È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Manipolazione del tuina per ridurre l'infiammazione e la perdita di cartilagine nei ratti affetti da osteoartrite del ginocchio

3.9K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/65451

⸱

30 giugno 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine Affiliated to Shanghai University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Presentiamo un protocollo per la manipolazione del Tuina eseguito su ratti affetti da osteoartrite del ginocchio indotta da gesso. Sulla base dei risultati preliminari, ha suggerito che l'efficacia del metodo si basava sulla riduzione dell'infiammazione e della perdita di cartilagine.

Abstract

Gli studi clinici suggeriscono che la manipolazione del Tuina è efficace nel trattamento dell'osteoartrite del ginocchio (KOA), mentre sono necessari ulteriori studi per scoprirne il meccanismo. Pertanto, la manipolazione di modelli animali di osteoartrosi del ginocchio è fondamentale. Questo protocollo fornisce un processo standard per la manipolazione di Tuina su ratti KOA e un'esplorazione preliminare del meccanismo di Tuina per KOA. Il metodo di manipolazione della pressione e dell'impastamento (un tipo di manipolazione Tuina che si riferisce alla pressione e all'impastamento dell'area specifica della superficie corporea) viene applicato su 5 agopunti intorno all'articolazione del ginocchio dei ratti. La forza e la frequenza della manipolazione sono state standardizzate mediante registrazioni della pressione delle dita e la posizione del ratto durante la manipolazione è descritta in dettaglio nel protocollo. L'effetto della manipolazione può essere misurato mediante test di comportamento al dolore e reperti microscopici nella sinovia e nella cartilagine. I ratti KOA hanno mostrato un miglioramento significativo nel comportamento del dolore. L'infiltrazione infiammatoria del tessuto sinoviale è stata ridotta nel gruppo Tuina e l'espressione del fattore di necrosi tumorale (TNF)-α è risultata significativamente inferiore. Rispetto al gruppo di controllo, l'apoptosi dei condrociti era inferiore nel gruppo Tuina. Questo studio fornisce un protocollo standardizzato per la manipolazione di Tuina su ratti KOA e la prova preliminare che gli effetti terapeutici di Tuina possono essere correlati alla riduzione dell'infiammazione sinoviale e all'apoptosi ritardata dei condrociti.

Introduzione

L'artrosi del ginocchio (KOA) è una malattia degenerativa che si manifesta principalmente con dolori articolari. Fibrosi, screpolature, ulcerazioni e perdita di cartilagine articolare sono le cause principali di questa malattia1. La KOA ha un'alta prevalenza e può avere un profondo impatto sulla vita quotidiana dei pazienti, causando disabilità nei casi più gravi. Tra le persone di età compresa tra 45 e 84 anni, la prevalenza di KOA aumenta con l'età e la prevalenza tra le persone di età pari o superiore a 85 anni è del 15%, con una predominanza nelle donne 2,3. Inoltre, il KOA potrebbe comportare un grave onere economico sia per l'individuo che per la società. Un'indagine ha mostrato che i costi diretti dell'assistenza sanitaria su KOA pro capite hanno raggiunto fino a $ 8.858 ± $ 5.120 all'anno4. Con l'invecchiamento della società, il KOA è diventato un problema sanitario mondiale e un importante problema sociale, nonché un tema di attualità per la ricerca scientifica.

Studi basati sull'evidenza hanno dimostrato l'efficacia della manipolazione Tuina nel trattamento di KOA5. La manipolazione del tuina potrebbe alleviare il dolore e migliorare la disfunzione nei pazienti con KOA, il cui meccanismo è correlato agli effetti antinfiammatori 6,7. Gli studiosi hanno scoperto che la manipolazione del Tuina ha inibito efficacemente l'espressione dei fattori infiammatori interleuchina (IL)-β e 5-idrossitriptamina e ha rallentato la degenerazione della cartilagine articolare in un modelloKOA 8 di coniglio. Ha suggerito che Tuina potrebbe promuovere la circolazione sanguigna e il metabolismo nel sito della lesione, il che ha contribuito a eliminare i fattori infiammatori come IL-1, IL-6 e il fattore di necrosi tumorale (TNF)-α, alleviando così i sintomi clinici di KOA9. Inoltre, il movimento passivo dell'articolazione attraverso la manipolazione del Tuina può promuovere la penetrazione e la diffusione del liquido sinoviale nella cartilagine articolare e migliorare il metabolismo dei nutrienti tissutali10. Altri studi hanno suggerito che la manipolazione di Tuina può migliorare efficacemente gli indici biomeccanici nei pazienti con KOA11. Le manipolazioni applicate sui tessuti molli possono migliorare la distribuzione dello stress sugli arti e migliorare la funzione di equilibrio12,13. Allo stesso tempo, con alcune manipolazioni di regolazione articolare, anche l'allineamento degli arti inferiori può essere regolato per correggere andature anomale14,15.

Il meccanismo d'azione della manipolazione Tuina nel trattamento della KOA rimane da esplorare, e quindi è necessario uno studio sperimentale. La chiave per l'applicazione del Tuina negli animali da esperimento è la standardizzazione della modellizzazione, della fissazione animale e dei metodi di intervento16. Il metodo di modellazione determina se l'animale da esperimento può presentare le caratteristiche della malattia. Nel frattempo, metodi di fissazione appropriati possono facilitare l'intervento della manipolazione del Tuina e riflettere meglio l'effetto del Tuina. La standardizzazione dei metodi di intervento è la parte più difficile della manipolazione Tuina. Nel 2010, il sistema di base degli standard cinesi di agopuntura ha menzionato gli standard dei punti di agopuntura per gli animali da esperimento, fornendo la possibilità di operazioni di agopuntura e Tuina negli esperimenti sugli animali17. Tuttavia, ci sono ancora difficoltà nella standardizzazione della manipolazione Tuina. Esistono diversi tipi di manipolazione Tuina18. La scelta della manipolazione specifica dipende principalmente dalla malattia da trattare e dalle teorie terapeutiche che l'esecutore preferisce. Nello studio di Tuina per KOA, è stata prestata maggiore attenzione alla manipolazione della pressione dei punti (premendo i punti di agopuntura specifici con il pollice o il gomito), alla manipolazione della spinta Yizhichan (una manipolazione della spinta muovendo il pollice) e alla manipolazione della pressione e dell'impastamento (che si riferisce alla pressione e all'impastamento dell'area specifica della superficie corporea con il dito o il palmo)19. La manipolazione della pressa e dell'impastamento è una delle manipolazioni Tuina più utilizzate, che combina la pressatura e l'impastamento per spostare il tessuto sottocutaneo20. La manipolazione della pressa e dell'impastamento applicata sui punti di agopuntura può favorire la circolazione sanguigna e alleviare il dolore e rappresenta l'effetto terapeutico di Tuina su KOA19.

In questo protocollo, il funzionamento della manipolazione della pressa e dell'impastamento sui ratti KOA sarà descritto in dettaglio, compresi i punti di agopuntura selezionati, l'intensità e la frequenza della manipolazione e la posizione del corpo del ratto, in modo da fornire un riferimento per la ricerca futura.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

Questo studio ha superato la revisione dell'etica animale condotta dal comitato etico degli animali sperimentali dell'ospedale Yueyang di medicina tradizionale cinese e occidentale integrata affiliato all'Università di medicina tradizionale cinese di Shanghai (YYLAC-2022-166).

1. Preparazione e raggruppamento di animali da esperimento

  1. Preparazione degli animali
    1. Allevare un totale di 10 ratti femmine sani SPF SD di 200-220 g a temperatura ambiente (18-21 °C), umidità 40%-50%, 12 h: 12 h alternanze del ritmo circadiano. Condurre esperimenti sugli animali legati al dolore nel rigoroso rispetto delle disposizioni pertinenti delle linee guida e delle linee guida etiche sugli animali.
  2. Raggruppamento di animali
    1. Dividi in modo casuale i ratti nel gruppo Tuina e nel gruppo di controllo. Trattare i ratti del gruppo Tuina con la pressione e la manipolazione dell'impasto per 21 giorni dopo la modellazione. Mettere i ratti del gruppo di controllo nella stessa stanza Tuina e metterli in un sacchetto di stoffa nera contemporaneamente mentre il gruppo Tuina è sottoposto a trattamento.

2. Modellazione di animali

  1. Anestetizzare l'animale
    1. Utilizzare l'isoflurano per l'anestesia gassosa. Metti il ratto nella scatola di induzione con una concentrazione di induzione del 3%. Far oscillare la scatola dopo aver adagiato il ratto e confermare l'anestesia quando il ratto si ribalta senza alcun tentativo di tornare in posizione prona.
    2. Rimuovere il ratto dalla scatola di induzione e fissare il naso nella maschera anestetica. Regolare la concentrazione di isoflurano al 2% per mantenere l'anestesia. Confermare l'anestesia quando il ratto non risponde quando si pizzica le zampe. Applicare un unguento per gli occhi sui ratti per prevenire la secchezza quando i ratti vengono anestetizzati poiché le palpebre non possono essere chiuse.
  2. Metodo di modellazione21
    1. Utilizzare la macchina da barba per rimuovere i peli dell'arto posteriore destro. Posiziona un batuffolo di cotone medico tra la caviglia destra e l'articolazione dell'anca del ratto. Fissare l'articolazione del ginocchio destro all'estensione di 180° con 5-6 strati di bendaggio in gesso bagnato in modo uniforme. Avvolgere a spirale la benda in gesso partendo dalla caviglia e coprendo 1/3 della precedente. Usa un asciugacapelli per asciugare e indurire l'intonaco.
    2. Avvolgere esternamente il cerotto con il materiale di base della protesi dopo che la benda in gesso si è asciugata e indurita per fissare il gesso ed evitare che rosicchia.
    3. Mescolare i materiali di base della protesi per renderla appiccicosa e far aderire la miscela all'esterno del cerotto (la miscela non deve superare il bordo della benda, Figura 1). Dopo che la miscela diventa dura, spegnere la macchina per anestesia e attendere che l'animale si svegli naturalmente. Sorvegliare i ratti per prevenire incidenti di anestesia prima che i ratti si sveglino.
    4. Fissare il cerotto in modo appropriato sull'arto posteriore destro del ratto, poiché una fissazione stretta limita la circolazione sanguigna, mentre una fissazione allentata tende a cadere. Osservare la circolazione sanguigna nell'arto terminale. Se viene rilevato gonfiore dell'estremità terminale o una carnagione violacea, tagliare prontamente parte del cerotto per aiutare a ripristinare la circolazione. Rifare il cerotto se è rotto e non riesce a mantenere l'estensione dell'arto inferiore.
    5. Rimuovere il cerotto dopo 3 settimane di immobilizzazione continua. Utilizzare le forbici chirurgiche per tagliare il materiale di base della protesi all'esterno e la benda in gesso. Sciacquare l'arto inferiore del ratto con soluzione fisiologica e asciugarlo con una garza. Se ci sono lesioni cutanee locali, sterilizzare con iodoforo.
  3. Verifica del modello22
    1. Verifica basata sui raggi X
      1. Eseguire un esame radiografico del ginocchio destro 1 giorno dopo la fine della modellazione. Eseguire radiografie anteroposteriori in posizione supina con flessione dell'anca a 30°, estensione del ginocchio a 0° e abduzione dell'anca a 15°. Tenere la rotula direttamente davanti al ginocchio e posizionare il tubo del radiatore a 110 mm dall'articolazione del ginocchio.
      2. Eseguire radiografie laterali in posizione di decubito laterale destro con flessione dell'anca destra a 30° ed estensione del ginocchio destro a 0°. Eseguire la flessione dell'anca dell'arto sinistro a 70° e la flessione del ginocchio a 45° e posizionare il tubo del radiatore a 110 mm di distanza dall'articolazione del ginocchio. Impostare i parametri di rilevamento come tensione di esposizione 50 kV, corrente 250 mA, dose di esposizione 32 mAs e tempo di esposizione 128 ms.
      3. Confrontando con la radiografia dei ratti normali, verificare che la radiografia del ginocchio modellata mostri uno spazio articolare più stretto con iperplasia osteofita sul bordo.
    2. Osteoarthritis Research Society International (OARSI) con punteggiodi 23
      1. Metti il ratto nella scatola per l'eutanasia e perfuse CO2 al ritmo del 30%-70% del volume della gabbia al minuto. Interrompere la perfusione di CO2 dopo aver rilevato che il ratto è immobile, non respira e che la pupilla è dilatata. Osservare per altri 2 minuti per confermare la morte.
        NOTA: La lussazione cervicale può essere eseguita dopo l'eutanasia basata su CO2 come forma secondaria per confermare la morte. Fissa il topo sul tavolo e afferra la sua coda con una mano. Premere sulla testa del ratto con il pollice e l'indice dell'altra mano. Conferma la morte quando senti il suono di uno schiocco e il ratto perde il movimento e il battito cardiaco allo stesso tempo.
      2. Fissare il ratto in posizione supina con l'ago di una siringa su una tavola di gommapiuma con l'arto posteriore destro flesso in abduzione e rotazione esterna. Pizzica la pelle intorno all'articolazione del ginocchio con le forbici chirurgiche. Esporre i muscoli intorno all'articolazione del ginocchio tagliando la pelle e poi tagliando la fascia sottocutanea.
      3. Tagliare la diafisi del femore e della tibia con le forbici ossee e rimuovere l'articolazione del ginocchio destro. Rimuovere delicatamente i tessuti molli in eccesso, come muscoli e legamenti, al di fuori dell'articolazione.
      4. Fissare il giunto in paraformaldeide al 4% per 24-48 h a 4 °C. Decalcificare l'articolazione in una soluzione di acido formico al 10% per 3 giorni fino a quando il tessuto osseo può essere facilmente punzecchiato con un ago.
      5. Posizionare e tagliare il tessuto decalcificato nella cappa aspirante e trasferirlo in una scatola di disidratazione nella macchina di disidratazione. Aggiungere etanolo al 75% per 4 ore, poi etanolo al 90% per 2 ore, seguito da etanolo al 95% per 1 ora, etanolo assoluto per 30 min, un altro giro di etanolo assoluto fresco per 30 min, alcol benzene per 5-10 min, xilene per 5-10 min, un altro giro di xilene fresco per 5-10 min, cera per 1 h, un altro giro di cera fresca per 1 h, e giro finale di cera fresca per 1 h per la disidratazione e l'immersione in cera trasparente.
      6. Quindi, posizionare il tessuto nella macchina per l'inclusione. Tagliare il blocco di cera in fette di cera di 4 μm dopo che la paraffina si è solidificata e appiattire la fetta in acqua tiepida. Mettere la fetta su un vetrino e asciugarla. Conservare a temperatura ambiente.
      7. Osservare il campione di cartilagine e assegnargli un punteggio in base alla valutazione del grado di istopatologia della cartilagine OA (Tabella 1)23. Se il punteggio dei ratti dopo la modellazione è significativamente più alto di quello dei ratti normali, la modellazione ha avuto successo.

Tabella 1. Valutazione del grado istopatologico della cartilagine OA. Il grado è la progressione in profondità nella cartilagine. Punteggio totale = Grado x Messa in scena. 0 per le articolazioni normali, 24 per l'artrite grave. Clicca qui per scaricare questa tabella.

figure-protocol-1
Figura 1. Ratti immobilizzati nel gesso. Dopo che i ratti sono stati anestetizzati i loro arti inferiori destri sono stati avvolti con bende di gesso, fissati in posizione iperestesa e coperti con uno strato di materiali di base per protesi all'esterno. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

3. Manipolazione Tuina

  1. Campo di applicazione
    1. Selezionare un totale di 5 agopunti sull'arto posteriore destro dei ratti, tra cui ST34, ST35, SP10, EX-LE4 e BL40 (Figura 2). Individuare i punti di agopuntura secondo i principi del posizionamento dei punti di agopuntura in 24.
  2. Posizione per l'applicazione
    1. Tagliare un panno nero in un sacchetto di 9 cm x 15 cm con un'apertura laterale e serrare l'apertura con una corda. Prima della manipolazione del Tuina, tira delicatamente la coda del ratto per farlo scavare nel sacco ed esporre gli arti posteriori al di fuori del sacco.
    2. Usa una mano per mantenere il ratto in posizione prona, tenendogli la coda e la zampa posteriore, mentre l'altra mano applica la pressione e la manipolazione dell'impasto su un punto di agopuntura specifico (Figura 3).
  3. Manipolazione Tuina
    1. Azionare la pressione e la manipolazione dell'impasto sui 5 agopunti dell'arto posteriore destro per 2 minuti ciascuno. Posizionare il pollice dell'esecutore sul punto di agopuntura selezionato per eseguire la pressione ritmica e l'impastamento, guidando la pelle e il tessuto sottocutaneo insieme in un movimento circolare.
    2. Utilizzare le registrazioni della pressione delle dita (unità in Newton) per garantire un'intensità e una frequenza costanti della manipolazione. Mantenere l'intensità tra 3-5 N e la frequenza a 2 Hz (Figura 4). Applicare la manipolazione una volta al giorno per 21 giorni.

figure-protocol-2
Figura 2. Posizione dei punti di agopuntura. SP10 si trova 5 mm sopra l'articolazione interna del ginocchio nei ratti. ST34 si trova 5 mm sopra l'articolazione esterna del ginocchio nei ratti. EX-LE4 si trova nella parte mediale del legamento del ginocchio nei ratti. ST35 si trova nella parte laterale del legamento del ginocchio nei ratti. BL40 si trova nel punto medio della striscia poplitea trasversale. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-protocol-3
Figura 3. Manipolazione Tuina applicata sui ratti. I ratti erano tenuti in un sacco nero con gli arti posteriori scoperti. L'esecutore teneva la coda del topo con la mano sinistra mentre la mano destra eseguiva la manipolazione. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-protocol-4
Figura 4. Registrazioni della pressione delle dita. Un dispositivo che registra la forza e la frequenza della pressione delle dita viene utilizzato per un feedback in tempo reale sull'intensità e la frequenza nel processo di manipolazione del Tuina. (A) Sensore di pressione e apparecchiature di trasmissione. (B) Registrazioni della pressione delle dita. (C) La forza registrata durante la manipolazione Tuina. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

4. Test di comportamento al dolore

  1. Testare il comportamento del dolore prima e dopo la modellazione, e a 1 giorno dopo (D1), 7 giorni dopo (D7), 14 giorni dopo (D14) e 21 giorni dopo (D21) la manipolazione Tuina, inclusi i test di soglia di ritiro meccanico e di latenza di ritiro della zampa.
  2. Soglia di prelievo meccanico (MWT)
    1. Posiziona i ratti in un cubicolo di vetro temperato trasparente di 20 cm x 10 cm x 20 cm situato su un palco alto 40 cm costituito da un reticolo di filo con una dimensione di 10 mm x 10 mm di apertura. Mantenere la temperatura ambiente a 23 °C ± 2 °C.
    2. Sistemare i ratti nel laboratorio comportamentale per almeno 2 ore al giorno durante la fase di test comportamentale per evitare interferenze con i risultati del test a causa della mancanza di adattamento degli animali all'ambiente all'inizio del test formale. Posizionare i ratti nel laboratorio comportamentale per 30 minuti prima dell'inizio del test formale per facilitare il loro adattamento all'ambiente e ridurre i fattori di distrazione.
    3. Utilizzare fibre elettroniche di Von Frey per misurare l'MWT. Stimola il ratto con la fibra al centro del piede e ritira la fibra quando il ratto mostra movimenti evidenti come alzare la zampa ed evitare. La macchina può registrare automaticamente il valore di pressione massima (N) in questo momento.
    4. Iniziare la stimolazione successiva nello stesso ratto almeno 15 s dopo la stimolazione in corso. Non superare i 5 s durante ogni stimolazione per prevenire la sensibilizzazione agli stimoli tattili nelle zampe dei ratti. Ripetere il test 5 volte fino a quando la differenza tra le tre misurazioni consecutive è insignificante (entro 10 N).
    5. Cancellare i valori con grandi differenze (il massimo e il minimo) e prendere la media dei restanti tre valori come soglia di prelievo meccanico.
  3. Latenza di prelievo della zampa (PWL)
    1. Metti i ratti in un piccolo scomparto di vetro temperato trasparente delle dimensioni di 20 cm x 10 cm x 20 cm. Coprire la parte superiore dello scomparto con un coperchio in vetro trasparente con fori di ventilazione. Mantenere la temperatura della lastra di vetro trasparente a 28-30 °C, su cui è posto il vano.
    2. Sistemare i ratti in questo ambiente per almeno 30 minuti per acclimatarsi prima dell'inizio di ogni test formale. Se i ratti urinano o defecano nello scomparto, pulirlo con carta assorbente in tempo per evitare di compromettere il successivo trasferimento di calore della radiazione luminosa.
    3. Puntare il riflettore sul centro della zampa del topo e premere il pulsante Start . Premi il pulsante Stop quando il ratto mostra comportamenti evidenti come la retrazione del piede o il leccamento delle zampe e registra l'ora a questo punto. Il tempo di irradiazione del riflettore non deve superare i 20 s per evitare danni alla pelle del ratto.
    4. Eseguire l'irradiazione successiva sullo stesso ratto dopo almeno 10 minuti per prevenire la sensibilizzazione. Misura 5 volte su ogni ratto.
    5. Rimuovere i valori con grandi differenze (il valore massimo e il valore minimo). Prendi la media dei valori rimanenti come PWL.

5. Preparazione del campione

  1. Eseguire l'eutanasia sul topo come descritto in 2.3.2.1.
  2. Preparazione della membrana sinoviale
    1. Fissare il ratto in posizione supina con l'ago di una siringa su una tavola di gommapiuma con l'arto posteriore destro flesso nell'abduzione e nella rotazione esterna. Pizzica la pelle intorno all'articolazione del ginocchio con le forbici chirurgiche ed esponi i muscoli intorno all'articolazione del ginocchio dei ratti tagliando la pelle e poi tagliando la fascia sottocutanea.
    2. Prendi il legamento rotuleo come punto di riferimento per rimuovere i gruppi muscolari sopra il legamento rotuleo. Incidere con cura l'estremità del legamento rotuleo (in corrispondenza della tuberosità tibiale) e trovare la membrana sinoviale quando il legamento viene pizzicato verso l'alto dal basso.
    3. Tagliare con cura il tessuto sinoviale con forbici oftalmiche e lavare via il sangue e il liquido sinoviale con soluzione fisiologica preraffreddata. Fissare la membrana sinoviale in paraformaldeide al 4% per almeno 48 ore dopo aver assorbito l'acqua dalla superficie del tessuto con una garza pulita.
    4. Preparare il campione come indicato nei punti da 2.3.2.5 a 2.3.2.6. Eseguire l'assegnazione dei punteggi come nel passaggio 2.3.2.7.
  3. Esecuzione della colorazione con ematossilina ed eosina
    1. Decerare in acqua con xilene per 20 minuti, sostituire con un altro giro di xilene fresco per 20 minuti, quindi trattare con etanolo anidro per 5 minuti, sostituire con un altro giro di etanolo anidro fresco per 5 minuti, quindi aggiungere etanolo al 90% in volume per 5 minuti, etanolo all'80% in volume per 5 minuti, etanolo al 70% in volume per 5 minuti, etanolo al 70% in volume per 5 minuti, e infine acqua distillata per 5 min.
    2. Immergere il vetrino in una soluzione colorante con ematossilina per 3-8 minuti. Rimuovere il vetrino e risciacquare la macchia con acqua distillata. Spostarlo nel fluido di differenziazione (alcol acido cloridrico all'1%) per quasi 30 s, in modo che il vetrino sbiadisca in blu pallido. Sciacquare con acqua distillata e immergerlo in una soluzione colorante di eosina per 1-3 minuti.
    3. Disidratare il vetrino con una frazione volumetrica di etanolo al 95% per 5 minuti, sostituirlo con un altro ciclo di etanolo fresco al 95% per 5 minuti, seguito da etanolo anidro per 5 minuti, sostituire con un altro ciclo di etanolo anidro fresco per 5 minuti.
    4. Rendi trasparente il vetrino aggiungendo xilene per 5 minuti, sostituiscilo con un altro giro di xilene fresco per 5 minuti, quindi sigillalo con resina neutra.
  4. Marcatura terminale-deossinucleotidiltransferasi-mediata da nick end (TUNEL) sulla cartilagine
    1. Disidratare il campione di cartilagine in etanolo anidro, etanolo al 90%, etanolo all'85% ed etanolo al 75% fino al completamento dell'idratazione della deparaffinazione. Immergere in PBS per 5 min. Aggiungere il 3%di H 2 O2 goccia a goccia per 10 min.
    2. Aggiungere la soluzione di lavoro della proteinasi K goccia a goccia e digerire a 37 °C per 10 min. Aggiungere 20 μL di tampone di etichettatura per fetta per mantenerla umida e scuotere il liquido in eccesso dopo aver preparato la soluzione di lavoro. Aggiungere 20 μL di soluzione di lavoro a ciascun vetrino e incubare per 2 ore a 37 °C in una scatola umida.
    3. Aggiungere 50 μL della soluzione di chiusura goccia a goccia e chiudere per 30 min. Aggiungere quindi 50 μL di anticorpo anti-digossina biotinilato diluito (diluizione 1:100) goccia a goccia e incubare a 37 °C per 2 ore in una scatola umida. Aggiungere 10 μL di diluente per anticorpi SABC (diluizione 1:100) goccia a goccia e incubare a 37 °C per 2 ore in una scatola umida.
    4. Aggiungere la soluzione di sviluppo del colore DAB (50 μL ciascuno dei reagenti A, B e C in 1000 μL di acqua distillata) goccia a goccia per 10-15 minuti. Lo sviluppo del colore si completa quando è granulare giallo-brunastro.
    5. Ripetere la colorazione con ematossilina per 3 s. Dopo la disidratazione a gradiente e il trattamento trasparente, asciugare a temperatura ambiente e sigillare accuratamente il vetrino con gomma neutra. Prestare attenzione per evitare di lasciare bolle e colla traboccante.
  5. Analisi immunoistochimica di IL-1β e TNF-α
    1. Decerare regolarmente i vetrini in xilene e idratarli in alcool a gradiente. Inattivare la perossidasi endogena nelle sezioni con il 3% di H2 O2 . Porre il portavetrini in un tampone citrato a 95 °C (pH 6,0) e incubare a bagnomaria a una temperatura superiore a 95 °C per oltre 20 minuti. Estrarre la scatola di incubazione e lasciarla a temperatura ambiente per almeno 20 min.
    2. Incubare il siero di capra normale al 5% con PBS per 10 minuti a 37 °C e scuotere il liquido in eccesso. Aggiungere 150 μL di anticorpo I goccia a goccia e lasciare riposare a 37 °C per 1 ora, quindi conservare per una notte a 4 °C. Il giorno successivo, riscaldare a 37 °C per 45 min.
    3. Lavare 3 volte con PBS per 5 minuti ciascuna. Coprire il tessuto sul vetrino con BSA al 3% e sigillarlo a 37 °C per 30 min. Aggiungere 150 μL di anticorpo II goccia a goccia e lasciare riposare a temperatura ambiente per 1 ora. Lavare 3 volte con PBS per 5 minuti ciascuno e aggiungere 150 pL di liquido di sviluppo del colore DAB goccia a goccia. Osservare il grado di colorazione al microscopio fino a quando il campione diventa giallo-brunastro anche ad occhio nudo.
    4. Risciacquare immediatamente con PBS per 10 min. Colorare nuovamente con ematossilina, disidratare in alcool gradiente, rendere trasparenti i vetrini in xilene e sigillare con gomma neutra.
  6. Analisi statistica
    1. Le sezioni colorate immunoistochimicamente con espressione positiva della proteina associata sono gialle o giallo-brunastre. Assegnare un punteggio all'intensità dell'espressione positiva mediante il software Image J per ciascun gruppo di sezioni immunoistochimiche e utilizzare i criteri di valutazione della densità ottica media (AOD), calcolata per IOD divisa per area.
    2. Utilizzare un software di analisi per l'analisi statistica. Utilizzare il test t se i dati sono conformi alla distribuzione normale e al chi-quadrato e utilizzare il test non parametrico se non sono conformi alla distribuzione normale. Analizza i dati di misurazione ripetuti mediante equazioni di stima generalizzate.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Test di comportamento al dolore
I risultati dell'MWT hanno mostrato che l'MWT dell'arto posteriore destro dopo la modellazione era significativamente inferiore rispetto a prima (p<0,05). Rispetto al gruppo di controllo, il MWT dei ratti è stato significativamente elevato dopo Tuina (p<0,05; Figura 5 e Tabella 2).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Questo studio fornisce un protocollo per la manipolazione Tuina sui ratti KOA. Attraverso test di comportamento al dolore e risultati istomorfologici, ha suggerito che una tale serie di manipolazioni Tuina applicate ai ratti KOA potrebbe ridurre l'infiammazione sinoviale e l'apoptosi cartilaginea, che potrebbe essere un riferimento della manipolazione Tuina su modelli animali di KOA.

Ci sono diverse procedure critiche durante il protocollo. Innanzitutto, è importante scegliere un metodo approp...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere interessi concorrenti.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dal progetto di costruzione delle specialità cliniche critiche di Shanghai (numero di sovvenzione: Shslczdzk04001); il programma di vela della Commissione per la scienza e la tecnologia di Shanghai (numero di sovvenzione: 22YF1444300); Progetti all'interno del budget dell'Università di Medicina Tradizionale Cinese di Shanghai (numero di sovvenzione: 2021LK091).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
etanolo assolutoSupelcoPHR1070Per la realizzazione di campioni
ALMEMO apparecchio di misurazioneahlborn2450-1Per il test di soglia di prelievo meccanico
Anticorpo anti-digossinaSigma-AldrichSAB4200669Per la colorazione HE IHC o TUNEL
Anti-IL-1 betaabcamab283818Per la colorazione HE IHC o TUNEL
DAB Kit substratoSolarbioDA1010Per la colorazione HE IHC o TUNEL
Materiali di base per protesi dentarieShanghai New Century20000356Per modellismo
biopalude eosina PAB180016 Per HE colorante IHC o TUNEL
Registrazioni della pressione delle ditaSuzhou Changxian Optoelectronic TechnologyCX1003wPer la manipolazione di Tuina
soluzione di acido formicoSigma-Aldrich695076Per la decalcificazione
H2O2Sigma-Aldrich386790-MPer la colorazione HE IHC o la
biopaludedell'ematossilinaPAB180015Per la colorazione HE IHC o TUNEL
IsofluraneShanghai Yuyan Scientific Instrument CompanyS10010533anestesia gassosa
bioswamp PAB180017Per la colorazione HE IHC o TUNEL
Soluzione di fissaggio della paraformaldeideSigma-Aldrich100496Per istologia
PBS Sigma-AldrichP3813Per la colorazione HE IHC o TUNEL
Plantar Test ApparatusIITC Life Science/Per il ritiro della zampa
Cerotto di latenza della benda di ParigiWANDE20150023Per la modellistica
Proteinasi KSigma-Aldrich124568Per la colorazione HE IHC o TUNEL
TNF Anticorpo monoclonale alfaProteintech60291-1-IgPer la colorazione HE IHC o TUNEL
TUNEL ServicebioGDP1042Per la colorazione IHC o la
ceraSigma-Aldrich327204Per la realizzazione di campioni
xileneShanghai Sinopharm Group100092Per la realizzazione di campioni
TUNEL Per le resine neutre per TUNEL di

Riferimenti

  1. Joint Surgery Group of Chinese Orthopaedic Association, Chinese Association of Orthopaedic Surgeons, National Clinical Research Center for Geriatric Diseases, Chinese Journal of Orthopaedics. Chinese Osteoarthritis Treatment Guidelines (2021 Edition). Chinese Journal of Orthopaedics. 41 (18), 24(2021).
  2. David, S., et al. Epidemiology of knee osteoarthritis in general practice: a registry-based study. BMJ Open. 10 (1), 031734(2020).
  3. Callahan, L. F., Cleveland, R. J., Allen, K. D., Golightly, Y. Racial/Ethnic, Socioeconomic, and Geographic Disparities in the Epidemiology of Knee and Hip Osteoarthritis. Rheumatic Disease Clinics of North America. 47 (1), 1-20 (2021).
  4. Wang, K., Dong, X., Lin, J. H. Investigation of Medical Costs of Disease In Patients With Osteoarthritis of the Knee Joint. National Medical Journal of China. 97 (1), 4(2017).
  5. Perlman, A., et al. Efficacy and Safety of Massage for Osteoarthritis of the Knee: a Randomized Clinical Trial. Journal of General Internal Medicine. 34 (3), 379-386 (2019).
  6. Xing, H., et al. Therapeutic massage for knee osteoarthritis: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Journal of Acupuncture and Tuina Science. 19 (5), 354-363 (2021).
  7. Seo, B. R., et al. Skeletal muscle regeneration with robotic actuation-mediated clearance of neutrophils. Science translational medicine. 13 (614), (2021).
  8. Wu, J. H., Zhang, C., Dong, S. J., Yin, H. Effects of Massage with #34;Relaxing Tendons" Technique on the Interleukin-1B and 5-hydroxytryptamine Levels in the Joint Fluid of a Rabbit Knee Osteoarthritis Model. Chinese General Practice. 21 (6), 688-693 (2018).
  9. Luo, R. The effects of IL-1B,IL-6,IL-13,IL-26,TNF-a by patellar manipulations on rabbit knee osteoarthritis model. Guangxi University of Traditional Chinese Medicine. , (2017).
  10. Qiu, F., Li, C., Wu, X., Liu, Y., Zhang, X. Effect of Massage on the Function of Foot-Yangming Meridian-Muscle in Patients with Knee Osteoarthritis. Acta Chinese Medicine. 36 (3), 649-655 (2021).
  11. Yang, B., Li, S. Research Progress of Massage in Improving Biomechanical Indexes of Knee Osteoarthritis. Acta Chinese Medicine. 37 (12), 2571-2576 (2022).
  12. Li, C., Qiu, F., Ding, J., Hu, G., Zhang, X. Curative Observation of Retaining of Heated Needle at Trigger Points Combined with Manipulation for Muscles along Meridians in Treating Knee Osteoarthritis. Journal of Guangzhou University of Traditional Chinese Medicine. 37 (11), 2157-2162 (2020).
  13. Ding, X., Zhang, X., Hou, Y., Zhao, Z., Ye, X. Effect of massage manipulation on joint stiffness of knee osteoarthritis patients based on "spine-pelvis-knee" holistic diagnosis and treatment pattern. Shanghai Journal of Traditional Chinese Medicine. 55 (08), 54-57 (2021).
  14. Fu, Y., Gong, L., Li, Y. The clinical studies of Rolling combined with Pulling Manipulation on Early and Middle-term. Jilin Journal of Chinese Medicine. 40 (07), 958-962 (2020).
  15. Jiang, J., Hu, X., Tang, R., Qiu, F., Huang, L. Change of lower limb force line in treating knee osteoarthritis with manipulation. Journal of Changchun University of Chinese Medicine. 34 (01), 129-132 (2018).
  16. Liang, Y., et al. Some issues on animal experiments standardization of acupuncture and moxibustion. Lishizhen Medicine and Materia Medica Research. 25 (09), 2299-2300 (2014).
  17. Guo, Y., Liu, Y., Liu, Q., Chen, Z., Zhao, X. Basic System of Chinese Acupuncture Standard. Chinese Acupuncture & Moxibustion. 31 (6), 549-550 (2011).
  18. YAN, X., Yan, J. Study on the Standardization of Classification of Tuina Manipulation. Acta Chinese Medicine. 32 (5), 875-878 (2017).
  19. Aikebaier, G., Lu, X., Liu, J., Liu, l, Wang, S. Analysis on Manipulation and Acupoint Selection Laws of Massage for Treatment of Knee Osteoarthritis Based on Data Mining Technology. Chinese Journal of Information on Traditional Chinese Medicine. 29 (5), 23-29 (2022).
  20. Gong, L., Wuquan, S., Zhang, H., Chen, Z. Research of Yan Juntao's Academic Experiences of Differential Treatment and Manipulation for Treating of Knee Osteoarthritis. Chinese Journal of Traditional Medical Traumatology & Orthopedics. 24 (7), 16-19 (2016).
  21. Qian, J., Xing, X., Liang, J. Two Methods to Establish Rat Model of Osteoarthritis of the Knee. Research and Exploration in Laboratory. 33 (11), 23-27 (2014).
  22. Liu, J., et al. Experimental study of a modified Videman method for replicating knee osteoarthritis on rabbit. Rehabilitation Medicine. 30 (03), 212-219 (2020).
  23. Moskowitz, R. W. Osteoarthritis cartilage histopathology: grading and staging. Osteoarthritis and Cartilage. 14 (1), 1-2 (2005).
  24. Shen, M., Li, Z., Shen, J. Preliminary Exploration of Experiment Teaching on Experiment Acupuncture Science. Chinese Medicine Modern Distance Education of China. 7 (02), 130-131 (2009).
  25. Jeong, J., et al. Anti-osteoarthritic effects of ChondroT in a rat model of collagenase-induced osteoarthritis. BMC complementary and alternative medicine. 18 (1), 131(2018).
  26. Hulth, A., Lindberg, L., Telhag, H. Experimental osteoarthritis in rabbits. Preliminary report. Acta orthopaedica Scandinavica. 41 (5), 522-530 (1970).
  27. Tawonsawatruk, T., Sriwatananukulkit, O., Himakhun, W., Hemstapat, W. Comparison of pain behaviour and osteoarthritis progression between anterior cruciate ligament transection and osteochondral injury in rat models. Bone & Joint Research. 7 (3), 244-251 (2018).
  28. Zhou, Q., et al. Cartilage matrix changes in contralateral mobile knees in a rabbit model of osteoarthritis induced by immobilization. BMC musculoskeletal disorders. 16, 224(2015).
  29. Zeng, J., et al. Establishment and identification of experimental rabbit model of knee osteoarthritis. Chinese Journal of Clinical Research. 29 (5), 679-682 (2016).
  30. Shang, P., et al. Comparison with two kind osteoarthritis animal models reduced by plaster immobilization in extend excessive position and bend excessive position respectively. Orthopaedic Biomechanics Materials and Clinical Study. (1), 11-14 (2006).
  31. He, Y., et al. Evaluation of the effect of improved cast immobilization method on rabbit knee osteoarthritis model. Chinese Imaging Journal of Integrated Traditional and Western Medicine. 18 (2), 198-219 (2020).
  32. Pengfei, S., et al. Possible mechanism underlying analgesic effect of Tuina in rats may involve piezo mechanosensitive channels within dorsal root ganglia axon. Journal of Traditional Chinese Medicine. 38 (6), 834-841 (2018).
  33. Wang, Y. Mechanisms of Massage Mediating Chondrocyte Apoptosis in Knee Osteoarthritis Through Piezo 1/JAK2 Signaling Pathway. Shandong University of Traditional Chinese Medicine. , (2019).
  34. Liu, J. Effect of Massage on TLR4/MyD88 Signal Transduction Pathway in Rat Knee Osteoarthritis Model. Guangzhou University of Traditional Chinese Medicine. , (2019).
  35. Yu, S., Zhou, J., Pang, X. Advances in induced animal models of knee osteoarthritis. Journal of Guangxi University of Chinese Medicine. 25 (5), 50-55 (2022).
  36. Tan, Q., et al. Acupuncture combined with moxibustion regulates the expression of circadian clock protein in the synovium of rats with osteoarthritis. Chinese Journal of Tissue Engineering Research. 26 (11), 1714-1719 (2022).
  37. Zhang, Z., et al. A Review of Massage Therapy for Knee Osteoarthritis. Henan Traditional Chinese Medicine. 39 (1), 146-149 (2019).
  38. Gong, L., Sun, W., Zhang, H., Chen, Z. Research of Yan Juntao's Academic Experiences of Differential Treatment and Manipulation for Treating of Knee Osteoarthritis. Chinese Journal of Traditional Medical Traumatology & Orthopedics. 24 (7), 16-19 (2016).
  39. Chen, C., Zhang, H. Research on the rules of acupoint selection for the treatment of knee osteoarthritis with massage based on data mining. Hainan Medical Journal. 29 (18), 2617-2619 (2018).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Infiammazione sinovialeTest del comportamento dolorosoPosizionamento dei punti di agopunturaApoptosi dei condrocitiTrasduzione del segnale meccanicoMetodo di pressione e impastamentoImmobilizzazione del ratto
Manipolazione del tuina per ridurre l'infiammazione e la perdita di cartilagine nei ratti affetti da osteoartrite del ginocchio
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.