Articolo metodologico

Un modello riproducibile di impatto della cartilagine per generare l'artrosi post-traumatica nel coniglio

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DOI:

10.3791/64450

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21 novembre 2023

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1Department of Anatomy, Cell Biology and Physiology, Indiana University School of Medicine, 2Department of Orthopaedic Surgery, Indiana University School of Medicine, 3Indiana Center for Musculoskeletal Health, Indiana University School of Medicine, 4School of Mechanical Engineering, Purdue University, 5Large Animal Resource Center, Indiana University School of Medicine, 6Department of Mechanical and Energy Engineering, Indiana University-Purdue University Indianapolis

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Il modello aperto di impatto del condilo femorale mediale nei conigli è affidabile per lo studio dell'osteoartrite post-traumatica (PTOA) e di nuove strategie terapeutiche per mitigare la progressione della PTOA. Questo protocollo genera un difetto cartilagineo isolato del condilo femorale mediale posteriore nei conigli utilizzando una torre di caduta basata su carrello con una testa del dispositivo di impatto.

Abstract

L'osteoartrite post-traumatica (PTOA) è responsabile del 12% di tutti i casi di osteoartrite negli Stati Uniti. La PTOA può essere innescata da un singolo evento traumatico, come un carico ad alto impatto che agisce sulla cartilagine articolare, o da un'instabilità articolare, come avviene con la rottura del legamento crociato anteriore. Attualmente non esistono terapie efficaci per prevenire la PTOA. Lo sviluppo di un modello animale affidabile di PTOA è necessario per comprendere meglio i meccanismi attraverso i quali procede il danno alla cartilagine e per studiare nuove strategie di trattamento per alleviare o prevenire la progressione della PTOA. Questo protocollo descrive un modello di impatto del condilo femorale di coniglio aperto e basato su una torre di caduta per indurre danni alla cartilagine. Questo modello ha fornito carichi di picco di 579,1 ± 71,1 N e sollecitazioni di picco di 81,9 ± 10,1 MPa con un carico di picco di 2,4 ± 0,5 ms. La cartilagine articolare dei condili femorali mediali (MFC) impattati aveva tassi più elevati di cellule apoptotiche (p = 0,0058) e possedeva punteggi più elevati dell'Osteoarthritis Research Society International (OARSI) di 3,38 ± 1,43 rispetto alle MFC controlaterali non impattate (0,56 ± 0,42) e ad altre superfici cartilaginee del ginocchio impattato (p < 0,0001). Non sono state rilevate differenze nei punteggi OARSI tra le superfici articolari non impattate (p > 0,05).

Introduzione

L'osteoartrite post-traumatica (PTOA) è una delle principali cause di disabilità in tutto il mondo e rappresenta il 12%-16% dell'osteoartrite sintomatica (OA)1. L'attuale gold standard per la gestione dell'OA allo stadio terminale è l'artroplastica totale del ginocchio e dell'anca2 o artrodesi, come nel caso dell'artrite tibioastragalica o sottoastragalica allo stadio terminale. Sebbene abbia in gran parte successo, l'artroplastica può avere complicanze costose e morbose3. Inoltre, l'artroplastica è meno auspicabile nei pazienti di età inferiore ai 50 anni, data la bassa sopravvivenza all'impianto senza revisione, pari al 77%-83%4,5. Attualmente, non esistono trattamenti approvati dalla FDA per prevenire o mitigare la progressione della PTOA.

La PTOA colpisce l'intera articolazione, compreso il tessuto sinoviale, l'osso subcondrale e la cartilagine articolare. È caratterizzata da degenerazione della cartilagine articolare, infiammazione sinoviale, rimodellamento dell'osso subcondrale e formazione di osteofiti 6,7. Il fenotipo della PTOA si sviluppa attraverso un complesso processo di interazione tra cartilagine, sinovia e osso subcondrale. L'attuale comprensione è che la lesione della cartilagine porta alla liberazione di componenti della matrice extracellulare (ECM) come il collagene di tipo 2 (COL2) e l'aggrecano (ACAN). Questi frammenti di componenti dell'ECM sono pro-infiammatori e causano un aumento della produzione di IL-6, IL-1β e specie reattive dell'ossigeno. Questi mediatori agiscono sui condrociti, causando una sovraregolazione delle metalloproteinasi della matrice (MMP), come la MMP-13, che degradano la cartilagine articolare diminuendo anche la sintesi della matrice, portando a un ambiente catabolico complessivo per la cartilagine articolare8. Inoltre, vi è evidenza di un aumento dell'apoptosi dei condrociti nell'osteoartrite primaria e nella PTOA 9,10. La disfunzione mitocondriale si verifica dopo un carico sovrafisiologico della cartilagine 11,12,13,14, che può portare ad un aumento dell'apoptosi dei condrociti 12,15. L'aumento dell'apoptosi dei condrociti è stato associato a un aumento della deplezione dei proteoglicani e del catabolismo della cartilagine e ha dimostrato di precedere i cambiamenti nel rimodellamento della cartilagine e dell'osso subcondrale16,17,18.

Come per la maggior parte delle malattie umane, sono necessari modelli affidabili e traslazionali di PTOA per comprendere ulteriormente la fisiopatologia della malattia e testare nuove terapie. Animali di grandi dimensioni come suini e canini sono stati utilizzati in modelli di frattura intra-articolare e di impatto di PTOA17,19, ma sono costosi. I modelli animali più piccoli, come topi, ratti e conigli, sono meno costosi e vengono utilizzati per studiare la PTOA generata attraverso la destabilizzazione articolare, che in genere comporta la transezione chirurgica del legamento crociato anteriore (LCA) e/o la rottura del menisco mediale 20,21,22,23,24,25. Sebbene il trauma articolare possa portare a varie conseguenze, tra cui lesioni legamentose26, il sovraccarico meccanico della cartilagine si verifica in quasi tutti i casi.

Ci sono evidenze emergenti che la patologia alla base dello sviluppo della PTOA dopo l'instabilità legamentosa (come nella transezione del LCA) e il danno condrale acuto è dovuta a meccanismi distinti27. Pertanto, è importante sviluppare modelli di lesioni dirette alla cartilagine. Attualmente esiste un numero limitato di modelli di impatto che generano lesioni osteocondrali o condrali nei ratti e nei topi28,29. Tuttavia, la cartilagine murina non è adatta a generare difetti condrali isolati. Questo perché la cartilagine articolare murina ha uno spessore di soli 3-5 strati cellulari e manca di zone cartilaginee superficiali, radiali e di transizione organizzate, nonché dello spesso strato di cartilagine calcificata che si trova negli esseri umani e negli animali più grandi. I modelli murini mostrano anche una risoluzione spontanea dei difetti parziali della cartilagine30,31. Quindi, abbiamo scelto il coniglio per questo modello di impatto poiché il suo spessore e la sua organizzazione della cartilagine sono simili a quelli degli esseri umani, ed è il modello animale più piccolo che consentirà di fornire un impatto condrale coerente che si traduce in PTOA. Precedenti modelli chirurgici aperti dell'impatto del condilo femorale nel coniglio hanno impiegato un pendolo32, un dispositivo portatile per l'impatto della cartilagine caricato a molla 33 e una torre di caduta che ha permesso la creazione di un impattatore specifico per il coniglio34. Tuttavia, questi studi mancavano di dati in vivo. Altri hanno riportato dati in vivo con dispositivi a percussione a pendolo 35, pneumatici36 e caricati a molla37 10, e questi studi mostrano un alto tasso di variabilità nelle sollecitazioni di picco e nei tassi di carico tra i metodi. Tuttavia, il campo manca di un approccio coerente per modellare in modo affidabile il trauma acuto della cartilagine in vivo.

L'attuale protocollo impiega un sistema basato su una torre di caduta per fornire un impatto coerente al condilo mediale posteriore del ginocchio del coniglio. Un approccio posteriore al ginocchio viene impiegato per esporre il condilo femorale mediale posteriore. Un perno di Steinman viene quindi posizionato attraverso i condili femorali da mediale a laterale in linea con la superficie articolare e fissato alla piattaforma. Una volta fissato, un carico viene consegnato al condilo femorale mediale posteriore. Questo metodo consente di infliggere danni consistenti alla cartilagine sulla superficie portante del femore distale del coniglio.

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Protocollo

La seguente procedura è stata eseguita con l'approvazione del Comitato per la cura e l'uso degli animali istituzionali della Indiana University School of Medicine (IACUC). Tutti gli interventi chirurgici di sopravvivenza sono stati eseguiti in condizioni sterili, come delineato dalle linee guida NIH. I rischi di dolore e infezione sono stati gestiti con analgesici e antibiotici adeguati per ottimizzare i risultati positivi. Per il presente studio sono stati utilizzati conigli bianchi neozelandesi maschi scheletricamente maturi, del peso di 3,0-4,0 kg.

1. Fabbricazione della torre di caduta

  1. Generare disegni CAD per i componenti della torre di caduta, della piattaforma di base e del meccanismo per fissare il perno di Steinman (Figure supplementari 1-14).
  2. Acquistare componenti disponibili in commercio (vedere la tabella dei materiali).
  3. Procurarsi le parti della macchina del dispositivo o fornire i disegni CAD a un macchinista per la fabbricazione.
    NOTA: Per fabbricare la punta del dispositivo d'urto di 3 mm di diametro è necessario un macchinista di alta precisione con capacità di costruzione di utensili (Figura supplementare 1, parte 20 e Figure supplementari 13,14). La faccia d'impatto della testa del dispositivo d'urto presentava curvature di 7,14 mm e 5,56 mm rispettivamente sul piano sagittale e coronale, per conformarsi alla curvatura del condilo mediale del coniglio35 (Figure supplementari 13,14).
  4. Assemblare le parti in modo tale che la torre di caduta sia costituita da un carrello che viaggia su due aste verticali tramite cuscinetti a sfere lineari ad allineamento fisso e che la piattaforma di base sostenga il coniglio e fissi il perno di Steinman (Figura 1 e Figura 2).
    NOTA: La traversa del carrello di questo design ha una rigidità alla flessione pari a quella di una precedente torre di caduta38 con un livello di vibrazione accettabile.

2. Preparazione dell'animale

  1. Pesare il coniglio e anestetizzarlo con 2,5 mg/kg di alfaxalone e 0,15 mg/kg di midazolam IM (vedere Tabella dei materiali). Applicare l'unguento per gli occhi su entrambi gli occhi dopo l'induzione. Mantenere l'anestesia utilizzando ~2%-3% di isoflurano. Somministrare buprenorfina SR (0,1 mg/kg) SQ per analgesia ed enrofloxacina perioperatoria (10 mg/kg) SQ. Al posto della buprenorfina, possono essere somministrati FANS come il carprofene, 4 mg/kg o meloxicam, 0,2 – 0,3 mg/kg o ketoprofene, 3 mg/kg possono essere somministrati come iniezioni SQ.
  2. Radere l'arto posteriore del coniglio dalla caviglia ai quarti posteriori. Si consiglia una maggiore cautela nella depilazione del coniglio per evitare la contaminazione dell'incisione. L'uso di un set di tagliacapelli per conigli dedicati e affilati è importante.
  3. Posizionare il blocco della gamba anteriore in acciaio inossidabile (Figura supplementare 1, parte n. 2 e Figura supplementare 4) sotto l'estremità della piattaforma d'impatto e coprire la piattaforma con un termoforo. Posiziona lo sternale del coniglio (cioè prono) sul termoforo. Posiziona una protuberanza imbottita sotto l'anca controlaterale.
    1. Assicurarsi che l'estremità operatoria abbia il ginocchio centrato e appoggiato sul blocco di polietilene (Figura 2A1). Utilizzare del nastro di seta per ritrarre delicatamente la coda superiore e controlaterale all'estremità operativa.
  4. Pulire il sito chirurgico con cloroesidina e garza sterile imbevuta di alcol al 70%. Strofinare il sito chirurgico, partendo dal ginocchio posteriore, con una spazzata circolare verso l'esterno. Ripetere almeno 3 volte con scrub freschi, terminando con il 70% di alcol.
  5. Posizionare un guanto sterile sul piede operatorio fino alla caviglia e avvolgerlo con un bendaggio coesivo sterile.
  6. Coprire sterilmente il sito chirurgico con tre tende: una direttamente sotto l'estremità operatoria e le altre due per coprire il resto del corpo. Fissare le tende con morsetti per asciugamani.

3. Esposizione chirurgica

NOTA: Prima dell'intervento chirurgico e dell'impatto, il peso e l'altezza di caduta che forniscono danni visibili alla cartilagine senza frattura dell'osso subcondrale devono essere determinati empiricamente per il ceppo specifico, l'età e il sesso del coniglio.

  1. Palpare la posizione della rotula anteriormente per stimare la posizione dell'articolazione del ginocchio, che si trova distale alla rotula. Utilizzando una lama da 15, praticare un'incisione di 3-4 cm lungo la faccia posteriore del ginocchio esteso dal livello del polo superiore della rotula distalmente.
  2. Eseguire dissezioni smussate e taglienti attraverso la fascia superficiale sottostante. Sviluppare l'intervallo tra la pelle medialmente e il gastrocnemio mediale lateralmente. Collocare un divaricatore Weitlaner autobloccante in questo intervallo (vedere la tabella dei materiali).
    1. Uno strato fasciale secondario diventerà visibile appena sopra l'arteria e la vena safena. Sezionare lateralmente alla safena e ritrarre medialmente la vascolarizzazione e lateralmente il complesso gastrocsoleo posteriore.
      NOTA: Fare attenzione a non tagliare questa vascolarizzazione. Se questa arteria è danneggiata, assicurarsi che la legatura sia corretta, poiché può verificarsi uno shock emorragico post-operatorio.
  3. Sezionare distalmente fino a quando non viene identificata una piccola fabella mobile sopra il condilo femorale mediale posteriore. Eseguire un'artrotomia per mobilizzare la fabella superolaterale, esponendo il condilo femorale mediale sottostante. Rimuovere delicatamente i tessuti molli mediante una dissezione smussata e netta per esporre l'aspetto posteriore del condilo femorale mediale. Utilizzare un auto-ritentore Freer and Cricket (vedere Tabella dei materiali) per ritrarre i tessuti molli a questo livello.
  4. Mantenendo il condilo esposto, far avanzare un perno di Steinman da 0,062 pollici (vedi Tabella dei materiali) attraverso il femore distale, iniziando dall'aspetto superiore del condilo femorale mediale e centrato nella direzione anteriore-posteriore del condilo femorale mediale, a circa 5 mm dall'aspetto posteriore del condilo.
    1. Guidare il filo lateralmente attraverso l'osso e la pelle laterale parallelamente alla superficie dell'articolazione utilizzando un perno Steinman alimentato a batteria. La palpazione dell'epicondilo laterale garantirà la traiettoria appropriata del perno di Steinman.
  5. Rimuovere i divaricatori e chiudere la pelle con una sutura in polisorbo 3-0 (vedere la tabella dei materiali) in modo continuo. Coprire l'incisione con una garza sterile.

4. Impatto del condilo femorale

  1. Rimuovere il telo sotto l'arto operativo e fissare il perno Steinman a una piattaforma di impatto personalizzabile e regolabile in altezza. Innanzitutto, posizionare l'aspetto inferiore regolabile in altezza dell'apparato di fissaggio del perno di Steinman sotto il perno (Figura 2A2). Assicurarsi che il filo sia parallelo al terreno su questa piattaforma regolando l'altezza delle viti secondo necessità.
    1. Dopo essersi assicurati che il perno di Steinman sia parallelo al suolo, posizionare l'aspetto superiore basato su vite della piattaforma di sicurezza (Figura 2A3) sull'aspetto inferiore basato su vite del pezzo regolabile in altezza. Assicurarsi che il perno Steinman sia saldamente fissato avvitando la barra superiore nella parte inferiore regolabile in altezza della piattaforma di supporto del perno (Figura 2A2).
  2. Una volta che il perno di Steinman è fissato alla piattaforma, rimuovere la sutura e riaprire l'incisione. Esporre il condilo femorale mediale con divaricatori autobloccanti Weitlaner e cricket. Potrebbe essere necessario un ulteriore Freer per ritrarre ulteriori tessuti molli fuori dal percorso della punta del dispositivo d'urto (Figura 2B).
  3. Pulisci la torre di caduta con un disinfettante approvato. Fissare la testa sterile del dispositivo di simulazione da 3 mm (Figura 2A4) al carrello della torre di caduta. Portare la torre di caduta sopra l'estremità operativa e posizionare la sua base (Figura 2A6) sotto la piattaforma d'impatto (Figura 3A).
  4. Abbassare delicatamente il dispositivo d'urto (Figura supplementare 2, parte 20 e Figura supplementare 13) al centro del condilo femorale mediale posteriore. Assicurarsi che non vi siano tessuti molli nel percorso del dispositivo d'urto.
    1. Spostare il coniglio o la torre secondo necessità per assicurarsi che la testa del dispositivo d'urto sia centrata sul condilo femorale mediale posteriore (Figura 3B). Ogni volta che il coniglio viene spostato o riposizionato, il sito chirurgico deve essere valutato per eventuali interruzioni della sterilità e l'area deve essere risterilizzata se necessario.
  5. Una volta assicurata la traiettoria appropriata, clamp la torre sulla piattaforma con i morsetti a ginocchiera (Figura 2A5,  vedere la tabella dei materiali).
  6. Somministrare una dose di alfaxalone per via endovenosa (0,5-0,7 mg/kg) 5-10 minuti prima dell'impatto per un'anestesia più profonda senza aumentare l'anestesia inalante.
    NOTA: La mancanza di riflesso palpebrale, il ritiro del pedale e il riflesso del padiglione auricolare evidenziano un'anestesia più profonda. Questa anestesia più profonda aiuta a prevenire possibili reazioni agli arti durante il posizionamento nell'apparecchio e durante l'impatto.
    ATTENZIONE: Se somministrato troppo rapidamente, alfaxalone può causare apnea transitoria e ipossia nei conigli e deve essere somministrato lentamente nell'arco di 1-2 minuti. Se si verifica ipossia, assicurarsi che l'adeguata ossigenazione e il ripristino dei parametri vitali prima di procedere.
  7. Posizionare l'impattatore sulla torre di caduta all'altezza desiderata sopra il condilo femorale mediale. Per l'attuale gruppo carrello, compresi i cuscinetti, con una massa di 1,41 kg, si tratta di un'altezza di 7 cm.
    NOTA: L'altezza della torre di caduta è stata determinata da studi pilota su tessuto da cadavere. Questa altezza ha generato danni visibili alla cartilagine ma non fratture ossee subcondrali per i conigli in questo studio.
  8. Fare clic sul pulsante Start del software di acquisizione dati LabVIEW (Supplementary Coding File 1) appena prima di liberare l'arresto del mandrino (Figura 2 supplementare, elemento n. 14) per rilasciare il carrello e lasciarlo cadere sotto la forza di gravità.
    NOTA: Il software di acquisizione dati raccoglierà i dati da una cella di carico (Figura 1, 6) posizionata tra il dispositivo d'urto e il carrello e da un accelerometro (Figura 1, 7) durante l'impatto a 100 kHz utilizzando un laptop collegato a un modulo di acquisizione dati.
  9. Posizionare il file txt generato dal software di acquisizione dati nella stessa cartella con il codice di analisi dei dati Matlab (Supplementary Coding File 2) ed eseguire il codice di analisi dei dati per filtrare i dati grezzi e calcolare i parametri di impatto.
  10. Assicurarsi che sia identificato il carico massimo. Il punto temporale associato è considerato il tempo di massima deformazione e velocità zero.
    NOTA: il codice di analisi dei dati analizzerà tutti i file txt nella cartella e riporterà i risultati per ciascun file. Il codice determinerà l'inizio e la fine dell'impatto in base alle modifiche apportate ai dati relativi al tempo di caricamento. I dati dell'accelerometro saranno integrati numericamente per calcolare la velocità e integrati di nuovo per calcolare lo spostamento. Il codice di analisi dei dati calcolerà numericamente l'impulso, il lavoro e l'energia cinetica dalle seguenti formule:
    figure-protocol-1
    figure-protocol-2
    figure-protocol-3
    dove F è la forza misurata dal sensore di carico, x 0 e t 0 sono lo spostamento e il tempo all'inizio dell'impatto, e x e tf sono lo spostamento e il tempo alla fine dell'impatto. La velocità di carico sarà calcolata numericamente come media di dσ/dt nella fase di carico dell'impatto. La sollecitazione di picco sarà calcolata dividendo il carico di picco per l'area di contatto della testa del dispositivo d'urto.
  11. Eseguire la visualizzazione della superficie della cartilagine per determinare se si è verificato un danno alla cartilagine appropriato (Figura 4A).

5. Chiusura del sito chirurgico

  1. Rimuovere la torre di caduta dall'estremità operativa. Mettere da parte tutti gli strumenti chirurgici usati e indossare nuovi guanti sterili.
    NOTA: Dato che la torre di caduta non è sterile, tutti gli strumenti utilizzati fino all'impatto devono ora essere considerati contaminati.
  2. Riapplicare un telo sterile sull'arto inferiore e procurarsi autodivaricatori sterili non utilizzati.
  3. Riesporre il condilo femorale mediale e irrigare accuratamente il sito chirurgico con 50-60 ml di soluzione fisiologica sterile.
  4. Chiudere la capsula posteriore con una sutura 5-0 polysorb, seguita dalla chiusura cutanea con una sutura monosorb 4-0 (vedere la tabella dei materiali).
  5. Iniettare 2 mL di lidocaina/bupivacaina per l'analgesia locale intorno all'incisione intradermica.
  6. Rimuovere il perno Steinman con un set di driver di alimentazione (vedere la tabella dei materiali) oscillando per ridurre al minimo le lesioni ai tessuti molli.
  7. Medicare la ferita con una medicazione non adesiva, seguita da nastro adesivo. Eseguire una radiografia dell'arto operatorio per assicurarsi che non si sia verificata alcuna frattura e che il perno sia posizionato in modo appropriato (Figura 4B).

6. Gestione post-operatoria

  1. Rimetti il coniglio nella sua gabbia e monitoralo su coperte riscaldate fino a quando non si riprende dall'anestesia (~25 min).
  2. Continuare a monitorare attentamente i conigli per diversi giorni dopo l'intervento chirurgico per assicurarsi che guariscano correttamente e riacquistino la mobilità. Somministrare enrofloxacina (10 mg/kg) per 2 giorni dopo l'intervento per la profilassi delle infezioni. Somministrare buprenorfina SR analgesia (0,1 mg/kg) per via sottocutanea ogni 2-3 giorni dopo l'intervento e secondo necessità. Al posto della buprenorfina, i FANS come il carprofene, 4 mg/kg di SQ al giorno, il meloxicam, 0,2 – 0,3 mg/kg di SQ al giorno fino a 3 giorni o il ketoprofene, 3 mg/kg di SQ al giorno possono essere somministrati 3-5 giorni dopo l'intervento chirurgico e secondo necessità.
    NOTA: Siamo riusciti a prevenire la deiscenza della ferita postoperatoria, dovuta al leccamento o alla masticazione del coniglio, con il posizionamento di mutandine neonatali umane sugli arti posteriori39. Se il coniglio mastica i pantaloni, si può posizionare un collare elisabettiano (vedi Tabella dei materiali) per evitare di masticare l'incisione.

7. Valutazione istologica

  1. A 16 settimane dall'infortunio, prelevare le ginocchia dai conigli sottoposti a eutanasia, fissarle in formalina tamponata neutra al 10% per 48 ore, quindi incorporare la paraffina e sezionarle in fette spesse 5 μm.
  2. Dopo la de-paraffinazione e la reidratazione, colorare le sezioni con safranina O verde rapido secondo i protocolli standard40,41.
  3. Eseguire il test TUNEL (Terminal Deoxynucleotidyl Transferase dUTP nick end labeling) sulle sezioni utilizzando il kit di rilevamento dell'apoptosi cromogenica TUNEL seguendo le istruzioni del produttore, controcolorato con ematossilina42 (vedere la tabella dei materiali).

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Risultati

Il successo di questa procedura è stato monitorato immediatamente dopo l'impatto mediante la visualizzazione del condilo da parte del chirurgo (Figura 4A) e mediante radiografia per garantire che non si verificasse alcuna frattura (Figura 4B). C'è il rischio di fallimento dell'impatto che porta a una frattura intraoperatoria del condilo. Ciò era in genere dovuto a un posizionamento improprio dei perni di Steinman (Figura 5). Utilizz...

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Discussione

Questa procedura chirurgica mira a generare un danno cartilagineo consistente alla superficie portante del condilo femorale mediale del coniglio in un modello di PTOA. Un vantaggio di questa procedura è che l'approccio posteriore al ginocchio consente la visualizzazione diretta del condilo femorale mediale posteriore completo e può essere eseguito in circa 37 minuti (Tabella 2). Va anche notato che questo è un modello di lesione aperto e può portare a cambiamenti infiammatori acuti oltre il semplice impa...

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Dichiarazioni

Roman Natoli tiene conferenze per AO Trauma North America, è un editore di sezione per Current Osteoporosis Reports e ha ricevuto i diritti d'autore dei libri di testo da Morgan e Claypool. Todd McKinley riceve royalties da Innomed. Gli altri autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo studio è stato supportato dal DoD Peer Reviewed Medical Research Program - Investigator-Initiated Research Award W81XWH-20-1-0304 dall'U.S. ARMY MEDICAL RESEARCH ACQUISITION ACTIVITY, dal NIH NIAMS R01AR076477 e da un programma completo di formazione muscoloscheletrica T32 dal NIH (AR065971) e dal NIH NIAMS Grant R01 AR069657. Gli autori desiderano ringraziare Kevin Carr per aver fornito la sua esperienza nella lavorazione e nella fabbricazione a questo progetto, e Drew Brown e l'Indiana Center for Musculoskeletal Health Bone Histology Core per l'aiuto con l'istologia.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Vite a testa piattaMcMaster-Carr92210A194Vite a testa piatta con attacco esagonale in acciaio inossidabile, 8-32, lame per bisturi da 1/2"
#15McKesson1029066 Bisturi McKesson n. 15 in acciaio inossidabile / plastica Impugnatura classica Manico sterile monouso
1/2"-20 McMaster-Carr99065A1201/2"-20 asta filettata
10 mL siringaMcKesson1031801Per l'irrigazione; Siringa per uso generale McKesson 10 mL Blister Luer Lock Tip Senza sicurezza
Siringa da 3 mLMcKesson1031804Per iniezione di lidocaina/bupiviacaina; Siringa per uso generale McKesson 3 mL Blister Luer Lock Tip senza sicurezza.
3-0 polisorbiEthiconJ332H3-0 Vircryl, CT-2, 1/2 cerchio, 26 mm, conico
4-0 monosorbiEthiconZ397H4-0 PDS 2, FS-2, 3/8 cerchio, 19mm, tagliente
5-0 polisorbiMed Vet InternationalNC9335902Med Vet International 5-0 ETHICON COATED VICRYL C-3
AccelerometroKistler8743A5Accelerometro
Adson-Browns Pinzedi precisione mondiali500177Pinze Adson-Brown, 12 cm, diritte, mascelle TC, 7 x 7 denti
AlfaxaloneJurox49480-002-01Alfaxan Multidose di Jurox : 10 mg/mL
BuprenorfinaPar Pharmaceuticals42023-0179-05Buprenorfina HCL iniettabile: 0,3 mg/mL Butorfanolo
 Zoetis54771-2033Tartrato di butorfanolo  10mg/ml da Zoetis
Clorexidina Scrub per le maniBD371073BD E-Z Scrub 107 Scrub chirurgico Pennello/spugna, 4% CHG, colletto rosso
STRYKER14023Stryker 4100-62 filo Pinza 0,28-0,71 ''
Manipolo per avvitatore a batteriaSTRYKEROR-S4300Stryker 4300 CD3 Cordless Driver 3 manipoli
Divaricatori per cricketNovosurgicalG3510 212x Heiss (Holzheimer) Divaricatore ad azione incrociata
Forbici dissettoreJorvet labsJ0662Aesculap AG, Metzenbaum, Forbici, Dritto 5 3/4″
Collare elisabettianoElizaSoft62054ElizaSoft Elizabethan Recovery Collar
EnrofloxacinaCustom MedsEnrofloxacina composta da Custom Meds
Eye IntmentPivetal 46066-753-55Pivetal Articifical Tears- recentemente richiamato
Collare dell'albero per montaggio frontaleMcMaster-Carr5631T11Collare per albero per montaggio frontale
Verde veloceMillipore SigmaF7258Verde veloce
FreerJorvet labsJ0226Qper elevatore più libero
-1McMaster-Carr91251A197Vite a brugola in acciaio legato ossido nero, 8-32, 3/4"
Vite a testa incassata -2McMaster-Carr92196A194Vite a brugola in acciaio inox, 8-32, 1/2"
Vite a testa incassata -3McMaster-Carr92196A146Vite a brugola in acciaio inox, 8-32, 1/2"
Vite a testa incassata -4McMaster-Carr92196A151Vite a brugola in acciaio inox, 6-32, 3/4"
Soluzione di ematossilina, Gill No. 1Millipore SigmaGHS132-1LSoluzione di ematossilina, Gill n. 1
Dado esagonaleMcMaster-Carr91841A007Dado esagonale in acciaio inossidabile, 6-32
Morsetto a levettaMcMaster-Carr5126A71Morsetto a levetta a pressione
Dispositivo di impatton/an/asu misura
Piattaforma d'impatton/an/asu misura
K-wireJorvet LabsJ0250AJorVet Perni Steinman intramidollari, Trocar-Trocar 1/16" x 7"
Vista di laboratorioNational Instrumentsn/an/a
Cella di caricoKistler9712B5000Cella di carico
MATLABThe MathWorks Inc.n/an/a
MicroscopioLeicaDMi-8Microscopio Leica DMi8 con software LAS-X
MidazolamAlmaject72611-749-10Midazolam cloridrato Iniezione: 5mg/ml con
fresatrice Almaject arresti di profonditàMcMaster-Carr2949A71Fresatrice a morsetto con
di profondità Arco a C mobilePhilips718095BV  Pulsera, Mobile C-arm
Cuscinetto a sfere linearemontato McMaster-Carr9338T7Cuscinetto lineare a sfere montato
CacciaagoA2Z ScilabA2ZTCIN39TC Webster Portaago Ganasce lisce 5",
Premium PentobarbitalVortech0298-9373-68Pentobarbital 390 mg/mL da Vortech
Safranin OMillipore SigmaHT90432Safranin O
Batteria piccolaSTRYKERNS0140366212 Batteria piccola - 9,6 V
Asta in acciaio, 2'McMaster-Carr89535K25Tondino d'acciaio, 2'
Soluzione salina sterileICU Medical6139-22Flaconi per versare la soluzione AquaLite, 250 mL
Stryker 6110-120 Caricabatterie System 6STRYKEROR-S6110-120
Guanti chirurgiciMcKesson1044729Guanto chirurgico McKesson Perry Taglia 6,5 Coppia sterile Lattice Lunghezza del polsino estesa Liscio Marrone Non approvato dalla chemio
Camice chirurgicoMcKesson1104452Camice chirurgico non rinforzato con asciugamano McKesson Forbici da sutura monouso sterili AAMI di livello 3
grandi Jorvet LabsJ0910SAForbici da taglio super, maionese, dritte, 5 1/2″
Kit di colorazione TUNELABP BioscienceA049TUNEL Kit di rilevamento dell'apoptosi cromogenica
Divaricatori Weitlaner Strumenti discienza fine17012-112x Divaricatori Weitlaner-Locktite
da Strumenti Vite a testa cilindrica arresto blu

Riferimenti

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