È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Intubazione, catetere venoso centrale e posizionamento della linea arteriosa nei suini per la ricerca traslazionale nella chirurgia dei trapianti addominali

2.3K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/64780

⸱

3 febbraio 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Ajmera Transplant Program, University Health Network, Toronto General Hospital

In questo articolo

Sommario

Per ottenere i migliori risultati possibili, i chirurghi che eseguono esperimenti di ricerca traslazionale devono essere esperti nell'intubazione e nel posizionamento della linea vascolare. Questo articolo descrive le tecniche utilizzate dal Toronto Organ Preservation Laboratory per eseguire queste procedure.

Abstract

I modelli di ricerca chirurgica traslazionale nei suini sono fondamentali per lo sviluppo di protocolli preclinici sicuri. Tuttavia, il successo degli interventi chirurgici sperimentali non si basa esclusivamente sulle competenze chirurgiche del team di ricerca; Le procedure di cura e gestione perioperatorie, come l'intubazione, la linea venosa centrale e il posizionamento della linea arteriosa, sono necessarie e della massima importanza per ottenere risultati favorevoli dell'esperimento. Poiché è raro che i team di ricerca abbiano anestesisti o qualsiasi altro personale diverso dall'équipe chirurgica, l'équipe chirurgica coinvolta nella ricerca traslazionale deve acquisire e/o sviluppare le competenze per eseguire l'assistenza perioperatoria. Lo scopo di questo articolo è quello di mostrare le tecniche di intubazione, catetere venoso centrale e posizionamento della linea arteriosa utilizzate e perfezionate presso il Toronto Organ Preservation Laboratory negli ultimi 10 anni, da utilizzare come riferimento per i futuri ricercatori che si uniranno a questo team o a qualsiasi altro laboratorio che esegua protocolli di ricerca traslazionale nel trapianto di suini e/o addominali.

Introduzione

I modelli sperimentali suini sono spesso utilizzati nello studio delle malattie umane a causa delle loro proprietà anatomiche e fisiologiche simili. Questi modelli sono fondamentali per lo sviluppo di protocolli preclinici sicuri, ma sono anche soggetti a restrizioni legali ed etiche1. L'uso dei suini per la ricerca deve essere fatto nelle migliori condizioni possibili per evitare inutili perdite di animali e sofferenze dovute a complicazioni anestesiologiche non correlate al progetto di ricerca.

Le tecniche e le competenze preoperatorie come l'intubazione, il posizionamento della linea venosa centrale e il posizionamento della linea arteriosa sono essenziali per ottenere risultati di successo e riproducibili.

Ogni animale sottoposto ad anestesia generale per una procedura chirurgica deve essere intubato per mantenere aperte le vie aeree, consentendo la ventilazione assistita ed evitando l'aspirazione bronco-aspirata2. Le posizioni più comuni per l'intubazione nei suini sono la decubito dorsale, laterale e sternale 3,4. La decubito sternale tende ad essere più facile per il personale addestrato all'intubazione umana3, che è il caso di questa struttura di ricerca.

Un buon accesso vascolare è essenziale per la somministrazione di liquidi, farmaci e il campionamento durante e dopo l'intervento chirurgico. L'uso di vasopressori è comune durante gli interventi di trapianto addominale a causa dell'instabilità emodinamica derivante dal danno da ischemia-riperfusione. L'infusione di vasopressori attraverso una linea periferica può causare lesioni tissutali locali a causa degli effetti vasocostrittori5. Il posizionamento di una linea venosa centrale consente di infondere grandi quantità di liquidi e vasoppresori. Preferiamo una tecnica percutanea assistita da filo guida per il posizionamento della linea centrale poiché riduce al minimo i danni ai tessuti molli e ai vasi6.

È richiesta la stabilità emodinamica dell'animale durante l'intervento chirurgico e la pressione sanguigna è il parametro più tipicamente monitorato per questo scopo7. Una linea arteriosa consente una misurazione continua della pressione sanguigna, che è più accurata della tradizionale misurazione non invasiva8 poiché le tecniche non invasive sottostimano i valori durante l'ipertensione e li sovrastimano durante l'ipotensione 7,8. Una lettura accurata della pressione arteriosa durante questi esperimenti è fondamentale per poter controllare la quantità di liquidi e vasopressori che devono essere somministrati al maiale.

Il Toronto Organ Preservation Laboratory utilizza modelli suini da oltre 10 anni e ha standardizzato queste procedure nel corso degli anni con risultati eccellenti. Sebbene in letteratura si possano trovare altri approcci per le stesse procedure, l'obiettivo di questo articolo è quello di presentare le tecniche sviluppate e perfezionate nel corso degli anni presso la nostra struttura.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Tutti gli animali utilizzati per questo studio hanno ricevuto cure umane in conformità con i "Principi di cura degli animali da laboratorio" formulati dalla National Society for Medical Research e la "Guida per la cura degli animali da laboratorio" pubblicata dal National Institutes of Health, Ontario, Canada. Tutti gli studi sono stati approvati dall'Animal Care Committee del Toronto General Research Institute. In questo studio sono stati utilizzati maiali maschi dello Yorkshire di 11-12 settimane del peso di 30-40 kg.

1. Intubazione

  1. Alloggiare i suini per almeno 5 giorni prima della procedura per consentire loro di adattarsi all'ambiente e ridurre i livelli di stress complessivi
  2. Digiunare il maiale per 6 ore prima dell'anestesia.
  3. Anestetizzare il suino con un'iniezione intramuscolare (IM) di ketamina (20 mg/kg) come anestetico dissociativo, midazolam (0,15 mg/kg) per la sedazione e atropina (0,04 mg/kg) per ridurre la salivazione e le secrezioni bronchiali, nella struttura di stabulazione.
  4. Somministrare O2 e isoflurano al 5% con l'aiuto di una maschera una volta che il maiale si è addormentato per almeno 5 minuti.
  5. Spostare il maiale in un carrello di trasporto e trasferirlo in sala operatoria (OR).
  6. Metti il maiale in posizione supina sul tavolo operatorio.
  7. Posizionare la maschera di ventilazione con 2 L/min di Ø2 e il 5% di isoflurano.
    NOTA: Assicurati che il maiale abbia uno sforzo inspiratorio.
  8. Posizionare la sonda di saturazione di ossigeno sull'orecchio dei suini.
    NOTA: La sonda può essere posizionata anche sulla lingua, sulla coda, sullo sperone3, sulle labbra o sulla piega inguinale.
  9. Chiedi a un assistente di posizionare gli elettrodi dell'elettrocardiogramma e il bracciale per la pressione sanguigna.
    NOTA: Gli elettrodi sono posizionati nella piega ascellare destra, nella piega ascellare sinistra e nella piega inguinale sinistra. Il bracciale per la pressione sanguigna può essere posizionato sia nella zampa anteriore che in quella posteriore.
  10. Verificare il rilassamento della mandibola dopo 4-5 minuti di ventilazione con isoflurano al 5%.
    NOTA: se si nota resistenza, continuare la ventilazione con isoflurano per altri 3 minuti o fino a quando la mandibola non si è rilassata.
  11. Chiedi all'assistente di tenere la mandibola in alto, la mascella in basso e la lingua in modo che non sia d'intralcio.
  12. Inserire un laringoscopio con una lama diritta lungo la linea mediana e sollevare l'epiglottide.
    NOTA: Utilizzare un tubo endotracheale per spingere verso il basso il palato molle e consentire all'epiglottide di sollevarsi (Figura 1).
  13. Visualizza le corde vocali e spruzzale due volte con spray non aerosol alla lidocaina (10 mg/dose dosata) per prevenire gli spasmi durante l'intubazione.
  14. Rimuovere il laringoscopio e sostituire la maschera dell'ossigeno per 30 s.
  15. Rimuovere la maschera di ossigeno, inserire la lama diritta Miller lungo la linea mediana e sollevare l'epiglottide. Inserire un tubo endotracheale da 7,0 mm oltre le corde vocali.
    NOTA: In caso di resistenza o spasmo delle corde vocali, ripetere i passaggi 1.13 e 1.14.
  16. Tenere il tubo endotracheale in posizione e far scorrere il laringoscopio e lo stiletto.
  17. Gonfiare la cuffia del tubo endotracheale con 5-8 cc di aria e collegarla a un sensore di capnometria per garantire il corretto posizionamento del tubo.
    NOTA: Altri metodi per garantire un posizionamento corretto includono la ricerca di spinte toraciche, la condensa nel tubo endotracheale e l'ascolto dei suoni respiratori bilaterali.
  18. Accendi il ventilatore e regola a 15-20 respiri al minuto, isoflurano al 2%-2,5%, volume corrente a 10-15 ml/kg di peso corporeo e pressione inspiratoria di picco tra 18-20 cmH2O 9,10,11.
  19. Fissare il tubo endotracheale con del nastro adesivo.
  20. Applicare il lubrificante per gli occhi per prevenire secchezza e ulcerazione durante la procedura.
  21. Garantire un'adeguata anestesia valutando il tono della mascella e regolando di conseguenza l'isoflurano. I muscoli mandibolari rigidi indicano un leggero livello di anestesia3.

2. Posizionamento del catetere venoso centrale

NOTA: La scelta del catetere dipende dal tipo di modello utilizzato. Per i modelli di sopravvivenza, viene utilizzato un catetere che può essere tunnellizzato alla fine della procedura. Per i modelli di terminali, viene utilizzato un modello più semplice (fare riferimento alla Tabella dei materiali).

  1. Dopo l'intubazione, con il maiale in posizione supina, disinfettare entrambi i lati del collo con una soluzione di iodio o clorexidina.
  2. Preparare il catetere sciacquandolo con 5-10 ml di soluzione fisiologica e assicurarsi che non contenga aria all'interno. Posizionare il dilatatore attraverso il catetere.
  3. Ispezionare e testare il filo guida per confermare gli aspetti e il funzionamento corretti.
    NOTA: Il filo guida deve muoversi liberamente all'interno della guaina e non deve presentare difetti o attorcigliamenti. Se si notano alterazioni, sostituire il filo guida.
  4. Identificare i seguenti tre punti di riferimento sul collo del maiale: (1) il ramo caudale della mandibola, (2) il manubrio cranico e (3) il punto craniale della spalla destra formato dal tubercolo maggiore dell'omero6 (Figura 2).
  5. Inserire l'ago del cercatore collegato a una siringa da 5 ml al centro del triangolo formato dai tre punti di riferimento con un angolo di 45° rispetto alla pelle e diretto verso il lato caudale, tirando leggermente indietro l'embolo della siringa.
  6. Una volta trovata la vena giugulare, rimuovere la siringa dall'ago del cercatore e stabilizzare l'ago posizionando il pollice sul mozzo dell'ago. Assicurarsi che l'ago del cercatore sia fissato in posizione.
    NOTA: Se si sospetta che il sangue proveniente dall'ago sia arterioso, rimuovere immediatamente l'ago e applicare pressione per 5 minuti.
  7. Inserire il filo guida nell'ago del cercatore e avanzare nella vena giugulare esterna (tecnica di Seldinger12). Dovrebbe essere soddisfatta una resistenza minima o nulla. Rimuovere l'ago del cercatore e mantenere il filo guida in posizione.
    NOTA: Utilizzare un tracciato ECG per assicurarsi che il filo guida non penetri troppo in profondità. Se si notano alterazioni del ritmo cardiaco, rimuovere leggermente il filo guida.
  8. Inserire la punta di una lama a 11 lame nel sito di puntura e creare un'incisione (circa 0,5 cm) per il dilatatore e il catetere.
  9. Inserire il dilatatore e il catetere sul filo guida per dilatare la pelle e il tessuto sottocutaneo. Una volta in posizione, rimuovere il dilatatore dal catetere.
  10. Aspirare dal lume del catetere per garantire un flusso corretto e lavare con 5-10 ml di soluzione fisiologica.
  11. Sutura il catetere nella pelle con una sutura di seta 0 e assicurati che il catetere sia sicuro13.

3. Posizionamento della linea arteriosa

NOTA: Il posizionamento carotideo della linea arteriosa è preferito poiché fornisce un percorso più diretto al cuore e i vasi del collo sono più grandi dei vasi femorali11. Preferibilmente, la linea arteriosa deve essere posizionata sul lato controlaterale del catetere venoso centrale e sotto visione diretta; Se ciò non è possibile, può essere posizionato sullo stesso lato del catetere venoso.

  1. Praticare un'incisione verticale di 5-7 cm medialmente alla trachea utilizzando una penna cauterica (Figura 3).
  2. Sezionare il tessuto sottocutaneo e il piano tra i muscoli cutanei del viso e dei colli11.
  3. Sezionare il piano facciale tra la trachea e il muscolo sternomastoideo per localizzare e aprire la guaina carotidea11 (Figura 4).
  4. Utilizzare la dissezione smussata per isolare l'arteria carotide comune (Figura 5).
  5. Posizionare due fascette di seta 2-0 attorno all'arteria carotide per il controllo vascolare e legare quella distale (Figura 6).
  6. Posizionare la pinza ad angolo retto sotto l'arteria.
  7. Chiedi all'assistente di tenere la fascetta prossimale e di inserire la punta dell'ago di Angiocath nell'arteria carotide con un angolo di 45°. Una volta che si vede un lampo di sangue, far avanzare leggermente l'ago con un angolo poco profondo e quindi far avanzare il catetere solo nell'arteria.
  8. Rimuovere l'ago mantenendo il catetere in posizione.
  9. Collegare il catetere alla linea arteriosa, aspirare e sciacquare con 5-10 ml di soluzione fisiologica per assicurarsi che non vi sia resistenza.
  10. Posizionare una fascetta attorno al catetere e all'arteria per fissare il catetere.

4. Assistenza post-operatoria (modello di sopravvivenza)

  1. Tunnellare il catetere della linea venosa e fissarlo al collo del maiale.
  2. Una volta che l'animale è emodinamicamente stabile e può essere svezzato dai vasopressori, rimuovere il catetere della linea arteriosa, legare il lato distale dell'arteria carotide e verificare l'emostasi. Chiudere la ferita con una sutura ininterrotta.
  3. Spostare il maiale sul carrello di trasporto e posizionarlo in posizione sternale.
  4. Spegnere l'isoflurano e monitorare il suino fino a quando non sono presenti segni di recupero dall'anestesia (movimenti e respirazione contro il ventilatore).
  5. Spegnere il ventilatore una volta notate respire spontanee efficaci, ma mantenere l'apporto di O2 a 2 L/min.
  6. Spegnere l'alimentazione dell'O2 dopo 10-15 minuti. Il maiale dovrebbe essere in grado di mantenere da solo una saturazione di almeno il 94%. In caso contrario, riaccendi l'O2 e rivaluta dopo altri 5-10 minuti.
  7. Sposta il maiale nel suo recinto una volta che mantiene la saturazione di O2 .
    NOTA: Il maiale deve essere riportato nel suo recinto con il tubo endotracheale in posizione.
  8. Rimuovere il tubo endotracheale una volta che sono evidenti segni di deglutizione e/o masticazione (tra 2-4 ore dopo la fine dell'intervento).
  9. Monitora il maiale nel suo recinto e non lasciarlo mai solo. Una volta che il maiale è stato estubato e può mantenere una posizione sternale, può essere lasciato incustodito.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Il monitoraggio dei suini durante l'intervento chirurgico è indispensabile e i normali parametri attesi durante l'intervento chirurgico sono mostrati nella Tabella 1 3,14. La durata approssimativa necessaria per eseguire ciascuna procedura è mostrata nella Tabella 2.

Come accennato in precedenza, questo laboratorio esegue queste procedure da 10 anni. In questo periodo, sono stati effettuati 595 esperim...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Ogni centro di ricerca deve creare i propri protocolli e linee guida per i modelli di ricerca traslazionale; Tuttavia, è necessario seguire alcune regole di base per garantire risultati di successo.

Innanzitutto, il maiale deve essere sottoposto a un esame fisico non appena arriva alla struttura di stabulazione. Prima della procedura sono necessari un totale di 5-7 giorni di condizionamento per ridurre i livelli di stress e consentire al suino di recuperare il...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Irrigazione con cloruro di sodio allo 0,9%, USPBaxterJF7124Soluzione salina
Angiocath 16 GA 1,88, 1,7 x 48 mmBD381157
Solfato di atropina (8 mg/20 mL - 0,4 mg/mL)West-Ward17733Fiala da 20 ml
Cook TPN Single Lumen Cathether SetCook medical G08132con set introduttore peel away da 10 Fr
Catetere CV a lume singolo Hickman 9.6 FLaringoscopio Bard600560
Heine
Midazolam (5 mg/mL)Sandoz46237968flaconcino da 10 ml
Lama Miller 4Heine185 mm lunghezza lama
Narketan (ketamina - 100 mg/mL) Vetoquinal8-00223flaconcino da 50 mL
Tubo tracheale nasale cuffiato  7,0 mm I.D. Covidien86450
Optixcare lubrificante oculare per cani e gattiAventix591430420 g
Set introduttore per guaina percutanea con valvola per emostasi integrata/porta laterale per l'uso -7,5 Fr. CateteriArrowSI-098808,5 Fr, 10 cm, 0,035 pollici di diametro Guida del filo della molla
Cuscinetto elettrochirurgico universale: Diviso con cavo3M9165
Valleylab Rocker Switch Pencil FondinaCovidienE2515H
Xilocaina 10% Spray AstraZeneca73050036lidocaina (10 mg/dose dosata)

Riferimenti

  1. Dehoux, J. P., Gianello, P. The importance of large animal models in transplantation. Frontiers in Bioscience: A Journal and Virtual Library. 12, 4864-4880 (2007).
  2. Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the Göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. Journal of Visualized Experiments. (52), e2652(2011).
  3. Swindle, M. M. Swine in the Laboratory Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques. , Taylor & Francis Group, .CRC Press. (2015).
  4. Chum, H., Pacharinsak, C. Endotracheal intubation in swine. Lab Animal. 41 (11), 309-311 (2012).
  5. Prasanna, N., et al. Safety and efficacy of vasopressor administration through midline catheters. Journal of Critical Care. 61, 1-4 (2021).
  6. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  7. Kuck, K., Baker, P. D. Perioperative noninvasive blood pressure monitoring. Anesthesia and Analgesia. 127 (2), 408-411 (2017).
  8. Pour-Ghaz, I., et al. Accuracy of non-invasive and minimally invasive hemodynamic monitoring: where do we stand. Annals of Translational Medicine. 7 (17), 421(2019).
  9. Kaths, J. M., et al. Normothermic ex vivo kidney perfusion for the preservation of kidney grafts prior to transplantation. Journal of Visualized Experiments. (101), e52909(2015).
  10. Parmentier, C., et al. Normothermic ex vivo pancreas perfusion for the preservation of pancreas allografts before transplantation. Journal of Visualized Experiments. (185), e63905(2022).
  11. McCall, F. C., et al. Myocardial infarction and intramyocardial injection models in swine. Nature Protocols. 7 (8), 1479-1496 (2012).
  12. Graham, A. S., Ozment, C., Tegtmeyer, K., Lai, S., Braner, D. A. V. Central venous catheterization. The New England Journal of Medicine. 356 (21), 21(2009).
  13. Taylor, R. W., Palagiri, A. V. Central venous catheterization. Critical Care Medicine. 35 (5), 1390-1396 (2007).
  14. Reed, R., et al. Accuracy of an oscillometric blood pressure monitor in anesthetized pigs. Laboratory Animals. 52 (5), 490-496 (2018).
  15. Musk, G. C., Costa, R. S., Tuke, J. Body temperature measurements in pigs during general anaesthesia. Laboratory Animals. 50 (2), 119-124 (2016).
  16. Aggarwal, S., Kang, Y., Freeman, J. A., Fortunato, F. L., Pinsky, M. R. Postreperfusion syndrome: Hypotension after reperfusion of the transplanted liver. Journal of Critical Care. 8 (3), 154-160 (1993).
  17. Manning, M. W., Kumar, P. A., Maheshwari, K., Arora, H. Post-reperfusion syndrome in liver transplantation-An overview. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 34 (2), 501-511 (2020).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Chirurgia su suiniTecnica di intubazioneCure perioratorieModelli chirurgiciProtocolli precliniciPreservazione degli organi

Questo articolo è stato pubblicato

Video in arrivo

Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.