Articolo metodologico

I vermi infiniti più belli: metodi attuali per l'uso dei nematodi per studiare la biologia evolutiva dello sviluppo

DOI:

10.3791/64594

10 agosto 2022

In questo articolo

Abstract

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ARTICOLI DISCUSSI:

Tintori, S. C., Sloat, S. A., Rockman, M. V. Isolamento rapido di nematodi selvatici mediante imbuto di Baermann. Giornale degli esperimenti visualizzati. (179) (2022).

Crombie, T. A., Tanny, R. E., Buchanan, C. M., Roberto, N. M., Andersen, E. C. Un approccio altamente scalabile per eseguire indagini ecologiche sui nematodi Caenorhabditis selfing. Giornale degli esperimenti visualizzati. (181) (2022).

Ackley, C., Washiashi, L., Krishnamurthy, R., Rothman, J. H. Saggio gravitassi su larga scala delle larve di Caenorhabditis Dauer. Giornale degli esperimenti visualizzati. (183) (2022).

Woronik, A., Kiontke, K., Jallad, R. S., Herrera, R. A., Fitch, D. H. A. Microdissezione laser per applicazioni su un singolo tessuto indipendenti dalla specie. Giornale degli esperimenti visualizzati. (181) (2022).

Cammalleri, S. R., Knox, J., Roy, P. J. Coltura e screening del nematode parassita vegetale Ditylenchus dipsaci. Giornale degli esperimenti visualizzati. (179) (2022).

Heryanto, C., Ratnappan, R., O'halloran, D. M., Hawdon, J. M., Eleftherianos, I. Coltura e manipolazione genetica di nematodi entomopatogeni. Giornale degli esperimenti visualizzati. (181) (2022).

Editoriale

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Negli anni '60, Sydney Brenner è stato il pioniere dell'uso di Caenorhabditis elegans, in particolare il ceppo N2 isolato a Bristol, nel Regno Unito, per studiare la neurobiologia animale e lo sviluppo1. Da allora, le scoperte seminali con questo ceppo di riferimento di laboratorio sono state determinanti per svelare la regolazione di processi fondamentali come la morte cellulare programmata2, l'organogenesi 3,4,5, l'invecchiamento 6,7, la regolazione genica da parte di RNA non codificanti 8,9,10,11, la descrizione di connettomi neurali completi sessualmente dimorfici 12, e molti altri fenomeni in biologia molecolare, cellulare e dello sviluppo. Completato da diversi studi "omici" con risoluzione di una singola cellula13,14, l'N2 è probabilmente il metazoo più completamente descritto. La ricchezza di conoscenze acquisite dallo studio dell'N2 negli ultimi sessant'anni ha fornito un trampolino di lancio per esplorare la diversificazione evolutiva del meccanismo che modula lo sviluppo negli isotipi selvatici di C. elegans geneticamente distinti, così come in altre specie di nematodi. Ad oggi, più di 500 isotipi di C. elegans, ognuno con un aplotipo unico, sono stati isolati da tutto il mondo15. Questo progresso ha notevolmente facilitato l'identificazione dei fattori genetici responsabili della variazione dei caratteri quantitativi16, inclusi gli alleli derivati in laboratorio in molti geni che modificano una serie di tratti comportamentali e di sviluppo in N2 (ad esempio, riferimenti 17,18,19,20). Quindi, lo studio dei vermi selvatici può fornire importanti informazioni su come gli animali reagiscono al loro ambiente in modi che influenzano lo sviluppo, la fisiologia e i comportamenti e illuminano anche le traiettorie evolutive degli animali. Molte specie del genere Caenorhabditis appaiono praticamente indistinguibili morfologicamente da C. elegans21,22, fornendo una solida piattaforma per studiare il meccanismo molecolare della deriva del sistema di sviluppo23,24; tuttavia, è interessante notare che la morfologia di C. elegans, che abita il materiale vegetale in decomposizione, differisce sostanzialmente dal suo fratello più vicino conosciuto, C. inopinata, che si trova solo sui fichi, probabilmente come risultato di un adattamento di nicchia25. Studi comparativi intra e interspecie approfondiranno la nostra comprensione della storia evolutiva di questi animali. Con l'obiettivo di promuovere l'uso della ricca risorsa naturale che i nematodi offrono per sondare importanti questioni nella biologia evolutiva dello sviluppo e del comportamento, questa raccolta di articoli fornisce tecniche utili per isolare, coltivare e studiare le specie di vermi selvatici e nematodi al di fuori della specie C. elegans.

In questa Raccolta di metodi, Tintori et al.26 e Crombie et al.27 forniscono approcci complementari per isolare i nematodi selvatici. Tintori et al. descrivono un metodo semplice ed economico per isolare i nematodi sul campo utilizzando l'imbuto Baermann. Questo approccio consente ai ricercatori, in modo imparziale, di raccogliere quasi l'intera popolazione di nematodi dai substrati (ad esempio, frutti, fiori e steli in decomposizione). Al contrario, Crombie et al. presentano un metodo che arricchisce le specie autofecondanti di Caenorhabditis come C. elegans, C. briggsae e C. tropicalis. Inoltre, forniscono istruzioni dettagliate sull'uso dell'app Fulcrum e del software R per tracciare e organizzare in modo efficace i campioni di nematodi, nonché i dati ecologici corrispondenti. Lo studio dei nematodi nel loro contesto naturale fornirà importanti informazioni sulla loro ecologia, che modella i tratti complessi di queste specie.

I nematodi mostrano variazioni intra e interspecie nei comportamenti che facilitano l'adattamento alla nicchia, fornendo un eccellente paradigma per studiare le basi genetiche della plasticità comportamentale e della neurodivergenza 28,29,30. Ackley et al.31 descrivono un robusto saggio per studiare la gravitassi, che può fungere da meccanismo di dispersione, in larve di dauer di diverse specie di Caenorhabditis. Poiché il comportamento gravitattico può essere influenzato da altri input sensoriali32, Ackley et al.31 forniscono un modo semplice ed economico per proteggere gli animali dalla luce e dai campi elettromagnetici, prevenendo così l'interferenza nota di queste influenze ambientali sul comportamento gravitattico. Questo saggio sarà utile per studiare il meccanismo molecolare dell'integrazione sensoriale e l'evoluzione delle strategie di dispersione nei nematodi.

Lo sviluppo di tecniche di sequenziamento dell'RNA a singola cellula nell'ultimo decennio ha rivoluzionato le analisi trascrittomiche, consentendo ai ricercatori di studiare l'eterogeneità cellulare negli organismi multicellulari ad alta risoluzione. In C. elegans, l'isolamento di diversi tipi cellulari si basa sull'espressione di marcatori fluorescenti tessuto-specifici e FACS33, che limitano la sua applicazione ad altre specie di nematodi per le quali non sono disponibili strumenti transgenici. Woronik et al.34 utilizzano con successo la microdissezione laser per isolare i tessuti dai vermi in assenza di marcatori cellulari. Isolano le punte della coda dai maschi e dagli ermafroditi di C. elegans ed eseguono RNA-seq utilizzando CEL-Seq2 per studiare il meccanismo della morfogenesi della coda; Tuttavia, vale la pena notare che il metodo descritto può essere facilmente adottato per altri tipi di tessuto in diverse specie di nematodi, consentendo analisi comparative del trascrittoma in un contesto tessuto-specifico.

C. elegans e molti nematodi parassiti contengono strutture simili. Inoltre, molti dei principali sistemi di segnalazione e vie di sviluppo sono conservati tra le specie35,36. Il nematode a stelo e bulbo, Ditylenchus dipsaci, è un nematode parassita delle piante che colpisce oltre 500 specie di piante in tutto il mondo e che causa una devastante perdita di colture alimentari. Cammalleri et al.37 descrivono un metodo efficace per propagare una grande popolazione di D. dipsaci nelle piante di pisello. Gli autori forniscono anche un protocollo dettagliato per l'identificazione di candidati a piccole molecole che possono fungere da nematocidi compromettendo la mobilità dei vermi. La facilità di coltivazione in laboratorio, unita alla sequenza genomica38 recentemente disponibile, rendono D. dipsaci un modello utile per studi comparativi con C. elegans, rendendo possibile la scoperta di nuovi aspetti della sua biologia e lo sviluppo di strategie efficaci per il biocontrollo.

Infine, Heryanto et al.39 forniscono un metodo per propagare Heterorhabditis bacteriophora e Steinernema carpocapsae, che sono vermi entomofatogeni che infettano gli insetti e mostrano un'associazione mutualistica con i batteri nelle loro viscere. Heryanto et al. dimostrano anche metodi per l'RNAi in H. bacteriophora microiniettando dsRNA nella gonade. Uno studio precedente ha dimostrato che gli embrioni di Steinernema si sviluppano lentamente e che la transizione da madre a zigotica avviene prima durante l'embriogenesi in Steinernema rispetto alla specie Caenorhabditis 40. Ulteriori studi comparativi che utilizzano gli strumenti genetici descritti da Heryanto et al. 39 promettono di rivelare le basi della diversificazione evolutiva dei programmi di sviluppo in queste specie lontanamente imparentate, così come nuove intuizioni sull'evoluzione del parassitismo.

Gli articoli di questa Raccolta di Metodi forniscono campionatori del potente sistema offerto dai nematodi per futuri studi comparativi e meccanicistici. È di grande interesse capire come i diversi processi biologici vengono sintonizzati durante l'evoluzione per manifestare le "infinite forme, le più belle e le più meravigliose" di Charles Darwin.

Dichiarazioni

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

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Gli autori riconoscono il finanziamento del National Institutes of Health (# R01GM143771 e # R01HD081266).

Riferimenti

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  1. Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).
  2. Conradt, B., Wu, Y. C., Xue, D. Programmed cell death during Caenorhabditis elegans development. Genetics. 203 (4), 1533-1562 (2016).
  3. Sharma-Kishore, R., White, J. G., Southgate, E., Podbilewicz, B. Formation of the vulva in Caenorhabditis elegans: a paradigm for organogenesis. Development. 126 (4), 691-699 (1999).
  4. Gaudet, J., Mango, S. E. Regulation of organogenesis by the Caenorhabditis elegans FoxA protein PHA-4. Science. 295 (5556), 821-825 (2002).
  5. Maduro, M. F., Rothman, J. H. Making worm guts: The gene regulatory network of the Caenorhabditis elegans endoderm. Developmental Biology. 246 (1), 68-85 (2002).
  6. Kenyon, C., Chang, J., Gensch, E., Rudner, A., Tabtiang, R. A C. elegans mutant that lives twice as long as wild type. Nature. 366 (6454), 461-464 (1993).
  7. Lin, K., Hsin, H., Libina, N., Kenyon, C. Regulation of the Caenorhabditis elegans longevity protein DAF-16 by insulin/IGF-1 and germline signaling. Nature Genetics. 28 (2), 139-145 (2001).
  8. Ambros, V., Lee, R. C., Lavanway, A., Williams, P. T., Jewell, D. MicroRNAs and other tiny endogenous RNAs in C. elegans. Current Biology. 13 (10), 807-818 (2003).
  9. Lee, R. C., Ambros, V. An extensive class of small RNAs in Caenorhabditis elegans. Science. 294 (5543), 862-864 (2001).
  10. Lee, R. C., Feinbaum, R. L., Ambros, V. The C. elegans heterochronic gene lin-4 encodes small RNAs with antisense complementarity to lin-14. Cell. 75 (5), 843-854 (1993).
  11. Reinhart, B. J., et al. The 21-nucleotide let-7 RNA regulates developmental timing in Caenorhabditis elegans. Nature. 403 (6772), 901-906 (2000).
  12. Cook, S. J., et al. Whole-animal connectomes of both Caenorhabditis elegans sexes. Nature. 571 (7763), 63-71 (2019).
  13. Taylor, S. R., et al. Molecular topography of an entire nervous system. Cell. 184 (16), 4329-4347 (2021).
  14. Cao, J., et al. Comprehensive single-cell transcriptional profiling of a multicellular organism. Science. 357 (6352), 661-667 (2017).
  15. Cook, D. E., Zdraljevic, S., Roberts, J. P., Andersen, E. C. CeNDR, the Caenorhabditis elegans natural diversity resource. Nucleic Acids Research. 45, 650-657 (2017).
  16. Evans, K. S., Wijk, M. H., van McGrath, P. T., Andersen, E. C., Sterken, M. G. From QTL to gene: C. elegans facilitates discoveries of the genetic mechanisms underlying natural variation. Trends in Genetics. 37 (10), 933-947 (2021).
  17. Duveau, F., Félix, M. A. Role of pleiotropy in the evolution of a cryptic developmental variation in Caenorhabditis elegans. PLOS Biology. 10 (1), 1001230(2012).
  18. Sterken, M. G., Snoek, L. B., Kammenga, J. E., Andersen, E. C. The laboratory domestication of Caenorhabditis elegans. Trends in Genetics. 31 (5), 224-231 (2015).
  19. Andersen, E. C., et al. A powerful new quantitative genetics platform, combining Caenorhabditis elegans high-throughput fitness assays with a large collection of recombinant strains. G3: Genes|Genomes|Genetics. 5 (5), 911(2015).
  20. McGrath, P. T., et al. Quantitative mapping of a digenic behavioral trait implicates globin variation in C. elegans sensory behaviors. Neuron. 61 (5), 692-699 (2009).
  21. Zhao, Z., Boyle, T. J., Bao, Z., Murray, J. I., Mericle, B., Waterston, R. H. Comparative analysis of embryonic cell lineage between Caenorhabditis briggsae and Caenorhabditis elegans. Developmental Biology. 314 (1), 93-99 (2008).
  22. Levin, M., Hashimshony, T., Wagner, F., Yanai, I. Developmental milestones punctuate gene expression in the Caenorhabditis embryo. Developmental Cell. 22 (5), 1101-1108 (2012).
  23. Ewe, C. K., Torres Cleuren, Y. N., Rothman, J. H. Evolution and developmental system drift in the endoderm gene regulatory network of Caenorhabditis and other nematodes. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 8, 170(2020).
  24. True, J. R., Haag, E. S. Developmental system drift and flexibility in evolutionary trajectories. Evolution and Development. 3 (2), 109-119 (2001).
  25. Kanzaki, N., et al. Biology and genome of a newly discovered sibling species of Caenorhabditis elegans. Nature Communications. 9 (1), 1-12 (2018).
  26. Tintori, S. C., Sloat, S. A., Rockman, M. V. Rapid isolation of wild nematodes by Baermann funnel. Journal of Visualized Experiments. (179), e63287(2022).
  27. Crombie, T. A., Tanny, R. E., Buchanan, C. M., Roberto, N. M., Andersen, E. C. A highly scalable approach to perform ecological surveys of selfing Caenorhabditis nematodes. Journal of Visualized Experiments. (181), e63486(2022).
  28. Andersen, E. C., Rockman, M. V. Natural genetic variation as a tool for discovery in Caenorhabditis nematodes. Genetics. 220 (1), 156(2022).
  29. Lee, D., et al. The genetic basis of natural variation in a phoretic behavior. Nature Communications. 8 (1), 1-7 (2017).
  30. Jovelin, R., Ajie, B. C., Phillips, P. C. Molecular evolution and quantitative variation for chemosensory behaviour in the nematode genus Caenorhabditis. Molecular Ecology. 12 (5), 1325-1337 (2003).
  31. Ackley, C., Washiashi, L., Krishnamurthy, R., Rothman, J. H. Large-scale Gravitaxis assay of Caenorhabditis Dauer larvae. Journal of Visualized Experiments. (183), e64062(2022).
  32. Ackley, C., et al. Parallel mechanosensory systems are required for negative gravitaxis in C. elegans. bioRxiv. , (2022).
  33. Kaletsky, R., et al. Transcriptome analysis of adult Caenorhabditis elegans cells reveals tissue-specific gene and isoform expression. PLOS Genetics. 14 (8), 1007559(2018).
  34. Woronik, A., Kiontke, K., Jallad, R. S., Herrera, R. A., Fitch, D. H. A. Laser microdissection for species-agnostic single-tissue applications. Journal of Visualized Experiments. (181), e63666(2022).
  35. Rosso, M. N., Jones, J. T., Abad, P. RNAi and functional genomics in plant parasitic nematodes. Annual Review of Phytopathology. 47, 207-232 (2009).
  36. Zheng, J., et al. The Ditylenchus destructor genome provides new insights into the evolution of plant parasitic nematodes. Proceedings. Biological Sciences. 283 (1835), 20160942(2016).
  37. Cammalleri, S. R., Knox, J., Roy, P. J. Culturing and screening the plant parasitic nematode Ditylenchus dipsaci. Journal of Visualized Experiments. (179), e63438(2022).
  38. Mimee, B., et al. The draft genome of Ditylenchus dipsaci. Journal of Nematology. 51 (1), 1-3 (2019).
  39. Heryanto, C., Ratnappan, R., O’halloran, D. M., Hawdon, J. M., Eleftherianos, I. Culturing and genetically manipulating entomopathogenic nematodes. Journal of Visualized Experiments. (181), e63885(2022).
  40. Macchietto, M., et al. Comparative transcriptomics of Steinernema and Caenorhabditis single embryos reveals orthologous gene expression convergence during late embryogenesis. Genome Biology and Evolution. 9 (10), 2681(2017).

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