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Articolo metodologico

"Avatar", un ciclo di lavoro ex vivo modificato che utilizza la tensione e l'attivazione in vivo

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⸱

DOI:

10.3791/65610

⸱

18 agosto 2023

 , 
1Northern Arizona University

In questo articolo

Sommario

Questo articolo descrive in dettaglio la metodologia per emulare la produzione di forza muscolare in vivo durante esperimenti di ciclo di lavoro ex vivo utilizzando un muscolo "avatar" di un roditore di laboratorio per valutare i contributi dei transitori di deformazione e l'attivazione alla risposta della forza muscolare.

Abstract

I comportamenti di movimento sono caratteristiche emergenti dei sistemi dinamici che derivano dalla produzione di forza muscolare e dall'output di lavoro. L'interazione tra sistemi neurali e meccanici avviene contemporaneamente a tutti i livelli dell'organizzazione biologica, dalla regolazione delle proprietà muscolari delle gambe durante la corsa alla dinamica degli arti che interagiscono con il suolo. Comprendere le condizioni in cui gli animali spostano le loro strategie di controllo neurale verso la meccanica muscolare intrinseca ("preflessi") nella gerarchia di controllo consentirebbe ai modelli muscolari di prevedere la forza muscolare in vivo e lavorare in modo più accurato. Per comprendere la meccanica muscolare in vivo, è necessario studiare ex vivo la forza muscolare e lavorare in condizioni di sforzo e carico dinamicamente variabili simili alla locomozione in vivo. Le traiettorie di deformazione in vivo mostrano tipicamente cambiamenti bruschi (cioè transitori di deformazione e velocità) che derivano da interazioni tra attivazione neurale, cinematica muscoloscheletrica e carichi applicati dall'ambiente. L'obiettivo principale della nostra tecnica "avatar" è quello di studiare come funzionano i muscoli durante bruschi cambiamenti nella velocità di deformazione e nel carico, quando il contributo delle proprietà meccaniche intrinseche alla produzione di forza muscolare può essere più alto. Nella tecnica "avatar", l'approccio tradizionale del ciclo di lavoro viene modificato utilizzando traiettorie di deformazione misurate in vivo e segnali elettromiografici (EMG) dagli animali durante i movimenti dinamici per guidare i muscoli ex vivo attraverso più cicli di allungamento-accorciamento. Questo approccio è simile alla tecnica del ciclo di lavoro, tranne per il fatto che le traiettorie di deformazione in vivo sono scalate in modo appropriato e imposte ai muscoli del topo ex vivo collegati a un servomotore. Questa tecnica consente di: (1) emulare in vivo i modelli di deformazione, attivazione, frequenza del passo e ciclo di lavoro; (2) variare questi modelli per abbinare le risposte della forza in vivo nel modo più accurato; e (3) variare le caratteristiche specifiche della deformazione e/o dell'attivazione in combinazioni controllate per testare ipotesi meccanicistiche.

Introduzione

Gli animali in movimento raggiungono impressionanti imprese atletiche di resistenza, velocità e agilità in ambienti complessi. La locomozione animale è particolarmente impressionante in contrasto con le macchine progettate dall'uomo: la stabilità e l'agilità dei robot, delle protesi e degli esoscheletri con le zampe attuali rimangono scarse rispetto agli animali. La locomozione a zampe in terreni naturali richiede un controllo preciso e regolazioni rapide per modificare la velocità e manovrare le caratteristiche ambientali che agiscono come perturbazioni impreviste1,2,3,4. Tuttavia, comprendere la locomozione non stazionaria è intrinsecamente impegnativo perché le dinamiche dipendono da complesse interazioni tra l'ambiente fisico, la meccanica muscoloscheletrica e il controllo sensomotorio1,2. La locomozione con le gambe richiede la risposta a perturbazioni impreviste con una rapida elaborazione multimodale delle informazioni sensoriali e l'attuazione coordinata di arti e articolazioni1,5. In definitiva, il movimento è reso possibile dai muscoli che producono forza attraverso le proprietà meccaniche intrinseche del sistema muscolo-scheletrico e dal controllo neurale1,5,6,7. Una questione in sospeso della neuromeccanica è come questi fattori interagiscono per produrre un movimento coordinato in risposta a perturbazioni inaspettate. La seguente tecnica utilizza la risposta meccanica intrinseca del muscolo alla deformazione utilizzando traiettorie di deformazione in vivo durante esperimenti ex vivo controllabili con un muscolo "avatar".

La tecnica del ciclo di lavoro muscolare ha fornito un quadro importante per comprendere la meccanica muscolare intrinseca durante i movimenti ciclici8,9,10. La tradizionale tecnica del ciclo di lavoro guida i muscoli attraverso traiettorie di deformazione predefinite, tipicamente sinusoidali, utilizzando frequenze e modelli di attivazione misurati durante gli esperimenti in vivo2,8,9,11. L'utilizzo di traiettorie di lunghezza sinusoidale può stimare realisticamente il lavoro e la potenza erogata durante il volo12 e il nuoto2 in condizioni in cui gli animali non subiscono rapidi cambiamenti nelle traiettorie di deformazione a causa dell'interazione con l'ambiente e la cinematica muscoloscheletrica. Tuttavia, le traiettorie di deformazione muscolare in vivo durante la locomozione con le gambe derivano dinamicamente dalle interazioni tra l'attivazione neurale, la cinematica muscoloscheletrica e i carichi applicati dall'ambiente5,7,13,14. È necessaria una tecnica di ciclo di lavoro più realistica per emulare i carichi, le traiettorie di deformazione e la produzione di forza che corrisponda alla dinamica muscolo-tendinea in vivo e fornisca informazioni su come la meccanica muscolare intrinseca e il controllo neurale interagiscono per produrre un movimento coordinato di fronte alle perturbazioni.

Qui, presentiamo un nuovo modo per emulare le forze muscolari in vivo durante la locomozione su tapis roulant utilizzando un muscolo "avatar" di un roditore da laboratorio durante esperimenti controllati ex vivo con traiettorie di deformazione in vivo che rappresentano carichi in vivo variabili nel tempo. Utilizzando le traiettorie di deformazione misurate in vivo da un muscolo bersaglio su muscoli di un animale da laboratorio durante esperimenti controllati ex vivo, si emuleranno i carichi sperimentati durante la locomozione. Negli esperimenti qui descritti, il muscolo estensore lungo delle dita (EDL) ex vivo del topo viene utilizzato come "avatar" per il muscolo gastrocnemio mediale (MG) di ratto in vivo durante la deambulazione, il trotto e il galoppo su un tapis roulant13. Questo approccio è simile alla tecnica del ciclo di lavoro, tranne per il fatto che le traiettorie di deformazione in vivo sono scalate in modo appropriato e imposte ai muscoli del topo ex vivo collegati a un servomotore. Sebbene i muscoli EDL del topo differiscano per dimensioni, tipo di fibre e architettura rispetto al MG di ratto, è possibile controllare queste differenze. La tecnica "avatar" consente di: (1) emulare in vivo i modelli di deformazione, attivazione, frequenza di falcata e ciclo di lavoro; (2) variare questi modelli per abbinare le risposte della forza in vivo nel modo più accurato; e (3) variare le caratteristiche specifiche della deformazione e/o dell'attivazione in combinazioni controllate per testare ipotesi meccanicistiche.

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Protocollo

Tutti gli studi sugli animali sono stati approvati dal Comitato istituzionale per la cura e l'uso degli animali presso la Northern Arizona University. Per il presente studio sono stati utilizzati muscoli estensori digitali brevi (EDL) di topi di sesso maschile e femminile di tipo selvatico (ceppo B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J), di età compresa tra 60 e 280 giorni. Gli animali sono stati ottenuti da una fonte commerciale (vedere la Tabella dei materiali) e allevati in un allevamento presso la Northern Arizona University.

1. Selezione della traiettoria del ceppo in vivo e preparazione per l'uso durante esperimenti ex vivo con il ciclo di lavoro

NOTA: In questo protocollo, misurazioni precedenti relative alla locomozione dinamica in vivo, fornite direttamente agli autori (Nicolai Konow, UMass Lowell, comunicazione personale), sono state utilizzate in esperimenti ex vivo. I dati originali sono stati raccolti per Wakeling et al.15. Per replicare il protocollo sono necessari dati temporali, di lunghezza o deformazione, di EMG/attivazione e di forza.

  1. Dividere l'intero esperimento in vivo in singole falcate utilizzando qualsiasi piattaforma di programmazione (codice MATLab fornito nel File di Codice Supplementare 1).
    1. Tracciare le variazioni di lunghezza in funzione del tempo per l'intero esperimento in vivo. Questo grafico serve a visualizzare le singole falcate (da appoggio a appoggio) e a valutare la variabilità tra le falcate (Figura 1).
    2. Calcolare la deformazione (strain) per l'intero esperimento (Lunghezza (L) / Lunghezza Isometrica Massima alla Forza Ottimale L0).
    3. Selezionare una falcata rappresentativa di tutte le falcate all'interno dell'esperimento, che inizi e termini a lunghezze simili. Questa selezione può essere effettuata visivamente sovrapponendo i grafici delle lunghezze per confrontare ciascuna falcata.
    4. Dopo aver selezionato una falcata rappresentativa, estrarre i dati di deformazione, EMG/attivazione e forza dall'intero esperimento utilizzando qualsiasi piattaforma di programmazione (vedere File di Codice Supplementare 1 per i codici utilizzati in MATLab16).
    5. Se la frequenza di campionamento differisce per deformazione, EMG/attivazione o forza, interpolare i punti dati in modo che tutti siano campionati alla stessa frequenza.
      NOTA: I ricercatori possono determinare la frequenza di acquisizione in base agli intervalli temporali tra ciascun punto campionato nell'intero esperimento. Se le variabili sono acquisite alla stessa frequenza, i tempi di campionamento saranno identici.
  2. Calcolare la frequenza delle falcate segmentate.
    1. Calcolare la frequenza determinando la durata di una falcata segmentata in secondi e dividendo 1 (secondo) per la durata (1/durata = numero di falcate al secondo).
    2. Determinare manualmente quanti punti dati devono essere acquisiti negli esperimenti ex vivo per corrispondere alla frequenza.
    3. Calcolare il tempo necessario per due falcate. Ripetere le falcate almeno una volta per stimare l'errore di misurazione all'interno del muscolo, che sarà necessario per l'analisi statistica successiva.
  3. Determinare la fase di stimolazione rispetto all'input di deformazione utilizzando l'attività EMG misurata per stabilire l'inizio e la durata della stimolazione nei cicli di lavoro ex vivo. Può essere utilizzata qualsiasi piattaforma di programmazione (vedere File di Codice Supplementare 1 per il codice usato in questo studio).
    1. Visualizzare il segnale EMG sullo stesso intervallo dell'asse x (tempo) della variazione di deformazione (Figura 1). Amplificare il segnale EMG in modo che sia visibile; ciò può essere fatto moltiplicando il segnale EMG per un numero arbitrario, riscalando la deformazione e l'EMG sulla stessa scala e/o aggiungendo il segnale EMG al grafico della deformazione.
      NOTA: Gli autori hanno riscalato deformazione ed EMG sulla stessa scala utilizzando la funzione "rescale" in MATLab (vedere Figura Supplementare 1).
    2. Individuare l'inizio e la fine dell'attività EMG, indicati da un cambiamento di intensità pari a due deviazioni standard17,18.
      NOTA: A seconda dell'animale e del muscolo, l'inizio dell'EMG potrebbe o meno corrispondere al contatto del piede (Monica Daley, UC Irvine, comunicazione personale) (vedere sezione Discussione).
    3. Calcolare la percentuale del ciclo di deformazione (ad esempio, 40%) in cui avviene l'inizio dell'attivazione EMG e per quanto tempo durerà la stimolazione (ad esempio, 222 ms).
      NOTA: I ricercatori dovranno considerare un ritardo di accoppiamento eccitazione-contrazione (ECC) che differisce tra il movimento in vivo e i cicli di lavoro ex vivo, e che può variare per ogni animale e muscolo (ad esempio, ECC in vivo è 24,5 ms per il muscolo gastrocnemio del ratto, ECC ex vivo è ~5 ms per il muscolo EDL del topo).
  4. Preparare input di deformazione rappresentativi per il programma del ciclo di lavoro. Qualsiasi programma in grado di registrare l'output di forza con input per deformazione e stimolazione può essere utilizzato per il programma del ciclo di lavoro (vedere sezione Discussione).
    1. Prendere la falcata selezionata e interpolare al numero appropriato di punti necessari per acquisire il passo alla frequenza in vivo per due cicli (vedere punto 1.2).
    2. Riscalare la falcata in modo che inizi e termini a "deformazione zero" (ad esempio, L0 o 95% L0) dopo un allungamento predeterminato (vedere punto 3.3).
    3. "Scalare" la falcata selezionata, se necessario, per utilizzarla come input per le variazioni di deformazione nel muscolo EDL del topo (vedere sezione Discussione). Per scalare, scegliere un'escursione di lunghezza a cui il muscolo EDL del topo può essere allungato senza danni (ad esempio, di solito allunghiamo il muscolo EDL del topo del 10% di L0, indipendentemente dalla specie in vivo). Questo valore potrebbe dover essere modificato in base ai risultati preliminari (vedere punto 3.3).

Dati sulla contrazione del muscolo cardiaco; grafico lunghezza vs. tempo che mostra schemi di movimento ciclici.
Figura 1: Lunghezza nel tempo dell'intero tracciato in vivo. Lunghezza (mm) riportata in funzione del tempo del MG del ratto. Le falcate sono delimitate da cerchi, dalla lunghezza minima alla lunghezza minima successiva, considerate come singola falcata. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

2. Valutazione della forza isometrica massima del muscolo del topo ex vivo

  1. Preparare l'apparecchiatura e l'intervento chirurgico.
    NOTA: Vedere la sezione Discussione per una spiegazione dell'apparecchiatura necessaria per il ciclo di lavoro ex vivo.
    1. Preparare un bagno per tessuti-organi inserendo la valvola a spillo oxytube nel bagno per tessuti con giacca d'acqua (vedere Tabella dei Materiali). Collegare l'oxytube a una bombola di gas con 95% O2-5% CO2. Consentire una pressione di 20 psi per riempire il bagno per tessuti con giacca d'acqua.
    2. Preparare l'area chirurgica collegando un'altra ossitubo dalla linea del gas a un bicchiere da cristallizzazione riempito con soluzione di Krebs-Henseleit (passaggio 2.1.3) vicino all'area chirurgica. Questo sarà utilizzato per mantenere i muscoli aerati e idratati durante e dopo gli interventi chirurgici.
      NOTA: I muscoli possono anche essere conservati in questa soluzione aerata fino a 4 ore, se più di un muscolo viene prelevato contemporaneamente dal topo.
    3. Preparare 1 L di soluzione di Krebs-Henseleit contenente (in mmol l-1): NaCl (118); KCl (4,75); MgSO4 (1,18); KH2PO4 (1,18); CaCl2 (2,54); e glucosio (10,0) a temperatura ambiente e pH 7,4 utilizzando HCl e NaOH (vedere Tabella dei Materiali). Durante la manipolazione di HCl e NaOH, indossare i dispositivi di protezione individuale (DPI) appropriati, come occhiali e guanti.
    4. Riempire il bagno con soluzione di Krebs-Henseleit a temperatura ambiente e pH 7,4. Immergere completamente il muscolo e l'uncino nella soluzione.
    5. Accendere tutti gli apparecchi: sistema di leva muscolare duale, stimolatore e interfaccia del segnale (scheda DAQ) (vedere Tabella dei Materiali).
  2. Dissezione del muscolo EDL.
    1. Anestetizzare profondamente il topo e quindi eseguire l'eutanasia mediante dislocazione cervicale. Posizionare il topo in posizione laterale destra o sinistra con l'arto posteriore superiore disteso e le dita dei piedi a contatto con la tavola di dissezione. Rimuovere il pelo dalla caviglia fino al di sopra dell'articolazione del ginocchio.
    2. Sollevare la pelle con le pinzette e tagliare dall'articolazione della caviglia fino all'area dell'anca. Una volta esposto il muscolo, tagliare intorno alla caviglia come un "orlo" di pantaloni. Sollevare la pelle per esporre più chiaramente i muscoli della gamba.
    3. Individuare la linea fasciale che separa il tibiale anteriore (TA) e il gastrocnemio, separandoli con forbici da dissezione per esporre i tendini del ginocchio. Posizionare le forbici da dissezione tra i due tendini del ginocchio esposti. Le forbici "afferreranno" una tasca appena sotto i tendini del ginocchio esposti. Eseguire una dissezione ottusa della "tasca" tirando le forbici lontano dalla gamba fino a raggiungere la caviglia per esporre l'EDL.
    4. Utilizzando un nodo a cappio preannodato in sutura chirurgica in seta taglia 4-0 (vedere Tabella dei Materiali), passare un'estremità della sutura sotto il tendine più vicino al ginocchio. Fare un nodo quadruplo doppio sopra la giunzione muscolo-tendinea prossimale senza posizionarlo sul muscolo né includere il tendine. Tagliare al di sopra del nodo. Tirare delicatamente il cappio legato al tendine ed il muscolo EDL emergerà dalla "tasca".
    5. Fissare con nastro adesivo il cappio nell'area di dissezione per creare tensione nell'EDL. Fare un nodo quadruplo doppio utilizzando un altro cappio preannodato alla giunzione muscolo-tendinea distale senza posizionarlo sul muscolo né includere il tendine. Tagliare il nodo dal lato più vicino alla gamba per rimuovere l'intero EDL dal topo. Rimuovere la sutura in eccesso dai nodi quadrupli doppi sui lati prossimale e distale del muscolo e posizionare il muscolo nel bagno aerato vicino all'area chirurgica.
      NOTA: Assicurarsi di annotare quale lato è prossimale e/o distale se si posiziona il muscolo in un bagno aerato.
    6. Per posizionarlo sul sistema di leva del servomotore, fissare l'EDL verticalmente tra elettrodi in platino sospesi. Collegare il nodo del cappio distale all'uncino fisso e collegare il nodo del cappio prossimale all'uncino collegato al braccio del servomotore. Alzare il bagno per tessuti per immergere il muscolo nella soluzione di Krebs-Henseleit aerata.
      NOTA: L'aerazione non dovrebbe disturbare il muscolo quando è immerso. In caso contrario, ridurre la pressione del gas. Lasciare che il muscolo si equilibri per 10 minuti prima di iniziare la stimolazione.
  3. Misurare la forza isometrica massima del muscolo EDL.
    NOTA: Fare riferimento alla Tabella 1 per il protocollo su come misurare la forza isometrica massima utilizzando il singolo scatto (twitch) e la tetano. Vedere la Figura Supplementare 1 per un'illustrazione del programma utilizzato dagli autori.
    1. Stimolare il muscolo con un singolo scatto sovramassimale per assicurarsi che il muscolo non sia stato danneggiato durante l'intervento chirurgico (80 V, 1 pps, 1 ms; Tabella 1; vedere Figura Supplementare 2). Se non si è verificato alcun danno, utilizzare la manopola della lunghezza del sistema di leva muscolare per trovare una lunghezza del muscolo utilizzando la stimolazione a singolo scatto in cui la tensione attiva è ~1 V / 0,1271 N con una tensione passiva inferiore a ~0,1 V / 0,01271 N.
    2. Registrare la lunghezza iniziale del muscolo da nodo di sutura a nodo di sutura in Volt e millimetri. Inserire le misurazioni nella sezione di calibrazione del programma per la lunghezza iniziale (vedere Figura Supplementare 1).
    3. Trovare la forza isometrica massima a singolo scatto sovramassimale alla lunghezza ottimale (L0) dell'EDL (Tabella 1). Non è tecnicamente necessario un periodo di riposo, ma attendere 1 minuto tra una stimolazione e l'altra stabilizzerà la tensione passiva. Registrare la lunghezza (in Volt) alla quale il singolo scatto sovramassimale è massimo. Questa è la lunghezza ottimale del muscolo (L0) per il singolo scatto.
    4. Misurare il muscolo con un calibro a questa lunghezza. Misurare il muscolo da nodo di sutura a nodo di sutura. Una volta trovata L0, accorciare nuovamente il muscolo alla lunghezza iniziale (tensione attiva ~1 V / 0,1271 N).
    5. Trovare la forza isometrica massima tetanica sovramassimale dell'EDL (80 V, 180 pps, 500 ms; Tabella 1). Registrare la lunghezza (in Volt e millimetri) della forza tetanica sovramassimale a L0 e misurare nuovamente le fibre da nodo di sutura a nodo di sutura con il calibro.
      ​NOTA: Aumentare la lunghezza del muscolo a passi di 0,5 V/0,65 mm porterà a un valore di L0 più accurato sia per il singolo scatto che per la tetano.
    6. Trovare la forza isometrica submassimale dell'EDL (45 V, 110 pps, 500 ms; Tabella 1) a L0 prima e dopo l'esperimento per assicurarsi che non si sia verificata affaticamento a causa del protocollo di stimolazione. Una diminuzione della forza del 10% è considerata un muscolo "affaticato".
EsperimentoIntensità della simulazione (V)Frequenza dell'impulso (pps / Hz)Durata della stimolazione (ms)Commenti
1. "Riscaldamento"8011Aumentare o diminuire la lunghezza di 0,50 V per raggiungere una tensione passiva di 1 V
2. Contrazione singola alla lunghezza muscolare ottimale (L0)8011Aumentare o diminuire la lunghezza di 0,50 V per raggiungere una tensione passiva di circa 1 V
3. Tetano alla lunghezza muscolare ottimale (L0)80180500Riposare 3 minuti tra ogni modifica di lunghezza di 0,50 V
4. L0 submassima pre-esperimento45110500Alla lunghezza di L0
6. Esperimenti con avatar45110Utilizzare ciclicamente variazioni di lunghezza rappresentative per l'EDL del topo
7. L0 submassima post-esperimento45110500Tornare a L0 dopo l'esperimento e misurare L0

Tabella 1: Protocollo di stimolazione. Protocollo di stimolazione per determinare la lunghezza ottimale per il singolo stimolo e la tetanizzazione sopramassimale e submassimale. Il protocollo varia in base all'intensità della stimolazione, ai tempi e al numero di impulsi al secondo.

3. Completamento della tecnica del ciclo di lavoro dell'"avatar" utilizzando traiettorie di deformazione in vivo selezionate

  1. Configurare il software necessario per completare le tecniche di lavoro in ciclo "avatar" (vedere Tabella dei materiali).
    NOTA: È necessario un file di input (.csv o simile) che specifichi la lunghezza del muscolo ad ogni passo temporale (vedere punto 1.4). Sono necessari anche gli input relativi alla percentuale del ciclo in cui inizia la stimolazione e alla durata della stimolazione (vedere Figura supplementare 3 (ad esempio).
  2. Tecnica completa del ciclo di lavoro "avatar".
    NOTA: Sebbene utilizziamo un programma personalizzato in LabView, i ricercatori possono usare qualsiasi software che consenta il controllo delle variazioni di lunghezza del muscolo EDL del topo su un leveraggio con motore servo, il controllo dell'istante di inizio (% del ciclo) e della durata (ms) della stimolazione in tempi specificati, e la misurazione della forza muscolare. Vedere Figura supplementare 3 per un'illustrazione degli autori del programma utilizzati.
    1. Caricare nel programma del punto 1.4 le variazioni di deformazione scalate insieme all'escursione di lunghezza scalata. Per ulteriori informazioni sulle "variazioni di deformazione scalate", vedere i punti 1.4, 3.3 e la sezione Discussione.
    2. Regolare la lunghezza iniziale del muscolo se necessario (vedere sezione 3.3). Inserire la lunghezza iniziale in V e mm per calibrare i risultati (vedere Figura supplementare 3).
    3. Utilizzare l'inizio e la durata della stimolazione calcolati al punto 1.3.
    4. Fare passare il muscolo attraverso variazioni di lunghezza graduata con escursione di lunghezza determinata per due cicli.
    5. Salvare i dati. Se vengono registrati diversi protocolli di stimolazione sullo stesso muscolo, attendere 3 minuti tra ogni stimolazione.
    6. Stimolare alla lunghezza ottimale (L0) utilizzando un'attivazione submassimale per determinare se si è verificata affaticamento. Se la forza diminuisce di oltre il 10%, i muscoli vengono considerati affaticati. Vedere Tabella 1 per protocolli di stimolazione.
    7. Rimuovere il muscolo dal bagno. Eliminare i nodi ad anello dal muscolo e asciugare delicatamente l'eccesso di soluzione. Pesare il muscolo. Determinare l'area fisiologica della sezione trasversale utilizzando la formula standard: massa del muscolo/(L0*1.06)19.
  3. Regolare i parametri per la tecnica del ciclo di lavoro dell'"avatar" (vedere la sezione Discussione).
    1. Determinare la lunghezza iniziale e l'escursione di lunghezza abbinando la ex vivo aumento della tensione passiva all'aumento della tensione passiva osservato in vivo (Figura 2).
      NOTA: Questo studio ha utilizzato la percentuale di L0 per scala lunghezza iniziale (mm) ed escursione (% L0; vedere il punto 1.4 e la sezione Discussione). Per abbinare l'aumento della tensione in ex vivo mouse EDL rispetto a quello del in vivo rat MG, gli autori hanno scoperto che la lunghezza iniziale a L0 ha prodotto il miglior adattamento (Figura 2).
    2. Scegliere tre lunghezze iniziali (ad esempio, -5% L0, L0, e +5% L0). Eseguire il ciclo di lavoro "avatar" a ciascuna di queste lunghezze iniziali con una escursione di lunghezza specificata (ad esempio, 10% di L0).
      NOTA: Negli attuali esperimenti con "avatar" che utilizzano il muscolo EDL del topo, un'escursione di lunghezza del 10% di L0 è stato utilizzato.
    3. Ripetere con nuove lunghezze iniziali e/o escursioni fino al raggiungimento della velocità di ex vivo l'aumento della tensione passiva è simile al tasso di in vivo aumento della tensione passiva (vedi Figura 2B).
    4. A seconda dei tipi di fibre e della dinamica di attivazione dei muscoli utilizzati, aumentare o diminuire la durata della stimolazione per ottimizzare la corrispondenza tra ex vivo e in vivo forza. Pertanto, può essere necessario modificare l'inizio e/o la durata della stimolazione per ottimizzarne la corrispondenza in vivo produzione di forza durante esperimenti con "avatar"
    5. Per decidere se ciò è necessario (vedere sezione Discussione), tracciare la forza nel tempo di "avatar" e in vivo muscolo (Figura 3) e calcolare il coefficiente di determinazione R2 elevando al quadrato la correlazione normalizzata tra la forza muscolare del soggetto e quella del muscolo "avatar" (vedi Risultati rappresentativi).

Grafico dell'equilibrio statico, ΣFx=0, con analisi del ciclo di lavoro; diagramma della tensione in funzione della deformazione in scala.
Figura 2: Aumento della tensione passiva abbinato. Cicli di lavoro che mostrano il in vivo e ex vivo aumento della tensione passiva (frecce). in vivo ciclo di lavoro in scala da ratto MG (nero) durante la camminata a 2,9 Hz (dati da Wakeling et al.)15). Ex vivo lavoro scalato in ciclo da EDL di topo (verde) a 2,9 Hz. (ALa lunghezza iniziale del muscolo EDL del topo è +5% L0. (BLunghezza iniziale del muscolo EDL del topo è L0. Si noti che l'aumento della tensione passiva ex vivo corrisponde al in vivo aumento della tensione in A ma non in B. Linee più spesse indicano stimolazione. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

Grafico sforzo-tempo che mostra le curve di risposta dinamica nell'analisi di prova dei materiali.
Figura 3: Ottimizzazione della durata della stimolazione del muscolo EDL del topo per allinearla alla forza in vivo del muscolo MG del ratto (linea nera). La forza generata dal muscolo EDL del topo mediante stimolazione basata sull'EMG (linea tratteggiata verde) diminuisce prima rispetto alla forza in vivo, probabilmente a causa di una più rapida deattivazione del muscolo EDL del topo rispetto al muscolo MG del ratto. Per ottimizzare l'allineamento tra le forze in vivo ed ex vivo, il muscolo EDL del topo è stato stimolato per una durata maggiore (linea verde continua). R2 della stimolazione basata sull'EMG = 0,55, R2 della stimolazione ottimizzata = 0,91. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.

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Risultati

L'obiettivo degli esperimenti con "avatar" è replicare nel modo più fedele possibile la produzione di forza e il lavoro meccanico in vivo durante esperimenti ex vivo con cicli di lavoro. In questo studio è stato scelto di utilizzare l'EDL del topo come "avatar" del gastrocnemio mediale (MG) del ratto, poiché l'EDL del topo e il MG del ratto sono entrambi costituiti principalmente da fibre muscolari veloci20,21. Entrambi i muscoli sono i principa...

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Discussione

Mentre gli organismi si muovono senza soluzione di continuità attraverso i paesaggi, i carichi e le tensioni sottostanti che i muscoli subiscono variano drasticamente 1,6,23. Durante sia la locomozione in vivo 1,24 che gli esperimenti "avatar", i muscoli vengono stimolati in modo submassimale in condizioni cicliche e non stazionarie. Le relazioni isometriche for...

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Dichiarazioni

Tutti gli autori riconoscono che non vi è alcun conflitto di interessi.

Ringraziamenti

Ringraziamo il Dr. Nicolai Konow per aver fornito i dati utilizzati in questo studio. Finanziato da NSF IOS-2016049 e NSF DBI-2021832.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Sutura di seta intrecciata non assorbibile 4-0 Mersilk 734H
Cloruro di calcio diidrato (CaCl2)Sigma-Aldrich1086436Krebs-Henseleit  soluzione
Destrosio Sigma-AldrichD9434Krebs-Henseleit soluzione
HEPESSigma-AldrichPHR1428Krebs-Henseleit  soluzione
Acido Idorclorico (HCl) Sigma-Aldrich1.37055Krebs-Henseleit  soluzione
LabView Data Collection Lab-View
Solfato di magnesio (MgSO4)Sigma-AldrichM7506Krebs-Henseleit  soluzione
Cloruro di potassio (KCl) Sigma-AldrichP3911Krebs-Henseleit  soluzione
Fosfato di potassio monobasico (KH2PO4)Sigma-Aldrich5.43841Krebs-Henseleit  soluzione
S88 StimolatoreErbaM643H05Disponibile per l'acquisto su Ebay
Serie 300B Sistema a levaAurora1200Ainclude bagno in tessuto a camicia d'acqua
Bicarbonato di sodio (NaHCO3)Sigma-AldrichS5761Krebs-Henseleit  soluzione
Cloruro di sodio (NaCl) Sigma-AldrichS9888Krebs-Henseleit  soluzione
Idrossido di sodio (NaOH)Sigma-AldrichS5881Krebs-Henseleit  soluzione
Wild Type MiceJackson LaboratoryB6C3Fe a/a Ttn mdm/J

Riferimenti

  1. Dickinson, M. H. How Animals move: an integrative view. Science. 288 (5463), 100-106 (2000).
  2. Sponberg, S., Abbott, E., Sawicki, G. S. Perturbing the muscle work loop paradigm to unravel the neuromechanics of unsteady locomotion. Journal of Experimental Biology. 226 (7), 243561(2023).
  3. Daley, M. A., Biewener, A. A. Running over rough terrain reveals limb control for intrinsic stability. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (42), 15681-15686 (2006).
  4. Daley, M. A., Usherwood, J. R., Felix, G., Biewener, A. A. Running over rough terrain: guinea fowl maintain dynamic stability despite a large unexpected change in substrate height. Journal of Experimental Biology. 209 (1), 171-187 (2006).
  5. Daley, M. A. Understanding the agility of running birds: Sensorimotor and mechanical factors in avian bipedal locomotion. Integrative and Comparative Biology. 58 (5), 884-893 (2018).
  6. Biewener, A. A. Animal locomotion. , Oxford University Press. Oxford New York. (2003).
  7. Robertson, B. D., Sawicki, G. S. Unconstrained muscle-tendon workloops indicate resonance tuning as a mechanism for elastic limb behavior during terrestrial locomotion. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (43), E5891-E5898 (2015).
  8. Josephson, R. K. Mechanical power output from striated muscle during cyclic contraction. The Journal of Experimental Biology. 114, 493-512 (1985).
  9. Ahn, A. N. How muscles function - the work loop technique. Journal of Experimental Biology. 215 (7), 1051-1052 (2012).
  10. Sawicki, G. S., Robertson, B. D., Azizi, E., Roberts, T. J. Timing matters: tuning the mechanics of a muscle-tendon unit by adjusting stimulation phase during cyclic contractions. Journal of Experimental Biology. 218 (19), 3150-3159 (2015).
  11. Libby, T., Chukwueke, C., Sponberg, S. History-dependent perturbation response in limb muscle. Journal of Experimental Biology. 223 (1), (2020).
  12. Askew, G. N., Marsh, R. L., Ellington, C. P. The mechanical power output of the flight muscles of blue-breasted quail ( Coturnix chinensis ) during take-off. Journal of Experimental Biology. 204 (21), 3601-3619 (2001).
  13. Sponberg, S., Libby, T., Mullens, C. H., Full, R. J. Shifts in a single muscle's control potential of body dynamics are determined by mechanical feedback. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1570), 1606-1620 (2011).
  14. Loeb, G. E., Brown, I. E., Cheng, E. J. A hierarchical foundation for models of sensorimotor control. Experimental Brain Research. 126 (1), 1-18 (1999).
  15. Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. Journal of Biomechanics. 117, 110242(2021).
  16. The Mathworks. MATLAB:R2021a. The Mathworks. , (2021).
  17. Tenan, M. S., Tweedell, A. J., Haynes, C. A. Analysis of statistical and standard algorithms for detecting muscle onset with surface electromyography. PLOS ONE. 12 (5), 0177312(2017).
  18. Roberts, T. J., Gabaldón, A. M. Interpreting muscle function from EMG: lessons learned from direct measurements of muscle force. Integrative and Comparative Biology. 48 (2), 312-320 (2008).
  19. Rice, N., Bemis, C. M., Daley, M. A., Nishikawa, K. Understanding muscle function during perturbed in vivo locomotion using a muscle avatar approach. Journal of Experimental Biology. 226 (13), 244721(2023).
  20. Silva Cornachione, A., CaçãoOliveiraBenedini-Elias, P., Cristina Polizello , P., César Carvalho, L., CláudiaMattiello-Sverzut, A. Characterization of Fiber types in different muscles of the hindlimb in female weanling and adult wistar rats. Acta Histochemica Et Cytochemica. 44 (2), 43-50 (2011).
  21. Hämäläinen, N., Pette, D. The histochemical profiles of fast fiber types IIB, IID, and IIA in skeletal muscles of mouse, rat, and rabbit. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 41 (5), 733-743 (1993).
  22. Charles, J. P., Cappellari, O., Spence, A. J., Hutchinson, J. R., Wells, D. J. Musculoskeletal geometry, muscle architecture and functional specialisations of the mouse hindlimb. PLOS ONE. 11 (4), 0147669(2016).
  23. Nishikawa, K. Titin: A Tunable spring in active muscle. Physiology (Bethesda, Md). 35 (3), 209-217 (2020).
  24. Dick, T. J. M., Biewener, A. A., Wakeling, J. M. Comparison of human gastrocnemius forces predicted by Hill-type muscle models and estimated from ultrasound images). The Journal of Experimental Biology. 220, 1643-1653 (2017).
  25. Daley, M. A., Biewener, A. A. Leg muscles that mediate stability: mechanics and control of two distal extensor muscles during obstacle negotiation in the guinea fowl. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 366 (1570), 1580-1591 (2011).
  26. Seth, A., Sherman, M., Reinbolt, J. A., Delp, S. L. OpenSim: a musculoskeletal modeling and simulation framework for in silico investigations and exchange. Procedia IUTAM. 2, 212-232 (2011).
  27. Sandercock, T. G., Heckman, C. J. Doublet potentiation during eccentric and concentric contractions of cat soleus muscle. Journal of Applied Physiology. 82 (4), Bethesda, Md. 1219-1228 (1997).
  28. Marsh, R. L. How muscles deal with real-world loads: the influence of length trajectory on muscle performance. The Journal of Experimental Biology. 202, 3377-3385 (1999).
  29. Hessel, A. L., Monroy, J. A., Nishikawa, K. C. Non-cross bridge viscoelastic elements contribute to muscle force and work during stretch-shortening cycles: evidence from whole muscles and permeabilized fibers. Frontiers in Physiology. 12, 648019(2021).
  30. Lindstedt, S., Nishikawa, K. Huxleys' missing filament: form and function of titin in vertebrate striated muscle. Annual Review of Physiology. 79, 145-166 (2017).
  31. Abbate, F., De Ruiter, C. J., Offringa, C., Sargeant, A. J., De Haan, A. In situ rat fast skeletal muscle is more efficient at submaximal than at maximal activation levels. Journal of Applied Physiology. 92 (5), 2089-2096 (2002).
  32. Eng, C. M., Smallwood, L. H., Rainiero, M. P., Lahey, M., Ward, S. R., Lieber, R. L. Scaling of muscle architecture and fiber types in the rat hindlimb. Journal of Experimental Biology. 211 (14), 2336-2345 (2008).
  33. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology (Bethesda, Md). 34 (1), 5-13 (2019).
  34. Zajac, F. E. Muscle and tendon: properties, models, scaling, and application to biomechanics and motor control. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 17 (4), 359-411 (1989).
  35. Rice, N. Understanding muscle function during in vivo locomotion using a novel muscle avatar approach. ProQuest Dissertations and Theses. , https://libproxy.nau.edu/login?url=https://www.proquest.com/dissertationstheses/understanding-muscle-function-during-em-vivo/docview/2444890224/se-2?accountid=12706 (2020).

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