Gli artropodi che si nutrono di sangue come zanzare, zecche e flebotomi trasmettono diversi agenti patogeni rilevanti dal punto di vista medico, molti dei quali sono poco studiati e mancano di terapie adeguate. Pertanto, la prevenzione della trasmissione della malattia spesso richiede di prendere di mira l'artropode1. Ad esempio, la gestione integrata dei vettori (IVM) è un quadro completo che mira ad aumentare l'efficacia dei metodi tradizionali di controllo dei vettori, come gli insetticidi, aumentandoli con metodi più innovativi come il controllo genetico2. Questa collezione speciale mette in evidenza una vasta gamma di artropodi transgenici generati per studiare e controllare le malattie trasmesse da vettori e le competenze tecniche e creative necessarie per sviluppare tali organismi geneticamente modificati.
Le relazioni tra artropodi e patogeno e ospite si evolvono nel corso di molti anni per plasmare la genetica di tutte le specie colpite 3,4,5. I sistemi modello sono in genere inadeguati per studiare gli artropodi che si nutrono di sangue perché la loro biologia e i loro comportamenti sono specie-specifici. Gli entomologi molecolari devono ricreare gli ambienti complessi che consentono l'alimentazione e la riproduzione del sangue in modo che le singole specie possano essere mantenute e studiate di routine in laboratorio in condizioni controllate. L'allevamento di artropodi ematofagi richiede sia competenze biologiche che "l'attenzione meticolosa di individui qualificati"6. Per questo motivo, non c'è da stupirsi che la biologia dei vettori sia all'avanguardia nell'innovazione genetica.
Sebbene questo numero speciale riguardi la generazione di artropodi transgenici in diversi generi, emerge un tema centrale: il processo richiede una forte attenzione ai dettagli, una profonda comprensione della biologia dell'organismo e una mentalità inventiva. Louradour et al.7 evidenziano le sfide dell'adattamento delle tecniche di microiniezione embrionale ai vettori dei parassiti della Leishmania – vale a dire, i flebotomi – che depongono uova molto piccole. Le uova appena deposte vengono trasferite su singoli pezzi di carta da filtro nera su un vetrino da microscopio con vetrino coprioggetti e vengono accuratamente allineate per la microiniezione. I livelli di umidità, la qualità dei materiali preparati e la cura con cui viene eseguito il processo sono solo alcune delle variabili che determinano il successo della tecnica. La microiniezione di uova di zecca dura presenta una serie di sfide distinte: uno spesso strato esterno di cera sugli embrioni, un corion duro e un'elevata pressione intraovale8. Sharma et al. descrivono le procedure in Ixodes scapularis che superano questi ostacoli rimuovendo lo strato di cera, ammorbidendo il corion ed essiccando le uova8. Questi includono l'ablazione dell'organo di Gené (ghiandola di cera) dalle femmine che depongono le uova, la raccolta delle uova entro 24 ore dalla deposizione e quindi il posizionamento delle uova in una soluzione di cloruro di sodio all'1% (p/v) per circa 1 ora prima della microiniezione8.
È possibile aggirare le microiniezioni embrionali iniettando pupe o adulti con il macchinario che modifica o silenzia i geni. Benetta et al. descrivono questa tecnica utilizzando due metodi di somministrazione ovarica – Trasduzione ovarica mediata dal recettore del carico (ReMOT Control) o Capsule di peptidi anfifilici ramificati (BAPC) – nonché due strategie di iniezione (un Femtojet o un tubo aspiratore) nella vespa parassita Nasonia vitripennis9. Le pupe sono state allineate e attaccate a un vetrino da microscopio con colla per facilitare il processo di iniezione e ridurre la mortalità9. Gli adulti, d'altra parte, venivano anestetizzati sul ghiaccio in modo che l'utente potesse sostenere la femmina con il forcipe durante l'iniezione dell'addome.
Oltre all'editing genetico mediato da CRISPR/Cas9, questo numero copre altre tecnologie di ingegneria genetica utilizzate negli artropodi, tra cui la ricombinasi φC31 sito-diretta e GAL4-UAS. Il primo, descritto da Adolfi et al., raggiunge l'integrazione sito-diretta di un carico transgenico fiancheggiato da attB per l'integrazione singola o lo scambio di cassette mediato dalla ricombinasi nei vettori della malaria Anopheles gambiae e Anopheles stephensi10. Questa tecnologia consente l'inserimento sito-diretto in linee di docking precedentemente stabilite, il che semplifica la convalida evitando gli effetti posizionali e gli schemi di accoppiamento a valle necessari per una linea genetica stabile10. L'altra tecnica, il sistema bipartito GAL4-UAS, è utilizzata da Poulton et al. per generare Anopheles gambiae transgenici che esprimono cassette transgeniche in modo spazio-temporale, tessuto-specifico, anche a scapito di gravi costi di fitness11. Grazie alla sua flessibilità, questo sistema consente ai ricercatori di esaminare i fenotipi e dedurre funzioni geniche che altrimenti potrebbero essere impossibili.
In effetti, il carico transgenico spesso conferisce costi di fitness all'artropode; pertanto, Williams et al. hanno delineato semplici protocolli per misurare i costi di fitness nelle zanzare transgeniche Aedes aegypti 12. Questi includevano la fecondità, le dimensioni e la forma delle ali, la fertilità, il rapporto tra i sessi, la vitalità, i tempi di sviluppo, il contributo maschile e la longevità adulta12. Tali misurazioni dell'idoneità possono essere utilizzate per confrontare la salute delle zanzare transgeniche generate attraverso gli studi o per modellare il tasso di fissazione transgenica in modelli matematici.
I dettagli metodologici di questi manoscritti sono illustrati visivamente per facilitarne la riproduzione. Vengono presentate una varietà di tecniche molecolari ed entomologiche: sessaggio e screening delle pupe di zanzara per marcatori fluorescenti11,12; combinazione e purificazione di miscele di plasmidi φC31 donatore e helper10; iniezione di vespe gioiello adulte per via intra-addominale9; allineare le uova di flebotomi per la microiniezione7; e l'ablazione delle ghiandole di cera per zecche8. Data l'ampiezza delle tecniche trattate in questo numero speciale, sia i dilettanti che gli esperti sono invitati a dare un'occhiata alle basi della generazione di artropodi geneticamente modificati. Queste tecniche sono la base per lo studio della fisiologia degli artropodi e delle interazioni vettore-patogeno, che sono essenziali per lo sviluppo di nuove strategie che riducono la malattia trasmessa da vettori.