriFANGJIE
ForcipeHAIOU4-94
Acido acetico glacialeBOYUAN676-2007
GliceroloSolarbioG8190
Agitatore magneticoIKARET basic
Micro-TomTomato Genetics Resource CenterLA3911
Agitatore orbitaleQILINBEIERQB-206
Substrato di seminaPINDSTRUPLV713/018-LV252Vagliatura: 0-10 mm
Singolo vetrino concavoHUABODEYI
SlideLeica3800381
StereomicroscopioLeicaS8 APOIngrandimento da 1x a 4x
stagnolaZAOWUFANG613
Tween 20SigmaP1379
Pompa a vuotoSHIDINGSHB-III
Misuratore di vorticeSilogexMX-S
HBDY1895Carta

References

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