È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Generazione di un modello di tiroidite autoimmune spontanea del topo

3.2K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/64609

⸱

17 marzo 2023

 ,  ,  ,  , 
1Thyroid and Parathyroid Surgery Center, West China Hospital of Sichuan University, 2The Laboratory of Thyroid and Parathyroid Disease, West China Hospital of Sichuan University, 3State Key Laboratory of Biotherapy and Cancer Center, West China Hospital, Sichuan University and Collaborative Innovation Center

In questo articolo

Avviso di errata corrige

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Sommario

Sono stati stabiliti diversi tipi di modelli animali della tiroidite di Hashimoto, così come la tiroidite autoimmune spontanea nel topo NOD. I mouse H-2h4 sono un modello semplice e affidabile per l'induzione HT. Questo articolo descrive questo approccio e valuta il processo patologico per una migliore comprensione del modello murino SAT.

Abstract

Negli ultimi anni, la tiroidite di Hashimoto (HT) è diventata la malattia autoimmune della tiroide più comune. È caratterizzata da infiltrazione linfocitaria e dalla rilevazione di specifici autoanticorpi sierici. Sebbene il potenziale meccanismo non sia ancora chiaro, il rischio di tiroidite di Hashimoto è correlato a fattori genetici e ambientali. Allo stato attuale, ci sono diversi tipi di modelli di tiroidite autoimmune, tra cui tiroidite autoimmune sperimentale (EAT) e tiroidite autoimmune spontanea (SAT).

L'EAT nei topi è un modello comune per HT, che viene immunizzato con lipopolisaccaride (LPS) combinato con tireoglobulina (Tg) o integrato con adiuvante completo di Freund (CFA). Il modello murino EAT è ampiamente affermato in molti tipi di topi. Tuttavia, la progressione della malattia è più probabilmente associata alla risposta anticorpale Tg, che può variare in diversi esperimenti.

SAT è anche ampiamente usato nello studio di HT nel NOD. Mouse H-2H4. Il CENNO. Il topo H2h4 è un nuovo ceppo ottenuto dall'incrocio del topo diabetico non obeso (NOD) con la B10. A(4R), che è significativamente indotto per HT con o senza alimentazione di iodio. Durante l'induzione, il NOD. Il topo H-2h4 ha un alto livello di TgAb accompagnato da infiltrazione di linfociti nel tessuto follicolare tiroideo. Tuttavia, per questo tipo di modello murino, ci sono pochi studi per valutare in modo completo il processo patologico durante l'induzione dello iodio.

In questo studio viene stabilito un modello murino SAT per la ricerca HT e il processo di cambiamento patologico viene valutato dopo un lungo periodo di induzione dello iodio. Attraverso questo modello, i ricercatori possono comprendere meglio lo sviluppo patologico della HT e selezionare nuovi metodi di trattamento per la HT.

Introduzione

La tiroidite di Hashimoto (HT), nota anche come tiroidite linfatica cronica o tiroidite autoimmune, è stata segnalata per la prima volta nel 19121. La HT è caratterizzata da infiltrazione linfocitaria e danni al tessuto follicolare tiroideo. I test di laboratorio si manifestano principalmente come aumento degli anticorpi specifici della tiroide, inclusi gli anticorpi anti-tireoglobulina (TgAb) e gli anticorpi anti-perossidasi tiroidea (TPOAb)2. L'incidenza di HT è nell'intervallo 0,4% -1,5%, rappresentando il 20% -25% di tutte le malattie della tiroide, e questo valore è aumentato negli ultimi anni3. Inoltre, un gran numero di studi ha riportato che la HT è associata all'oncogenesi e alla recidiva del carcinoma papillare della tiroide (PTC)4,5; I potenziali meccanismi sono ancora controversi. La tiroidite autoimmune è anche un fattore importante nell'infertilità femminile6. Pertanto, la patogenesi della HT deve essere chiara, per la quale è essenziale un modello animale stabile e semplice.

Per studiare l'eziologia della HT, sono stati impiegati due tipi principali di modelli murini, tra cui la tiroidite autoimmune sperimentale (EAT) e la tiroidite autoimmune spontanea (SAT) nei presenti studi 7,8. I topi sensibili sono stati immunizzati con antigeni tiroidei specifici (tra cui la tiroide grezza, la tireoglobulina purificata [TG], la perossidasi tiroidea [TPO], l'ectodominio TPO ricombinante e peptidi TPO selezionati) per stabilire il modello murino EAT. Inoltre, gli adiuvanti, tra cui lipopolisaccaride (LPS), adiuvante completo di Freund (CFA) e altri adiuvanti insoliti, vengono utilizzati anche durante l'immunizzazione per abbattere la tolleranza immunitaria 9,10,11,12,13,14,15,16,17.

Il modello SAT è un modello importante per studiare lo sviluppo spontaneo della tiroidite autoimmune, che si basa sul NOD. Topi H-2h4. Il CENNO. Il topo H-2h4 è un nuovo ceppo ottenuto dall'incrocio di NOD e B10. Topi A(4R), seguiti da più backcross a NOD, con il gene di suscettibilità alla tiroidite autoimmune IAk18,19. ANNUIRE. I topi H-2h4 non sviluppano il diabete, ma hanno un'alta incidenza di tiroidite autoimmune e sindrome di Sjogren (SS)19. Gli studi hanno scoperto che la molecola di adesione intracellulare-1 (ICAM-1) è altamente espressa nel tessuto tiroideo di NOD. Topi H-2h4 a 3-4 settimane di età. Inoltre, con l'aumento dell'assunzione di iodio, l'immunogenicità della molecola di tireoglobulina è potenziata, che regola ulteriormente l'espressione di ICAM-1, che svolge un ruolo importante nel processo di infiltrazione dei monociti21. Questo modello simula il processo autoimmune verificando la relazione tra dose di iodio e gravità della malattia. Il metodo stabilito è stabile, con un'alta probabilità di successo. Il modello SAT è stato applicato per indurre tiroidite autoimmune per molti anni e continua ad essere un metodo efficace per studiare la patogenesi della tiroidite autoimmune. Tuttavia, l'attuale metodo di costruzione del modello EAT è più complicato e costoso; Diversi laboratori utilizzano diversi metodi di immunizzazione e siti di iniezione. Inoltre, topi con diversi background genetici hanno diversi tassi di induzione, che necessitano di ulteriori studi per rivelare il potente meccanismo.

Tuttavia, lo sviluppo della tiroidite nel modello SAT è associato allo ioduro di sodio, al dimorfismo sessuale e alle condizioni di allevamento. Per rivelare la procedura appropriata di tiroidite autoimmune nel modello SAT, questo articolo ha descritto il metodo di induzione della tiroidite autoimmune in diverse condizioni. Inoltre, consente lo studio della patogenesi e del progresso immunologico della tiroidite autoimmune in diversi stadi di questa malattia.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Il protocollo descritto di seguito è stato approvato dalle linee guida per la cura e l'uso stabilite dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali dell'Università del Sichuan.

1. Preparazione

  1. Ospitare tutti i topi in specifiche condizioni prive di agenti patogeni in cicli luce-buio di 12 ore (a partire rispettivamente dalle 07:00 e dalle 19:00). Mantenere la temperatura ambiente a 22 °C. Cambia i materiali della biancheria da letto ogni settimana. Fornire quantità adeguate di chow e acqua standard per roditori.
  2. Quando si prepara la soluzione madre di NaI in acqua, pesare 2,5 g del composto e scioglierlo in 50 ml di acqua sterile e pura sotto vortice per ottenere una soluzione madre del 5%. Conservare questa soluzione madre in un congelatore a 4 °C, evitando la luce, per un massimo di 8 settimane.
  3. Per preparare una soluzione di lavoro di NaI, prelevare 2,5 ml di soluzione madre e scioglierla in 250 ml di acqua normale come acqua potabile giornaliera per NOD. Topi H-2h4, per dare una soluzione di lavoro dello 0,05%.

2. Induzione della tiroidite

  1. Modello SAT
    1. Preparare il NOD. Topi H-2h4 (8 settimane di età) per lo studio ospitando tutti i topi di un singolo sesso (nessun dimorfismo sessuale) in gabbie di barriera (cinque animali per gabbia) con le condizioni di alimentazione descritte nella fase 1.1.
    2. Per indurre tiroidite autoimmune in NOD. Topi H-2h4, nutrire tutti i topi con lo 0,05% di NaI per 8 settimane. Cambia l'acqua NaI ogni settimana e valuta lo stato dei topi su base settimanale, incluso aspetto, peso, appetito, stato mentale e mobilità.
  2. Modello EAT
    1. Preparare i topi BALB/c (8 settimane di età) per lo studio ospitando tutti i topi di un solo sesso (senza dimorfismo sessuale) in gabbie barriera (cinque animali per gabbia) con le condizioni di alimentazione descritte nella fase 1.1. Nutrire tutti i topi con lo 0,05% di NaI per 8 settimane.
    2. Durante le prime 2 settimane, iniettare per via sottocutanea una miscela di CFA e Tg (200 μL) una volta alla settimana.
    3. Dalla terza settimana in poi, iniettare per via sottocutanea una miscela di IFA e Tg (200 μL) una volta alla settimana per 3 settimane.

3. Misurazioni

  1. Preparazione di campioni di sangue periferico
    1. Dopo l'induzione, anestetizzare i topi con un volume di 0,01 mL/g di anestetico mediante iniezione intraperitoneale. Preparare l'anestetico mescolando midazolam (40 μg/100 μL per sedazione), medetomidina (7,5 μg/100 μL per sedazione) e tartrato di butorfanolo (50 μg/100 μL per analgesia) in soluzione salina tamponata fosfato (PBS).
      NOTA: Le concentrazioni specifiche di ciascun componente nella miscela di anestesia sono: midazolam 13,33μg/100μL, medetomidina 2,5μg/100μL e butorfanolo 16,7μg/100μL. Per dosaggi specifici utilizzati nei topi, le dosi sono: midazolam 4μg / g, medetomidina 0,75μg / g e butorfanolo 1,67μg / g. La profondità dell'anestesia è stata confermata quando i muscoli degli arti del topo si sono rilassati, i baffi non hanno avuto risposta al tocco e c'è stata perdita del riflesso del pedale.
    2. Dopo che i topi sono stati anestetizzati, preparare i campioni di sangue periferico, fissando il topo con una mano e premendo la pelle dell'occhio per sporgere il bulbo oculare. Quindi, inserire il tubo capillare nell'angolo interno dell'occhio e penetrare con un angolo di 30-45 gradi rispetto al piano della narice. Applicare pressione ruotando delicatamente il tubo capillare. Il sangue fluirà nel tubo attraverso l'azione capillare.
    3. Mettere il sangue in frigorifero a 4 °C per 2 ore e poi centrifugare a 1.000 × g per 10 minuti a 4 °C per ottenere il campione. Per ulteriori analisi, conservare il resto del campione a -80 °C.
  2. Preparazione di campioni di tessuto tiroideo
    1. Eutanasia umana dell'animale secondo le politiche istituzionali. Quindi, sezionare la parete toracica per esporre il cuore, tagliare l'atrio destro e infondere soluzione salina nel ventricolo sinistro con un ago per infusione endovenosa collegato a una siringa da 20 ml fino a quando il tessuto diventa bianco.
    2. Fissare il mouse sul tavolo di dissezione con i perni. Sterilizzare il collo con etanolo al 75%. Tagliare la pelle del topo lungo la linea mediana del collo dalla parte superiore dello sterno alla mascella inferiore con forbici di tessuto per esporre completamente il tessuto del collo.
    3. Osservare la coppia di ghiandole rosa, le ghiandole sottomandibolari, sotto le quali si trova il muscolo trachea anteriore. Separare le ghiandole e il muscolo con forbici oftalmiche e pinze per esporre la trachea e la cartilagine tiroidea.
    4. Separare il tessuto sotto la cartilagine, usando una pinza curva per raccogliere la cartilagine e la trachea insieme. Tagliare le estremità distale e prossimale della cartilagine e della trachea, rispettivamente, e rimuovere la ghiandola tiroidea insieme alla trachea.
    5. Immergere le ghiandole in paraformaldeide al 4% per 12-24 ore. Quindi, trasferire il tessuto al 70% di etanolo.
    6. Posizionare i singoli lobi del materiale per biopsia tiroidea nelle cassette di lavorazione e disidratare attraverso il seguente gradiente alcolico seriale: 70%, 80%, 90%, 95%, 100%, 100%, etanolo per 40 minuti ciascuno; 1/2 xilene + 1/2 etanolo assoluto per 2 ore; 100% xilene per 1,5 ore; 100% xilene per 1,5 ore; 1/2 xilene + 1/2 paraffina per 2 ore; forno a 40 ° C per 40 min; paraffina I per 30 min; e paraffina II per 30 min. Incorporali in blocchi di cera di paraffina.
    7. Prima della colorazione, decerare sezioni di tessuto tiroideo spesse 5 μm in xilene (come segue) e reidratare attraverso le seguenti concentrazioni decrescenti di etanolo: xilene I per 10 minuti; xilene II per 10 min; xilene III per 10 min; etanolo assoluto I per 5 min; etanolo assoluto II per 5 min; 90% di alcol per 5 min; 80% di alcol per 5 min; 70% di alcol per 5 min; e 50% di alcol per 5 min.
    8. Colorare i tessuti con ematossilina ed eosina (H & E). Colorare con ematossilina per 15 minuti, risciacquare con acqua di rubinetto per 15 minuti, aggiungere etanolo acido cloridrico all'1% per 10 s, risciacquare con acqua corrente e quindi con etanolo al 50%, 70% e 80%, ciascuno per 3 min. Eseguire la colorazione con etanolo allo 0,5% di eosina per 2 minuti e risciacquare con acqua corrente. Posizionare le sezioni di paraffina successivamente in etanolo al 75% per 2 minuti, etanolo all'85% per 2 minuti, etanolo assoluto per 5 minuti e xilene per 5 minuti. Fissare le fette con gomma neutra e vetrini.
    9. Per valutare l'entità della tiroidite linfocitica, valutare le sezioni tiroidee come segue: 0: poca o nessuna infiltrazione di linfociti nel tessuto tiroideo; 1+: più di 1/8 della ghiandola è infiltrata in uno o più fuochi; 2+: non più di 1/4 della ghiandola è infiltrata con i linfociti; 3+: 1/4-1/2 della ghiandola è infiltrato con i linfociti; 4+: più di 1/2 della ghiandola viene distrutta.
      NOTA: Si consiglia di rimuovere la cartilagine tiroidea per mantenere l'intera struttura della tiroide del topo, che è troppo piccola per essere rimossa dalla trachea.
  3. Misurazione di TPOAb
    NOTA: Le cellule ovariche di criceto cinese (CHO) che esprimono stabilmente il TPO del topo sono state stabilite nel nostro laboratorio. Il cDNA TPO di topo è stato asportato da XbaI e NheI. Quindi, il cDNA è stato trasferito a pcDNA5 / FRT. Dopo che il plasmide è stato costruito con successo, è stato trasfettato nelle cellule CHO e selezionato con igromicina B (100 g / ml).
    1. Dopo la costruzione delle cellule mTPO-CHO, diluire i sieri di topo dal punto 3.1.3 (1:50) e incubare con le cellule mTPO-CHO per 2 ore. Dopo l'incubazione, escludere la colorazione cellulare con ioduro di propidio (1 g/ml) e analizzare il campione mediante citometria a flusso utilizzando IgG anti-topo di capra coniugate con fluoresceina isotiocianato, purificate per affinità. Screening delle popolazioni monocellulari sopravvissute mediante i canali FSC-A e SSC-A e selezionare le cellule marcate FITC e PI dalle popolazioni monocellulari21.
    2. Includere il siero di topi BALB/c o C57BL/6 non immunizzati legati a IgG come controllo negativo. Includere anticorpi monoclonali di topo contro il TPO22 umano come controlli positivi che riconoscono il TPO23 del topo. Esprimere i dati di legame TPO come mezzi geometrici.
  4. Misurazione del TgAb
    NOTA: Utilizzare un kit ELISA per rilevare la tireoglobulina seguendo le istruzioni del produttore.
    1. Diluire i campioni standard nella provetta della microcentrifuga secondo le istruzioni. Estrarre il kit dal frigorifero e tenerlo a temperatura ambiente per 30 minuti.
    2. Impostare i pozzi standard, i pozzi vuoti e i pozzi di prova. I pozzi vuoti ottengono solo buffer, mentre i pozzi standard ottengono soluzioni standard. Aggiungere 10 μL di campioni nei pozzetti di prova. Quando aggiungi i campioni, cerca di non toccare le pareti dei pozzetti e scuoti delicatamente la piastra per spostare i campioni sul fondo dei pozzi.
    3. Includere il siero di topi BALB / c immunizzati con Tg, CFA e IFA24 come controllo positivo e il siero di NOD di 8 settimane. Topi H-2h4 su acqua normale come controllo negativo.
    4. Incubare i campioni a bagnomaria a 37 °C per 30 minuti. Diluire il tampone di lavaggio con acqua distillata in rapporto 1:30. Quindi, rimuovere la pellicola sigillante, scuotere il liquido all'interno della piastra enzimatica e asciugare tamponando su carta assorbente e aggiungere 350 μL di tampone di lavaggio per 30 s. Ripetere questa procedura cinque volte e poi tamponare i pozzetti asciutti.
    5. Aggiungere 50 μL di reagente di marcatura enzimatica a ciascun pozzetto, ad eccezione dei pozzetti vuoti, e incubare in un bagno d'acqua a 37 ° per 30 minuti. Rimuovere la pellicola sigillante, scuotere il liquido all'interno della piastra enzimatica e asciugare tamponando su carta assorbente.
    6. Aggiungere 50 μL di sviluppatore A a ciascun pozzetto seguito da 50 μL di sviluppatore B e agitare delicatamente i pozzetti per mescolare per 5 minuti. Aggiungere 50 μL della soluzione di terminazione in ciascun pozzetto per 15 minuti per interrompere la reazione. Misurare l'assorbanza (OD) di ciascun pozzetto a una lunghezza d'onda di 450 nm utilizzando un lettore di micropiastre. Presentare i dati TgAb come densità ottica (OD) a 490 nm.
  5. Misurazione del T4 e dell'ormone stimolante la tiroide (TSH)
    NOTA: Misurare i livelli di T4 e TSH (in aliquote da 10 μL) mediante ELISA seguendo le istruzioni del produttore.
    1. Diluire l'enzima coniugato a 1:11 con il diluente del dosaggio; diluire i campioni da misurare (1:100) utilizzando 0,01 M PBS.
    2. Aggiungere 10 μL dello standard e del campione ai pozzetti corrispondenti, aggiungere 100 μL di enzima coniugato a ciascun pozzetto e incubare a temperatura ambiente per 1 ora.
    3. Scartare il liquido nei pozzetti e pulirlo con tampone di lavaggio tre volte.
    4. Aggiungere 100 μL di 3,3',5,5'-tetrametil benzidina (TMB) e incubare a temperatura ambiente per 15 minuti.
    5. Aggiungere 50 μL di soluzione di arresto e mescolare delicatamente per 15-20 s.
    6. Determinare l'assorbanza (OD) utilizzando un lettore di micropiastre a una lunghezza d'onda di 450 nm e calcolare la concentrazione del campione.
    7. Utilizzare un software statistico per eseguire il test t o il test della somma dei ranghi e tracciare i risultati.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

I cambiamenti istologici erano sorprendentemente diversi nelle femmine e nei maschi, la durata dell'assunzione di iodio e la soluzione di NaI. Come mostrato nella Figura 1, ~10% di NOD. I topi H-2h4 hanno sviluppato SAT anche senza induzione di iodio all'età di 24 settimane e tutti i topi alla fine hanno sviluppato tiroidite. Quando veniva somministrata acqua normale, non c'era alcuna differenza significativa nei cambiamenti istologici tra maschi e femmine. L'aggiunta di NaI all'acqua potabi...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

La HT si verifica a causa di un disturbo del sistema autoimmune causato da linfociti che si infiltrano nella ghiandola tiroidea, compromettendo ulteriormente la funzione tiroidea, mentre producono anticorpi specifici della tiroide. I livelli sierici di TSH, TgAb e TPOAb nei pazienti con HT sono significativamente elevati27. Allo stato attuale, due tipi principali di modelli murini sono ampiamente utilizzati per studiare l'eziologia della tiroidite autoimmune: EAT e SAT29. I...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Tutti gli autori dichiarano di non avere interessi concorrenti.

Ringraziamenti

Gli anticorpi monoclonali di topo contro il TPO umano (usati come controlli positivi) sono stati forniti dal Dr. P. Carayon e dal Dr. J. Ruf (Marsiglia, Francia). Gli autori ringraziano tutti i partecipanti a questo studio e i membri del nostro team di ricerca. Questo lavoro è stato in parte sostenuto da sovvenzioni del Fondo di sostegno post-dottorato dell'ospedale della Cina occidentale, dell'Università del Sichuan, Cina (2020HXBH057) e del Programma di supporto scientifico e tecnologico della provincia del Sichuan (progetto n. 2021YFS0166)

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Butorfanolo tartratoSupelcoL-044 
Dexmedetomidina cloridrato Sigma-Aldrich145108-58-3
Saggio di immunoassorbimento enzimatico (ELISA) beneSigma-AldrichM9410-1CS
Etanolomacklin64-17-5 
Freund' s Coadiuvante, Completo Sigma-AldrichF5881 
Freund' s Coadiuvante, Incompleto Sigma-AldrichF5506
Capra anti-Topo IgG invitrogenSA5-10275 
Soluzione di midazolam SupelcoM-908 
Tiroxina (T4) di topo/ratto ELISACalbiotechDKO045
Paraformaldeidemacklin30525-89-4 
Ioduro di propidioSigma-AldrichP4864
Iodio di sodioSigma-Aldrich 7681-82-5
TireoglobulinaSigma-Aldrich T1126
Tireoglobulina  Kit ELISAThermo ScientificEHTGX5
TSH ELISACalbiotechDKO200
Xilenemacklin1330-20-7

Riferimenti

  1. Ralli, M., et al. Hashimoto's thyroiditis: An update on pathogenic mechanisms, diagnostic protocols, therapeutic strategies, and potential malignant transformation. Autoimmunity Reviews. 19 (10), 102649(2020).
  2. Zhang, Q. Y., et al. Lymphocyte infiltration and thyrocyte destruction are driven by stromal and immune cell components in Hashimoto's thyroiditis. Nature Communications. 13 (1), 775(2022).
  3. Ruggeri, R. M., et al. Autoimmune comorbidities in Hashimoto's thyroiditis: different patterns of association in adulthood and childhood/adolescence. European Journal of Endocrinology. 176 (2), 133-141 (2017).
  4. Resende de Paiva, C., Grønhøj, C., Feldt-Rasmussen, U., von Buchwald, C. Association between Hashimoto's thyroiditis and thyroid cancer in 64,628 patients. Frontiers in Oncology. 7, 53(2017).
  5. Ehlers, M., Schott, M. Hashimoto's thyroiditis and papillary thyroid cancer: are they immunologically linked. Trends in Endocrinology and Metabolism. 25 (12), 656-664 (2014).
  6. Medenica, S., et al. The role of cell and gene therapies in the treatment of infertility in patients with thyroid autoimmunity. International Journal of Endocrinology. 2022, 4842316(2022).
  7. Rose, N. R. The genetics of autoimmune thyroiditis: the first decade. Journal of Autoimmunity. 37 (2), 88-94 (2011).
  8. Kolypetri, P., King, J., Larijani, M., Carayanniotis, G. Genes and environment as predisposing factors in autoimmunity: acceleration of spontaneous thyroiditis by dietary iodide in NOD.H2(h4) mice. International Reviews of Immunology. 34 (6), 542-556 (2015).
  9. Terplan, K. L., Witebsky, E., Rose, N. R., Paine, J. R., Egan, R. W. Experimental thyroiditis in rabbits, guinea pigs and dogs, following immunization with thyroid extracts of their own and of heterologous species. The American Journal of Pathology. 36 (2), 213-239 (1960).
  10. Alexopoulos, H., Dalakas, M. C. The immunobiology of autoimmune encephalitides. Journal of Autoimmunity. 104, 102339(2019).
  11. Noviello, C. M., Kreye, J., Teng, J., Prüss, H., Hibbs, R. E. Structural mechanisms of GABA receptor autoimmune encephalitis. Cell. 185 (14), 2469-2477 (2022).
  12. Pudifin, D. J., Duursma, J., Brain, P. Experimental autoimmune thyroiditis in the vervet monkey. Clinical and Experimental Immunology. 29 (2), 256-260 (1977).
  13. Esquivel, P. S., Rose, N. R., Kong, Y. C. Induction of autoimmunity in good and poor responder mice with mouse thyroglobulin and lipopolysaccharide. The Journal of Experimental Medicine. 145 (5), 1250-1263 (1977).
  14. Kong, Y. C., et al. HLA-DRB1 polymorphism determines susceptibility to autoimmune thyroiditis in transgenic mice: definitive association with HLA-DRB1*0301 (DR3) gene. The Journal of Experimental Medicine. 184 (3), 1167-1172 (1996).
  15. Kotani, T., Umeki, K., Hirai, K., Ohtakia, S. Experimental murine thyroiditis induced by porcine thyroid peroxidase and its transfer by the antigen-specific T cell line. Clinical and Experimental Immunology. 80 (1), 11-18 (1990).
  16. Ng, H. P., Banga, J. P., Kung, A. W. C. Development of a murine model of autoimmune thyroiditis induced with homologous mouse thyroid peroxidase. Endocrinology. 145 (2), 809-816 (2004).
  17. Ng, H. P., Kung, A. W. C. Induction of autoimmune thyroiditis and hypothyroidism by immunization of immunoactive T cell epitope of thyroid peroxidase. Endocrinology. 147 (6), 3085-3092 (2006).
  18. Ellis, J. S., Braley-Mullen, H. Mechanisms by which B cells and regulatory T Cells influence development of murine organ-specific autoimmune diseases. Journal of Clinical Medicine. 6 (2), 13(2017).
  19. Fang, Y., Yu, S., Braley-Mullen, H. Contrasting roles of IFN-gamma in murine models of autoimmune thyroid diseases. Thyroid. 17 (10), 989-994 (2007).
  20. Fang, Y., Zhao, L., Yan, F. Chemokines as novel therapeutic targets in autoimmune thyroiditis. Recent Patents on DNA & Gene Sequences. 4 (1), 52-57 (2010).
  21. Chen, C. R., et al. Antibodies to thyroid peroxidase arise spontaneously with age in NOD.H-2h4 mice and appear after thyroglobulin antibodies. Endocrinology. 151 (9), 4583-4593 (2010).
  22. Ruf, J., et al. Relationship between immunological structure and biochemical properties of human thyroid peroxidase. Endocrinology. 125 (3), 1211-1218 (1989).
  23. McLachlan, S. M., Aliesky, H. A., Chen, C. R., Chong, G., Rapoport, B. Breaking tolerance in transgenic mice expressing the human TSH receptor A-subunit: thyroiditis, epitope spreading and adjuvant as a 'double edged sword'. PLoS One. 7 (9), e43517(2012).
  24. McLachlan, S. M., Aliesky, H. A., Chen, C. R., et al. Breaking tolerance in transgenic mice expressing the human TSH receptor A-subunit: thyroiditis, epitope spreading and adjuvant as a 'double edged sword’[J]. PLoS One. 7 (9), e43517(2012).
  25. Hutchings, P. R., et al. Both CD4(+) T cells and CD8(+) T cells are required for iodine accelerated thyroiditis in NOD mice. Cellular Immunology. 192 (2), 113-121 (1999).
  26. Xue, H., et al. Dynamic changes of CD4+CD25 + regulatory T cells in NOD.H-2h4 mice with iodine-induced autoimmune thyroiditis. Biological Trace Element Research. 143 (1), 292-301 (2011).
  27. Hou, X., et al. Effect of halofuginone on the pathogenesis of autoimmune thyroid disease in different mice models. Endocrine, Metabolic & Immune Disorders Drug Targets. 17 (2), 141-148 (2017).
  28. McLachlan, S. M., et al. Dissociation between iodide-induced thyroiditis and antibody-mediated hyperthyroidism in NOD.H-2h4 mice. Endocrinology. 146 (1), 294-300 (2005).
  29. Danailova, Y., et al. Nutritional management of thyroiditis of hashimoto. International Journal of Molecular Sciences. 23 (9), 5144(2022).
  30. Carayanniotis, G. Molecular parameters linking thyroglobulin iodination with autoimmune thyroiditis. Hormones. 10 (1), 27-35 (2011).
  31. Verginis, P., Li, H. S., Carayanniotis, G. Tolerogenic semimature dendritic cells suppress experimental autoimmune thyroiditis by activation of thyroglobulin-specific CD4+CD25+ T cells. Journal of Immunology. 174 (11), 7433-7439 (2005).
  32. Flynn, J. C., et al. Superiority of thyroid peroxidase DNA over protein immunization in replicating human thyroid autoimmunity in HLA-DRB1*0301 (DR3) transgenic mice. Clinical and Experimental Immunology. 137 (3), 503-512 (2004).
  33. Akeno, N., et al. IFN-α mediates the development of autoimmunity both by direct tissue toxicity and through immune cell recruitment mechanisms. Journal of Immunology. 186 (8), 4693-4706 (2011).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Errata corrige


Formal Correction: Erratum: Generation of a Mouse Spontaneous Autoimmune Thyroiditis Model
Posted by JoVE Editors on 6/05/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: Generation of a Mouse Spontaneous Autoimmune Thyroiditis Model. The Protocol section was updated.

Step 3.1.1 of the Protocol was updated from:

After the induction, anesthetize the mice with a volume of 0.01 mL/g anesthetic by intraperitoneal injection. Prepare the anesthetic by mixing midazolam (40 µg/100 µL for sedation), medetomidine (7.5 µg/100 µL for sedation), and butorphanol tartrate (50 µg/100 µL for analgesia) in phosphate-buffered saline (PBS).

to

After the induction, anesthetize the mice with a volume of 0.01 mL/g anesthetic by intraperitoneal injection. Prepare the anesthetic by mixing midazolam (40 µg/100 µL for sedation), medetomidine (7.5 µg/100 µL for sedation), and butorphanol tartrate (50 µg/100 µL for analgesia) in phosphate-buffered saline (PBS).
NOTE: The specific concentrations of each component in the anesthesia mixture are: midazolam 13.33µg/100µL, medetomidine 2.5µg/100µL, and butorphanol 16.7µg/100µL. For specific dosages used in mice, the doses are: midazolam 4µg/g, medetomidine 0.75µg/g, and butorphanol 1.67µg/g. Anesthesia depth was confirmed when the mouse's limb muscles relaxed, the whiskers had no touch response, and there was loss of  pedal reflex.

Step 3.1.2 of the Protocol was updated from:

After the mice are anesthetized, cut off their whiskers with ophthalmic scissors to prevent blood from flowing down the whiskers and causing hemolysis. Fix the mouse with one hand and press the skin of the eye to make the eyeball protrude. Quickly remove the eyeball and draw 1 mL of blood into the microcentrifuge tube via a capillary tube.

to

After the mice are anesthetized, prepare the peripheral blood samples, by fixing the mouse with one hand and pressing the eye skin to protrude the eyeball. Then, insert the capillary tube into the inner corner of the eye and penetrate at a 30-45 degree angle to the plane of the nostril. Apply pressure while gently rotating the capillary tube. Blood will flow into the tube via capillary action.

Step 3.2.1 of the Protocol was updated from:

Dissect the chest wall to expose the heart, cut open the right atrium, and infuse saline into the left ventricle by an intravenous infusion needle attached to a 20 mL syringe until the tissue turns white.

to

Humanely euthanize the animal according to the institutional policies. Then, dissect the chest wall to expose the heart, cut open the right atrium, and infuse saline into the left ventricle by an intravenous infusion needle attached to a 20 mL syringe until the tissue turns white.

Tag

Tiroidite di Hashimotomodello murinotopo NOD H 2h4induzione con iodioanticorpi anti tireoglobulinaanticorpi anti perossidasi tiroideainfiltrazione linfocitariaisolamento del tessuto tiroideo
Generazione di un modello di tiroidite autoimmune spontanea del topo
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.