Presentiamo un modello ex vivo di polmone di maiale per la dimostrazione della meccanica polmonare e delle manovre di reclutamento alveolare a scopo didattico. I polmoni possono essere utilizzati per più di un giorno (fino a cinque giorni) con variazioni minime delle variabili della meccanica polmonare.
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Articolo metodologico
Ex Vivo Modello sperimentale suino per lo studio e l'insegnamento della meccanica polmonare
In questo articolo
Sommario
Abstract
La ventilazione meccanica è molto utilizzata e richiede conoscenze specifiche per la comprensione e la gestione. I professionisti della salute in questo campo possono sentirsi insicuri e privi di conoscenze a causa di una formazione e di metodi di insegnamento inadeguati. Pertanto, l'obiettivo di questo articolo è quello di delineare i passaggi coinvolti nella generazione di un modello di polmone suino ex vivo da utilizzare in futuro, per studiare e insegnare la meccanica polmonare. Per generare il modello, cinque polmoni suini sono stati accuratamente rimossi dal torace seguendo le linee guida del Comitato etico per la ricerca sugli animali con adeguata cura e sono stati collegati al ventilatore meccanico attraverso una cannula tracheale. Questi polmoni sono stati poi sottoposti alla manovra di reclutamento alveolare. Sono stati registrati i parametri della meccanica respiratoria e sono state utilizzate videocamere per ottenere video dei polmoni durante questo processo. Questo processo è stato ripetuto per cinque giorni consecutivi. Quando non venivano utilizzati, i polmoni venivano conservati in frigorifero. Il modello ha mostrato una meccanica polmonare diversa dopo la manovra di reclutamento alveolare ogni giorno; non facendosi influenzare dai giorni, ma solo dalla manovra. Pertanto, concludiamo che il modello polmonare ex vivo può fornire una migliore comprensione della meccanica polmonare e dei suoi effetti, e anche della manovra di reclutamento alveolare attraverso il feedback visivo durante tutte le fasi del processo.
Introduzione
La ventilazione meccanica (MV) è ampiamente utilizzata nelle unità di terapia intensiva (ICU) e nei centri chirurgici. Il suo monitoraggio è essenziale per aiutare a riconoscere le asincronie e prevenire lesioni per tutti i pazienti, soprattutto quando il paziente ha gravi lesioni polmonari 1,2,3,4,5,6. Il monitoraggio della meccanica respiratoria può anche contribuire alla comprensione clinica della progressione della malattia e delle applicazioni terapeutiche, come l'uso della pressione positiva di fine espirazione (PEEP) o la manovra di reclutamento alveolare (ARM). Tuttavia, l'uso di queste tecniche richiede una buona comprensione delle curve e della meccanica polmonaredi base 3,4.
Gli studenti, gli specializzandi e i professionisti del settore medico si sentono insicuri riguardo alla gestione della MV, dall'accensione del ventilatore e dalle regolazioni iniziali al monitoraggio del plateau e delle pressioni di guida, e questa insicurezza è associata a una mancanza di conoscenza e di un'adeguata formazione precedente 7,8,9,10. Abbiamo osservato che i professionisti che hanno partecipato alle simulazioni e hanno utilizzato un modello polmonare hanno riportato una maggiore fiducia, comprensione dei parametri e comprensione delle componenti della meccanica polmonare 8,11,12.
I modelli per lo studio e l'addestramento della MV con polmoni, soffietti e pistoni di prova possono simulare diverse pressioni e volumi, nonché diverse condizioni di meccanica polmonare 13,14,15. Anche i modelli computazionali e software contribuiscono allo studio dell'interazione cardiopolmonare generando simulazioni che possono essere utilizzate per insegnare i principi della MV11 agli operatori sanitari16,17.
Mentre i modelli computazionali possono presentare difficoltà nel rappresentare l'isteresi polmonare16, i modelli con polmone e soffietto di prova 13,14,15 possono produrre curve pressione-volume simili alla curva fisiologica e dimostrare la dinamica polmonare. Come vantaggio, il polmone suino ex vivo presenta un'anatomia simile a quella degli esseri umani18, producendo anche curve MV, isteresi polmonare e fornendo un feedback visivo dei polmoni all'interno della scatola acrilica durante l'analisi della meccanica polmonare. I modelli visivi sono importanti e possono aiutare a comprendere componenti e concetti difficili da immaginare. Pertanto, i modelli polmonari ex vivo rappresentano un modo pratico di insegnare.
Gli studi con polmoni suini ex vivo, come quelli sulla MV con pressione positiva e negativa 19,20,21, l'analisi della distribuzione dell'aerosol 22,23, le simulazioni pediatriche24 e la perfusione polmonare25 possono migliorare le conoscenze sulla MV. Recenti studi che analizzano modelli in pressione positiva e negativa hanno dimostrato che la ventilazione a pressione positiva può portare a un reclutamento brusco con maggiore deformazione locale, maggiore distensione, differenze della curva di isteresi e possibili lesioni tissutali rispetto alla pressione a pressione negativa 19,20,21. Tuttavia, i modelli a pressione positiva sono necessari perché i pazienti sono sotto pressione positiva durante la pressione MV 19,20,21. Lo sviluppo di un modello polmonare per gli studi preclinici apre la possibilità di nuove ricerche e applicazioni, tra cui l'insegnamento e la formazione sulla MV.
Qui presentiamo un modello di polmone suino ex vivo per scopi di studio e formazione. Il nostro obiettivo primario è quello di descrivere le fasi per la generazione di questo modello di polmone suino ex vivo in MV a pressione positiva. Può essere utilizzato in futuro per studiare e insegnare la meccanica polmonare.
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Protocollo
Il protocollo è stato approvato dal Comitato Etico per la Ricerca Animale della nostra Istituzione (protocollo n. 1610/2021).
1. Anestesia e preparazione dell'animale
- Inizialmente, posizionare l'animale su una bilancia e controllare il peso per regolare i farmaci e la sedazione necessari per la procedura.
- Somministrare ketamina 5 mg/kg e midazolam 0,25 mg/kg per via intramuscolare.
- Perforare la vena marginale dell'orecchio con un catetere venoso da 20 G e somministrare propofol per via endovenosa (5 mg/kg) per l'induzione dell'anestesia.
- Somministrare 3 ml di eparina per via endovenosa nell'accesso alla vena dell'orecchio marginale per facilitare l'estrazione cardiopolmonare e la perfusione.
- Dopo l'anestesia, eseguire l'intubazione orotracheale con una cannula orotracheale (OTC) da 6,5 mm e fissare l'OTC con nastro adesivo, lasciandolo saldamente fissato per evitare lo spostamento durante la procedura.
NOTA: La profondità della sedazione viene controllata monitorando i parametri emodinamici e utilizzando un analizzatore di gas, come la pressione arteriosa media, la frequenza cardiaca e la concentrazione di isoflurano inspirato/espirato.
2. Ventilazione meccanica intraoperatoria
- Collegare l'animale tramite l'OTC alla MV, mantenendo la sedazione con isoflurano all'1,5% al 50% della frazione inspirata di ossigeno (FiO2) e fentanil 10 mcg/kg in bolo + 10 mcg/kg/h in infusione continua.
- Toccare lo schermo del ventilatore meccanico e selezionare la modalità di ventilazione controllata dal volume (VCV), selezionare il pulsante del volume corrente (TV) e ruotare la rotella di scorrimento fino a quando il valore del volume corrente corrisponde a 8 ml/kg.
- Toccare lo schermo del ventilatore meccanico. Selezionare il FiO2 e ruotare la rotella di scorrimento fino a raggiungere il valore del 50%.
- Toccare lo schermo del ventilatore meccanico e selezionare la frequenza respiratoria (RR). Ruotare la ruota fino a raggiungere il valore ideale per mantenere una CO2 espirata di 35-45 mmHg misurata mediante capnografia accoppiata al ventilatore meccanico.
NOTA: La profondità della sedazione viene controllata monitorando i parametri emodinamici e utilizzando un analizzatore di gas come la pressione arteriosa media, la frequenza cardiaca e la concentrazione di isoflurano inspirato/espirato.
3. Dissezione tissutale e scambio OTC
- Praticare un'incisione sternale mediale da 2 cm sopra il manubrio a 2 cm sotto il processo xifoideo dello sterno per accedere alla cavità toracica. Posizionare i divaricatori delle costole, espandendo il campo visivo durante la procedura.
- Utilizzare un bisturi per praticare un'incisione tracheale orizzontale all'altezza della cartilagine cricoide (solo in corrispondenza dei primi anelli tracheali) abbastanza larga da introdurre una nuova cannula tracheale.
- Sgonfiare il bracciale OTC che si trova all'interno delle vie aeree e tirare lentamente per rimuoverlo. Nel frattempo, inserire il nuovo OTC nell'incisione praticata nella trachea dopo aver rimosso il vecchio OTC. A causa del bracciale sgonfio, possono verificarsi perdite, che cessano quando si riposiziona il nuovo OTC.
- Gonfiare la cuffia del tubo tracheale appena inserita collegando una siringa da 20 ml al palloncino pilota. La siringa eroga aria sotto pressione e gonfia il palloncino pilota e il bracciale. Una volta gonfiato il bracciale, rimuovere la siringa.
- Legare la nuova cannula tracheale direttamente alla trachea con poliestere 2-0 per evitare perdite e movimenti mentre si posiziona il polmone nella scatola di ventilazione in plexiglass.
- Con il bisturi, sezionare i tessuti per rimuovere gli organi cardiopolmonari dal torace.
4. Eutanasia animale
- Aumentare la concentrazione di isoflurano al 5% e somministrare 10 mL di cloruro di potassio al 19,1%. Successivamente, verificare l'assenza di segni vitali.
NOTA: Questa procedura è stata eseguita secondo la Guida del National Institutes of Health per la cura e l'uso degli animali da laboratorio.
5. Estrazione cardiopolmonare
- Dopo l'eutanasia, sezionare il legamento respiratorio per rimuovere i polmoni.
- Dopo la dissezione del tessuto, clamp l'OTC con l'apposita pinza Kelly durante la fine dell'inspirazione, mantenendo i polmoni gonfiati.
- Scollegare l'OTC dal ventilatore meccanico, ma tenerlo clamped.
- Sezionare l'arteria aortica, posizionare l'aspiratore all'interno della cavità toracica per rimuovere il sangue stravasato, mantenere la visualizzazione della cavità mentre si terminano le dissezioni e liberare gli organi da rimuovere dalla cavità toracica.
NOTA: Il legamento polmonare inferiore deve essere rilasciato con cautela per evitare lacerazioni polmonari. - Rimuovere il cuore e il polmone dalla gabbia toracica con l'OTC clamped, senza separarli, e posizionarli su un vassoio.
6. Preparazione cardiopolmonare
- Con il polmone su un vassoio, incannulare l'arteria polmonare con un catetere a lume singolo di grande diametro e collegarlo al set di infusione per somministrare continuamente 2.000 ml di soluzione salina fredda allo 0,9% (SS) o fino a quando il liquido limpido non fuoriesce dall'aorta.
NOTA: La SS deve essere somministrata a una velocità normale, evitare di schiacciare la sacca endovenosa (IV). - Dopo aver eliminato il flusso, suturare l'arteria aortica con poliestere 2-0 e somministrare altri 100 ml di SS allo 0,9%. Chiudere l'uscita del catetere a lume singolo poiché il liquido rimarrà all'interno fino alla fine dell'esperimento.
- Sganciare l'OTC, notare che i polmoni si sgonfieranno e rimarranno chiusi, pronti a ricevere MV e ARM.
7. MV all'interno di una scatola acrilica
- Dopo la preparazione, aprire la scatola in acrilico e posizionare i polmoni verticalmente all'interno della scatola. Far passare l'OTC attraverso il foro nel coperchio e collegare la cannula tracheale al ventilatore meccanico.
NOTA: Assicurarsi che la cannula tracheale sia saldamente fissata nella trachea. - Selezionare il pulsante Avvia ventilazione .
- Toccare lo schermo del ventilatore meccanico e selezionare il ventilatore meccanico per VCV.
- Toccare la schermata delle impostazioni della modalità VCV e selezionare il pulsante TV , ruotare la rotellina fino a raggiungere il valore di 6 mL/kg. Fai lo stesso per regolare la PEEP a 5 cm H2O, FiO2 al 21%, RR a 15 respiri al minuto e il tempo di pausa inspiratoria al 10%.
8. BRACCIO
- Per iniziare il reclutamento, aumentare la PEEP da 5 cm H2O a 6 cm H2O e quindi aumentarla gradualmente di 2 cm H2O fino a raggiungere 14 cm H2O. La PEEP viene aumentata utilizzando il pulsante sullo schermo sotto il valore PEEP visualizzato sullo schermo. Ruotare la rotellina per aumentare il valore.
- Per ogni PEEP, annotare i valori di pressione di picco, pressione di plateau, conformità dinamica e resistenza delle vie aeree visualizzati sullo schermo del ventilatore meccanico. Annotare la pressione di azionamento, che è il valore della pressione di plateau meno il valore PEEP regolato in quel momento.
- Dopo aver raggiunto i 14 cm H2O, ridurre la PEEP in decrementi graduali di 2 cm H2O fino a raggiungere 6 cm H2O, quindi ridurla a 5 cm H2O. La PEEP viene ridotta utilizzando il pulsante sullo schermo sotto il valore PEEP visualizzato sullo schermo. Ruotare la rotellina per diminuire il valore.
- Per ogni PEEP, annotare i valori di pressione di picco, pressione di plateau, conformità dinamica e resistenza delle vie aeree visualizzati sullo schermo del ventilatore meccanico. Annotare la pressione di azionamento, che è il valore della pressione di plateau meno il valore PEEP regolato in quel momento.
NOTA: Mantenere ciascun valore PEEP per 10 minuti durante l'incremento e per 5 minuti ad ogni passo durante il decremento.
- Per ogni PEEP, annotare i valori di pressione di picco, pressione di plateau, conformità dinamica e resistenza delle vie aeree visualizzati sullo schermo del ventilatore meccanico. Annotare la pressione di azionamento, che è il valore della pressione di plateau meno il valore PEEP regolato in quel momento.
9. Mantenimento cardiopolmonare
- Al termine della fase di reclutamento, clampare delicatamente la cannula tracheale con la pinza durante l'inspirazione, mantenendo i polmoni gonfiati. Apri la scatola acrilica.
- Rimuovere i polmoni dalla scatola acrilica e riporli con cura in un contenitore di vetro.
NOTA: Assicurarsi che la cannula tracheale sia saldamente fissata nella trachea. - Versare 500 ml di SS allo 0,9%.
- Conservare in frigorifero in un contenitore di vetro avvolto nella pellicola a una temperatura compresa tra 2 e 8 °C per 24 ore.
- Ripeti i passaggi 7, 8 e 9 per cinque giorni consecutivi.
Figura 1: Diagramma di flusso dello studio. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Risultati
Sono state utilizzate cinque suine femmine di peso compreso tra 23,4 e 26,9 kg e sono stati seguiti il protocollo descritto per l'estrazione cardiopolmonare e l'analisi della meccanica polmonare. La nostra intenzione è che il modello sia utile per lo studio della meccanica polmonare analizzando la pressione di picco, la pressione di plateau, la resistenza, la pressione di guida e le variabili di compliance dinamica raccolte direttamente dallo schermo del ventilatore meccanico. Il diagramma di flusso del modello è illustr...
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Discussione
Il protocollo descritto è utile per produrre un modello di polmone suino ex vivo in condizioni di MV a pressione positiva. Può essere utilizzato per lo studio e l'insegnamento della meccanica polmonare attraverso il feedback visivo dei polmoni durante il reclutamento e l'analisi delle curve e dei valori proiettati sullo schermo del dispositivo. Per ottenere questo risultato, sono necessari studi pilota per comprendere il comportamento dei polmoni al di fuori della gabbia toracica e per identificare la necessità ...
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Dichiarazioni
Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse.
Ringraziamenti
Ringraziamo tutti i colleghi e i professionisti che hanno contribuito e sostenuto la costruzione di questo protocollo modello di polmone suino ex vivo .
Questo studio non aveva fonti di finanziamento.
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| salina allo 0,9% | 2500ml | ||
| Macchina per anestesia - Primus | Dräger | REF 8603800-18 | Stazione di lavoro per anestesia utilizzata nella procedura |
| Aspiratore | per l'aspirazione del sangue dal torace | ||
| Monitor al letto del paziente - Life Scope | Nihon Kohden | BSM-7363 | Monitor multiparametrico utilizzato durante la procedura |
| Pinze per tessuti Bonney | Qualsiasi pinza per tessuti è adatta | ||
| Scalper monouso, #23 | Qualsiasi ablatore è adatto | ||
| Aghi per siringa monouso, 18G x 1 1/2", 23G x 1" | BD | 302814 | |
| Siringhe monouso ampiamente disponibili, 10ml | ampiamente disponibile | ||
| - SS-501 | WEM | Per il taglio e la coagulazione durante incisione toracica | |
| Fentanil | 10 mcg/kg bolo + 10 mcg/kg/ora infusione continua | ||
| Divaricatore | Qualsiasi divaricatore finochietto è adatto | ||
| eparina | 3ml | ||
| Set | Qualsiasi set di infusione è adatto | ||
| Isoflurano | 1,5% | ||
| Pinze Kelly Curvo | Qualsiasi pinza kelly è adatta | ||
| Ketamina | 5mg/kg | ||
| Soluzione di ringer | 500ml | ||
| Ventilatore meccanico - Servo I | Maquet | REF 6449701 | Ventilatore meccanico utilizzato nella procedura |
| Forbice Metzenbaum (Dritto e curvo) | Qualsiasi forbice Metzenbaum è adatto | ||
| Midazolam | 0,25 mg/kg | ||
| Cannula per intubazione orotracheale, #6,5 | Rusch | 112282 | Plexiglass |
| disponibile Scatola in plexiglass su misura: 30x45x60 cm | |||
| Sutura in poliestere, 2-0 | Ampiamente disponibile | ||
| Coruro | 10 ml, 19,1% cloruro di potassio. | ||
| propofol | 5mg/kg | ||
| Rubinetto | Ampiamente disponibile | ||
| Catetere venoso, G20 x 1" | BD | 38183314 | Ampiamente disponibile |
Riferimenti
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