Method Article

"Avatar", un ciclo di lavoro ex vivo modificato che utilizza la tensione e l'attivazione in vivo

DOI:

10.3791/65610

⸱

August 18th, 2023

 , 
1Northern Arizona University

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Questo articolo descrive in dettaglio la metodologia per emulare la produzione di forza muscolare in vivo durante esperimenti di ciclo di lavoro ex vivo utilizzando un muscolo "avatar" di un roditore di laboratorio per valutare i contributi dei transitori di deformazione e l'attivazione alla risposta della forza muscolare.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

I comportamenti di movimento sono caratteristiche emergenti dei sistemi dinamici che derivano dalla produzione di forza muscolare e dall'output di lavoro. L'interazione tra sistemi neurali e meccanici avviene contemporaneamente a tutti i livelli dell'organizzazione biologica, dalla regolazione delle proprietà muscolari delle gambe durante la corsa alla dinamica degli arti che interagiscono con il suolo. Comprendere le condizioni in cui gli animali spostano le loro strategie di controllo neurale verso la meccanica muscolare intrinseca ("preflessi") nella gerarchia di controllo consentirebbe ai modelli muscolari di prevedere la forza muscolare in vivo e lavorare in modo più accurato. Per comprendere la meccanica muscolare in vivo, è necessario studiare ex vivo la forza muscolare e lavorare in condizioni di sforzo e carico dinamicamente variabili simili alla locomozione in vivo. Le traiettorie di deformazione in vivo mostrano tipicamente cambiamenti bruschi (cioè transitori di deformazione e velocità) che derivano da interazioni tra attivazione neurale, cinematica muscoloscheletrica e carichi applicati dall'ambiente. L'obiettivo principale della nostra tecnica "avatar" è quello di studiare come funzionano i muscoli durante bruschi cambiamenti nella velocità di deformazione e nel carico, quando il contributo delle proprietà meccaniche intrinseche alla produzione di forza muscolare può essere più alto. Nella tecnica "avatar", l'approccio tradizionale del ciclo di lavoro viene modificato utilizzando traiettorie di deformazione misurate in vivo e segnali elettromiografici (EMG) dagli animali durante i movimenti dinamici per guidare i muscoli ex vivo attraverso più cicli di allungamento-accorciamento. Questo approccio è simile alla tecnica del ciclo di lavoro, tranne per il fatto che le traiettorie di deformazione in vivo sono scalate in modo appropriato e imposte ai muscoli del topo ex vivo collegati a un servomotore. Questa tecnica consente di: (1) emulare in vivo i modelli di deformazione, attivazione, frequenza del passo e ciclo di lavoro; (2) variare questi modelli per abbinare le risposte della forza in vivo nel modo più accurato; e (3) variare le caratteristiche specifiche della deformazione e/o dell'attivazione in combinazioni controllate per testare ipotesi meccanicistiche.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli animali in movimento raggiungono impressionanti imprese atletiche di resistenza, velocità e agilità in ambienti complessi. La locomozione animale è particolarmente impressionante in contrasto con le macchine progettate dall'uomo: la stabilità e l'agilità dei robot, delle protesi e degli esoscheletri con le zampe attuali rimangono scarse rispetto agli animali. La locomozione a zampe in terreni naturali richiede un controllo preciso e regolazioni rapide per modificare la velocità e manovrare le caratteristiche ambientali che agiscono come perturbazioni impreviste1,2,3,4. Tuttavia, comprendere la locomozione non stazionaria è intrinsecamente impegnativo perché le dinamiche dipendono da complesse interazioni tra l'ambiente fisico, la meccanica muscoloscheletrica e il controllo sensomotorio1,2. La locomozione con le gambe richiede la risposta a perturbazioni impreviste con una rapida elaborazione multimodale delle informazioni sensoriali e l'attuazione coordinata di arti e articolazioni1,5. In definitiva, il movimento è reso possibile dai muscoli che producono forza attraverso le proprietà meccaniche intrinseche del sistema muscolo-scheletrico e dal controllo neurale1,5,6,7. Una questione in sospeso della neuromeccanica è come questi fattori interagiscono per produrre un movimento coordinato in risposta a perturbazioni inaspettate. La seguente tecnica utilizza la risposta meccanica intrinseca del muscolo alla deformazione utilizzando traiettorie di deformazione in vivo durante esperimenti ex vivo controllabili con un muscolo "avatar".

La tecnica del ciclo di lavoro muscolare ha fornito un quadro importante per comprendere la meccanica muscolare intrinseca durante i movimenti ciclici8,9,10. La tradizionale tecnica del ciclo di lavoro guida i muscoli attraverso traiettorie di deformazione predefinite, tipicamente sinusoidali, utilizzando frequenze e modelli di attivazione misurati durante gli esperimenti in vivo2,8,9,11. L'utilizzo di traiettorie di lunghezza sinusoidale può stimare realisticamente il lavoro e la potenza erogata durante il volo12 e il nuoto2 in condizioni in cui gli animali non subiscono rapidi cambiamenti nelle traiettorie di deformazione a causa dell'interazione con l'ambiente e la cinematica muscoloscheletrica. Tuttavia, le traiettorie di deformazione muscolare in vivo durante la locomozione con le gambe derivano dinamicamente dalle interazioni tra l'attivazione neurale, la cinematica muscoloscheletrica e i carichi applicati dall'ambiente5,7,13,14. È necessaria una tecnica di ciclo di lavoro più realistica per emulare i carichi, le traiettorie di deformazione e la produzione di forza che corrisponda alla dinamica muscolo-tendinea in vivo e fornisca informazioni su come la meccanica muscolare intrinseca e il controllo neurale interagiscono per produrre un movimento coordinato di fronte alle perturbazioni.

Qui, presentiamo un nuovo modo per emulare le forze muscolari in vivo durante la locomozione su tapis roulant utilizzando un muscolo "avatar" di un roditore da laboratorio durante esperimenti controllati ex vivo con traiettorie di deformazione in vivo che rappresentano carichi in vivo variabili nel tempo. Utilizzando le traiettorie di deformazione misurate in vivo da un muscolo bersaglio su muscoli di un animale da laboratorio durante esperimenti controllati ex vivo, si emuleranno i carichi sperimentati durante la locomozione. Negli esperimenti qui descritti, il muscolo estensore lungo delle dita (EDL) ex vivo del topo viene utilizzato come "avatar" per il muscolo gastrocnemio mediale (MG) di ratto in vivo durante la deambulazione, il trotto e il galoppo su un tapis roulant13. Questo approccio è simile alla tecnica del ciclo di lavoro, tranne per il fatto che le traiettorie di deformazione in vivo sono scalate in modo appropriato e imposte ai muscoli del topo ex vivo collegati a un servomotore. Sebbene i muscoli EDL del topo differiscano per dimensioni, tipo di fibre e architettura rispetto al MG di ratto, è possibile controllare queste differenze. La tecnica "avatar" consente di: (1) emulare in vivo i modelli di deformazione, attivazione, frequenza di falcata e ciclo di lavoro; (2) variare questi modelli per abbinare le risposte della forza in vivo nel modo più accurato; e (3) variare le caratteristiche specifiche della deformazione e/o dell'attivazione in combinazioni controllate per testare ipotesi meccanicistiche.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutti gli studi sugli animali sono stati approvati dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali presso la Northern Arizona University. Per il presente studio sono stati utilizzati i muscoli estensore lungo delle dita (EDL) di topi wild-type maschi e femmine (ceppo B6C3Fe a/a-Ttnmdm/J), di età compresa tra 60 e 280 giorni. Gli animali sono stati ottenuti da una fonte commerciale (vedi Tabella dei materiali) e stabiliti in una colonia presso la Northern Arizona University.

1. Selezione della traiettoria della deformazione in vivo e preparazione per l'uso durante gli esperimenti del ciclo di lavoro ex vivo

NOTA: In questo protocollo, sono state utilizzate in esperimenti ex vivo misurazioni precedenti della locomozione dinamica in vivo, fornite direttamente agli autori (Nicolai Konow, UMass Lowell, comunicazione personale). I dati originali sono stati raccolti per Wakeling et al.15. Per replicare il protocollo sono necessari i dati relativi a tempo, lunghezza o deformazione, EMG/attivazione e forza.

  1. Segmentare l'intero studio in vivo in singoli passi utilizzando qualsiasi piattaforma di programmazione (codice MATLab fornito nel Suplementary Coding File 1).
    1. Traccia le variazioni di lunghezza rispetto al tempo per l'intero studio in vivo. Questo viene utilizzato per visualizzare i singoli passi (da stance a stance) e per valutare la variabilità tra i passi (Figura 1).
    2. Calcolare la deformazione per l'intera prova (Lunghezza (L) / Forza isometrica massima alla lunghezza ottimale L0).
    3. Selezionare un passo dall'intera prova che sia rappresentativo di tutti i passi e che inizi e finisca con lunghezze simili. Questo può essere fatto visivamente rappresentando graficamente le lunghezze una sopra l'altra per confrontare ogni passo.
    4. Dopo aver selezionato uno stride rappresentativo, segmentare i dati di deformazione, EMG/attivazione e forza dell'intero studio utilizzando qualsiasi piattaforma di programmazione (vedere il file di codifica supplementare 1 per i codici utilizzati in MATLab16).
    5. Se la frequenza di campionamento differisce per deformazione, EMG/attivazione o forza, interpolare i punti dati in modo che tutti siano campionati alla stessa frequenza.
      NOTA: I ricercatori possono determinare la frequenza di acquisizione in base agli intervalli di tempo tra ciascun punto campionato nell'intero studio. Se le variabili vengono acquisite con la stessa frequenza, i tempi di campionamento saranno gli stessi.
  2. Calcola la frequenza dei passi segmentati.
    1. Calcola la frequenza determinando la durata di una falcata segmentata in secondi e dividendo 1 (secondo) per la durata (1/durata = # falcate al secondo).
    2. Determinare manualmente quanti punti dati devono essere acquisiti negli esperimenti ex vivo per corrispondere alla frequenza.
    3. Calcola il tempo necessario per due passi. Ripetere i passi almeno una volta per stimare l'errore di misurazione muscolare, che sarà necessario per la successiva analisi statistica.
  3. Determinare la fase di stimolazione relativa all'input di deformazione utilizzando l'attività EMG misurata per determinare l'inizio e la durata della stimolazione per i cicli di lavoro ex vivo. È possibile utilizzare qualsiasi piattaforma di programmazione (vedere il file di codifica supplementare 1 per il codice utilizzato in questo studio).
    1. Visualizza il segnale EMG sullo stesso intervallo dell'asse x (tempo) della variazione di deformazione (Figura 1). Ingrandire il segnale EMG in modo che sia visibile; questo può essere fatto moltiplicando il segnale EMG per un numero arbitrario, ridimensionando la deformazione e l'EMG in modo che siano sulla stessa scala e/o aggiungendo il segnale EMG alla deformazione.
      NOTA: Gli autori hanno riscalato la deformazione e l'EMG in modo che fossero sulla stessa scala utilizzando la funzione "riscala" in MATLab (vedi Figura 1 supplementare).
    2. Trova dove inizia e finisce l'attività EMG, come indicato da una variazione di intensità di due deviazioni standard17,18.
      NOTA: A seconda dell'animale e del muscolo, l'insorgenza dell'EMG potrebbe corrispondere o meno al contatto con il piede (Monica Daley, UC Irvine, comunicazione personale) (vedi sezione Discussione).
    3. Calcolare la percentuale del ciclo di sforzo (ad esempio, 40%) in cui si verifica l'insorgenza dell'attivazione EMG e per quanto tempo avverrà la stimolazione (ad esempio, 222 ms).
      NOTA: I ricercatori dovranno tenere conto di un ritardo di accoppiamento eccitazione-contrazione (ECC) che differisce tra il movimento in vivo e i cicli di lavoro ex vivo e può essere diverso per ogni animale e muscolo (ad esempio, l'ECC in vivo è di 24,5 ms per la MG di ratto, l'ECC ex vivo è di ~5 ms per l'EDL di topo).
  4. Preparare input di deformazione rappresentativi per il programma del controller del ciclo di lavoro. Qualsiasi programma in grado di catturare l'uscita della forza con l'input per la deformazione e la stimolazione può essere utilizzato per il programma del controller del ciclo di lavoro (vedere la sezione Discussione).
    1. Prendi il passo selezionato e interpola fino al numero appropriato di punti necessari per catturare il passo alla frequenza in vivo per due cicli (vedi passaggio 1.2).
    2. Riscalare la falcata per iniziare e fermarsi a "sforzo zero" (ad es. L0 o 95% L0) dopo l'allungamento con un'escursione di lunghezza predeterminata (vedere il passaggio 3.3).
    3. "Scala" passo selezionato, se necessario, da utilizzare come input per le variazioni di deformazione nell'EDL del mouse (vedere la sezione Discussione). Per scalare, selezionare un'escursione di lunghezza alla quale l'EDL del topo può essere allungato senza danni (ad esempio, in genere allunghiamo l'EDL del topo del 10% L0 indipendentemente dalla specie in vivo). Potrebbe essere necessario modificare questa situazione in base ai risultati preliminari (vedere il passaggio 3.3).

figure-protocol-1
Figura 1: Durata nel tempo dell'intero studio in vivo. Lunghezza (mm) tracciata rispetto al tempo della MG di ratto. I passi sono delimitati da cerchi, dalla lunghezza più corta alla lunghezza più corta, considerati a passo singolo. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

2. Valutazione della forza isometrica massima del muscolo del topo ex vivo

  1. Allestimento attrezzature e chirurgia.
    NOTA: Vedere la sezione Discussione per una spiegazione dell'attrezzatura necessaria per il ciclo di lavoro ex vivo.
    1. Preparare un bagno tessuto-organo inserendo la valvola a spillo dell'ossitubo nel bagno di tessuto a camicia d'acqua (vedi Tabella dei materiali). Collegare l'ossitubo a una bombola del gas con 95% 02-5% CO2. Lasciare che 20 psi riempiano il bagno di tessuto della camicia d'acqua.
    2. Preparare l'area chirurgica facendo scorrere un ossitubo aggiuntivo dalla linea del gas a una capsula di cristallizzazione riempita con soluzione di Krebs-Henseleit (passaggio 2.1.3) vicino all'area chirurgica. Questo verrà utilizzato per mantenere i muscoli aerati e idratati durante e dopo gli interventi chirurgici><. NOTA: I muscoli possono anche essere immagazzinati in questa soluzione aerata fino a 4 ore, se più di un muscolo viene estratto dal topo alla volta.
    3. Preparare 1 L di soluzione di Krebs-Henseleit contenente (in mmol l-1): NaCl (118); KCl (4,75); MgSO4 (1,18); KH2PO4 (1.18); CaCl2 (2,54); e glucosio (10,0) a temperatura ambiente e pH a 7,4 utilizzando HCl e NaOH (vedi Tabella dei materiali). Quando si maneggiano HCl e NaOH, indossare i DPI adeguati di occhiali e guanti.
    4. Riempire il bagno con la soluzione di Krebs-Henseleit a temperatura ambiente e pH 7,4. Immergere completamente il muscolo e l'amo nella soluzione.
    5. Accendere tutte le apparecchiature: sistema di leva muscolare a doppia modalità, stimolatore e interfaccia di segnale (scheda DAQ) (vedere la tabella dei materiali).
  2. Dissezione muscolare EDL.
    1. Anestetizzare profondamente il topo e quindi eseguire l'eutanasia per lussazione cervicale. Appoggiare il mouse in posizione sdraiata laterale destra o sinistra con l'arto posteriore superiore teso e le dita dei piedi che toccano la tavola di dissezione. Rimuovere la pelliccia dalla caviglia fino a sopra l'articolazione del ginocchio.
    2. Tendere la pelle con una pinza e tagliare dall'articolazione della caviglia alla zona dell'anca. Una volta che il muscolo è stato esposto, taglia intorno alla caviglia come un "orlo" dei pantaloni. Tirare la pelle verso l'alto per esporre più chiaramente i muscoli delle gambe.
    3. Individuare la linea fasciale che separa il tibiale anteriore (TA) e il gastrocnemio, separare usando le forbici da dissezione per esporre i tendini del ginocchio. Posizionare le forbici da dissezione tra i due tendini del ginocchio esposti. Le forbici "si impigliano" in una tasca appena sotto i tendini del ginocchio esposti. Blunt seziona una "tasca" mentre tira le forbici lontano dalla gamba fino a quando le forbici raggiungono la caviglia per esporre l'EDL.
    4. Utilizzando un nodo ad anello pre-legato in sutura chirurgica di seta di taglia 4-0 (vedi Tabella dei materiali), allacciare un'estremità della sutura sotto il tendine più vicino al ginocchio. Fare un doppio nodo quadrato sopra la giunzione muscolo-tendinea prossimale senza posizionarlo sul muscolo o includere il tendine. Taglia sopra il nodo. Tira delicatamente l'anello legato al tendine e l'EDL emergerà dalla "tasca".
    5. Fissare l'anello all'area di dissezione per creare tensione nell'EDL. Fai un doppio nodo quadrato usando un altro nodo ad anello pre-legato alla giunzione muscolo-tendinea distale senza posizionarlo sul muscolo o includere il tendine. Taglia il nodo sul lato più vicino alla gamba per rimuovere l'intero EDL dal mouse. Tagliare la sutura in eccesso dai doppi nodi quadrati sui lati prossimale e distale del muscolo e posizionare il muscolo nel bagno aerato vicino all'area chirurgica.
      NOTA: Assicurarsi di annotare quale lato è prossimale e/o distale se si posiziona il muscolo in un bagno aerato.
    6. Per posizionarlo sul supporto a leva del servomotore, collegare l'EDL verticalmente tra gli elettrodi di platino sospesi. Fissare il nodo ad anello distale al gancio fisso e fissare il nodo ad anello prossimale al gancio fissato al braccio del servomotore. Sollevare il bagno di tessuto per immergere il muscolo nella soluzione aerata di Krebs-Henseleit.
      NOTA: L'aerazione non deve disturbare il muscolo quando è immerso. In tal caso, abbassare la pressione del gas. Lasciare che il muscolo si equilibri per 10 minuti prima di iniziare la stimolazione.
  3. Misura la forza isometrica massima del muscolo EDL.
    NOTA: Fare riferimento alla Tabella 1 per il protocollo su come misurare la forza isometrica massima utilizzando la contrazione e il tetano. Vedere la Figura 1 supplementare per un'illustrazione del programma utilizzato dagli autori.
    1. Stimolare il muscolo con una contrazione sopramassimale per assicurarsi che il muscolo non sia stato danneggiato durante l'intervento chirurgico (80 V, 1 pps, 1ms; Tabella 1; vedere la Figura 2 supplementare). Se non si sono verificati danni, utilizzare la manopola della lunghezza sul sistema di leva muscolare per trovare una lunghezza muscolare utilizzando la stimolazione a contrazione alla quale la tensione attiva è ~1 V / 0,1271 N con una tensione passiva inferiore a ~0,1 V / 0,01271 N.
    2. Registra la lunghezza iniziale del muscolo da un nodo di sutura all'altro in Volt e millimetri. Inserire le misure nella parte di calibrazione del programma per la lunghezza iniziale (vedere la Figura 1 supplementare).
    3. Trova la forza isometrica massima di contrazione sopramassimale alla lunghezza ottimale (L0) di EDL (Tabella 1). Non è tecnicamente necessario alcun periodo di riposo, ma attendere 1 minuto tra le stimolazioni stabilizzerà la tensione passiva. Registrare la lunghezza (in Volt) alla quale la contrazione sovramassimale è massima. Questa è la lunghezza ottimale del muscolo (L0) per la contrazione.
    4. Misura il muscolo con i calibri a questa lunghezza. Misurare il muscolo da un nodo di sutura all'altro. Una volta trovato L0, accorciare il muscolo alla lunghezza iniziale (tensione attiva ~1V / 0,1271 N).
    5. Trova la forza isometrica massima del tetano sopramassimale di EDL (80 V, 180 pps, 500 ms; Tabella 1). Registrare la lunghezza (in Volt e millimetri) della forza tetanica sopramassimale a L0 e misurare nuovamente le fibre da un nodo di sutura all'altro con i calibri.
      NOTA: Aumentando la lunghezza del muscolo in incrementi di 0,5 V/0,65 mm, si otterrà un L0 più accurato sia per le contrazioni che per il tetano.
    6. Trova la forza isometrica submassimale di EDL (45 V, 110 pps, 500ms; Tabella 1) a L0 prima e dopo l'esperimento per garantire che non si verificasse affaticamento dal protocollo di stimolazione. Una diminuzione del 10% della forza è considerata un muscolo "affaticato".
EsperimentoIntensità di simulazione (V)Frequenza degli impulsi (pps / Hz)Durata della stimolazione (ms)Commenti
1. "Riscaldamento"8011Aumenta o diminuisci la lunghezza di 0.50 V per trovare la tensione passiva di 1 V
2. Contrazione ottimale della lunghezza muscolare (L0)8011Aumenta o diminuisci la lunghezza di 0.50 V per trovare la tensione passiva di ~1 V
3. Lunghezza muscolare ottimale tetano (L0)80180500Riposo 3 min tra il cambio di lunghezza di 0.50 V
4. L0 submassimale pre-esperimento45110500Alla lunghezza di L0
6. Esperimenti con gli avatar45110Utilizzo ciclicamente di variazioni di lunghezza rappresentative per EDL di topo
7. L0 submassimale post-esperimento45110500Torna a L0 dopo l'esperimento e misura L0

Tabella 1: Protocollo di stimolazione. Protocollo di stimolazione per la determinazione della contrazione sopramassimale e submassimale e della lunghezza ottimale del tetano. Il protocollo varia in base all'intensità della stimolazione, ai tempi e agli impulsi al secondo.

3. Completamento della tecnica del ciclo di lavoro "avatar" utilizzando traiettorie di ceppo in vivo selezionate

  1. Imposta il software necessario per completare le tecniche del ciclo di lavoro "avatar" (vedi Tabella dei materiali).
    NOTA: Un file di input (.csv o simile) che specifica la lunghezza del muscolo ad ogni passo di tempo necessario (vedi passaggio 1.4). Sono necessari input per la percentuale del ciclo in cui inizia la stimolazione e per la durata della stimolazione (vedere ad esempio la Figura 3 supplementare).
  2. Completa la tecnica del ciclo di lavoro "avatar".
    NOTA: Mentre utilizziamo un programma LabView personalizzato, i ricercatori possono utilizzare qualsiasi programma che consenta il controllo delle variazioni di lunghezza nell'EDL del mouse su una leva del servomotore, il controllo dell'inizio (% del ciclo) e della durata (ms) della stimolazione in momenti specificati e la misurazione della forza muscolare. Vedere la Figura 3 supplementare per un'illustrazione del programma utilizzato dagli autori.
    1. Caricare le modifiche alla deformazione in scala con l'escursione della lunghezza in scala nel programma dal passaggio 1.4. Vedere i passaggi 1.4, 3.3 e la sezione Discussione per ulteriori informazioni sulle "modifiche alla deformazione in scala".
    2. Se necessario, regolare la lunghezza iniziale del muscolo (vedere paragrafo 3.3). Inserire la lunghezza iniziale in V e mm per calibrare i risultati (vedere la Figura 3 supplementare).
    3. Utilizzare l'inizio e la durata della stimolazione calcolati al punto 1.3.
    4. Far scorrere il muscolo attraverso i cambi di lunghezza in scala con un'escursione di lunghezza determinata per due cicli.
    5. Salva i dati. Se vengono raccolti più protocolli di stimolazione sullo stesso muscolo, attendere 3 minuti tra una stimolazione e l'altra.
    6. Stimolare alla lunghezza ottimale (L0) utilizzando l'attivazione submassimale per determinare se si è verificata l'affaticamento. Se la forza diminuisce di oltre il 10%, i muscoli sono considerati affaticati. Vedere la Tabella 1 per i protocolli di stimolazione.
    7. Rimuovi il muscolo dal bagno. Taglia i nodi ad anello dal muscolo e tampona la soluzione in eccesso dal muscolo. Pesa il muscolo. Determinare l'area fisiologica della sezione trasversale utilizzando la formula standard: massa muscolare/(L0*1.06)19.
  3. Regola i parametri per la tecnica del ciclo di lavoro "avatar" (vedi la sezione Discussione).
    1. Determinare la lunghezza iniziale e l'escursione della lunghezza facendo corrispondere l'aumento di tensione passivo ex vivo all'aumento di tensione passivo osservato in vivo (Figura 2).
      NOTA: Questo studio ha utilizzato la percentuale L0 per scalare la lunghezza iniziale (mm) e l'escursione (% L0; vedere il passaggio 1.4 e la sezione Discussione). Per abbinare l'aumento di tensione nell'EDL di topo ex vivo a quello del MG di ratto in vivo, gli autori hanno scoperto che la lunghezza iniziale a L0 ha prodotto il miglior adattamento (Figura 2).
    2. Scegli tre lunghezze di partenza (ad esempio, -5% L0, L0 e +5% L0). Eseguire il ciclo di lavoro "avatar" a ciascuna di queste lunghezze iniziali con un'escursione di lunghezza specificata (ad esempio, 10% L0).
      NOTA: Nei presenti esperimenti "avatar" utilizzando EDL di topo, è stata utilizzata un'escursione di lunghezza del 10% L0.
    3. Ripetere con nuove lunghezze iniziali e/o escursioni fino a quando la velocità di aumento della tensione passiva ex vivo è simile alla velocità di aumento della tensione passiva in vivo (vedi Figura 2B).
    4. A seconda dei tipi di fibre e delle dinamiche di attivazione dei muscoli utilizzati, aumentare o diminuire la durata della stimolazione per ottimizzare la corrispondenza tra forza ex vivo e in vivo. Pertanto, potrebbe essere necessario modificare l'insorgenza e/o la durata della stimolazione per corrispondere al meglio alla produzione di forza in vivo durante gli esperimenti "avatar".
    5. Per decidere se ciò è necessario (vedi la sezione Discussione), traccia la forza nel tempo del muscolo "avatar" e del muscolo in vivo (Figura 3) e calcola il coefficiente di determinazione R2 elevando al quadrato la correlazione scalata tra la forza muscolare target e "avatar" (vedi Risultati rappresentativi).

figure-protocol-2
Figura 2: Aumento di tensione passivo corrispondente. Cicli di lavoro che mostrano l'aumento in vivo ed ex vivo della tensione passiva (frecce). Ciclo di lavoro scalato in vivo da MG di ratto (nero) che cammina a 2,9 Hz (dati da Wakeling et al.15). Cicli di lavoro in scala ex vivo da EDL di topo (verde) a 2,9 Hz. (A) La lunghezza iniziale del muscolo EDL di topo è +5% L0. (B) La lunghezza iniziale del muscolo EDL del topo è L0. Si noti che l'aumento di tensione passivo ex vivo corrisponde all'aumento di tensione in vivo in A ma non in B. Linee più spesse indicano la stimolazione. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-protocol-3
Figura 3: Ottimizzazione della durata della stimolazione dell'EDL di topo per abbinare la forza in vivo della MG di ratto (linea nera). La forza generata dall'EDL di topo utilizzando la stimolazione basata sull'EMG (linea tratteggiata verde) diminuisce prima della forza in vivo, probabilmente a causa di una disattivazione più rapida dell'EDL di topo rispetto alla MG di ratto. Per ottimizzare l'adattamento tra le forze in vivo ed ex vivo, l'EDL di topo è stato stimolato per una durata più lunga (linea verde continua). Stimolazione basata su EMG R2 = 0,55, Stimolazione ottimizzata R2 = 0,91. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L'obiettivo degli esperimenti "avatar" è replicare la produzione di forza in vivo e l'output di lavoro il più fedelmente possibile durante gli esperimenti del ciclo di lavoro ex vivo. Questo studio ha scelto di utilizzare l'EDL del topo come "avatar" per la MG del ratto perché l'EDL del topo e la MG del ratto sono entrambe composte principalmente da muscoli a contrazione rapida20,21. Entrambi i muscoli sono motori primari dell'articolazione dell...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mentre gli organismi si muovono senza soluzione di continuità attraverso i paesaggi, i carichi e le tensioni sottostanti che i muscoli subiscono variano drasticamente 1,6,23. Durante sia la locomozione in vivo 1,24 che gli esperimenti "avatar", i muscoli vengono stimolati in modo submassimale in condizioni cicliche e non stazionarie. Le relazioni isometriche for...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutti gli autori riconoscono che non vi è alcun conflitto di interessi.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ringraziamo il Dr. Nicolai Konow per aver fornito i dati utilizzati in questo studio. Finanziato da NSF IOS-2016049 e NSF DBI-2021832.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Sutura di seta intrecciata non assorbibile 4-0 Mersilk 734H
Cloruro di calcio diidrato (CaCl2)Sigma-Aldrich1086436Krebs-Henseleit  soluzione
Destrosio Sigma-AldrichD9434Krebs-Henseleit soluzione
HEPESSigma-AldrichPHR1428Krebs-Henseleit  soluzione
Acido Idorclorico (HCl) Sigma-Aldrich1.37055Krebs-Henseleit  soluzione
LabView Data Collection Lab-View
Solfato di magnesio (MgSO4)Sigma-AldrichM7506Krebs-Henseleit  soluzione
Cloruro di potassio (KCl) Sigma-AldrichP3911Krebs-Henseleit  soluzione
Fosfato di potassio monobasico (KH2PO4)Sigma-Aldrich5.43841Krebs-Henseleit  soluzione
S88 StimolatoreErbaM643H05Disponibile per l'acquisto su Ebay
Serie 300B Sistema a levaAurora1200Ainclude bagno in tessuto a camicia d'acqua
Bicarbonato di sodio (NaHCO3)Sigma-AldrichS5761Krebs-Henseleit  soluzione
Cloruro di sodio (NaCl) Sigma-AldrichS9888Krebs-Henseleit  soluzione
Idrossido di sodio (NaOH)Sigma-AldrichS5881Krebs-Henseleit  soluzione
Wild Type MiceJackson LaboratoryB6C3Fe a/a Ttn mdm/J

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dickinson, M. H. How Animals move: an integrative view. Science. 288 (5463), 100-106 (2000).
  2. Sponberg, S., Abbott, E., Sawicki, G. S. Perturbing the muscle work loop paradigm to unravel the neuromechanics of unsteady locomotion. Journal of Experimental Biology. 226 (7), 243561(2023).
  3. Daley, M. A., Biewener, A. A. Running over rough terrain reveals limb control for intrinsic stability. Proceedings of the National Academy of Sciences. 103 (42), 15681-15686 (2006).
  4. Daley, M. A., Usherwood, J. R., Felix, G., Biewener, A. A. Running over rough terrain: guinea fowl maintain dynamic stability despite a large unexpected change in substrate height. Journal of Experimental Biology. 209 (1), 171-187 (2006).
  5. Daley, M. A. Understanding the agility of running birds: Sensorimotor and mechanical factors in avian bipedal locomotion. Integrative and Comparative Biology. 58 (5), 884-893 (2018).
  6. Biewener, A. A. Animal locomotion. , Oxford University Press. Oxford New York. (2003).
  7. Robertson, B. D., Sawicki, G. S. Unconstrained muscle-tendon workloops indicate resonance tuning as a mechanism for elastic limb behavior during terrestrial locomotion. Proceedings of the National Academy of Sciences. 112 (43), E5891-E5898 (2015).
  8. Josephson, R. K. Mechanical power output from striated muscle during cyclic contraction. The Journal of Experimental Biology. 114, 493-512 (1985).
  9. Ahn, A. N. How muscles function - the work loop technique. Journal of Experimental Biology. 215 (7), 1051-1052 (2012).
  10. Sawicki, G. S., Robertson, B. D., Azizi, E., Roberts, T. J. Timing matters: tuning the mechanics of a muscle-tendon unit by adjusting stimulation phase during cyclic contractions. Journal of Experimental Biology. 218 (19), 3150-3159 (2015).
  11. Libby, T., Chukwueke, C., Sponberg, S. History-dependent perturbation response in limb muscle. Journal of Experimental Biology. 223 (1), (2020).
  12. Askew, G. N., Marsh, R. L., Ellington, C. P. The mechanical power output of the flight muscles of blue-breasted quail ( Coturnix chinensis ) during take-off. Journal of Experimental Biology. 204 (21), 3601-3619 (2001).
  13. Sponberg, S., Libby, T., Mullens, C. H., Full, R. J. Shifts in a single muscle's control potential of body dynamics are determined by mechanical feedback. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 366 (1570), 1606-1620 (2011).
  14. Loeb, G. E., Brown, I. E., Cheng, E. J. A hierarchical foundation for models of sensorimotor control. Experimental Brain Research. 126 (1), 1-18 (1999).
  15. Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. Journal of Biomechanics. 117, 110242(2021).
  16. The Mathworks. MATLAB:R2021a. The Mathworks. , (2021).
  17. Tenan, M. S., Tweedell, A. J., Haynes, C. A. Analysis of statistical and standard algorithms for detecting muscle onset with surface electromyography. PLOS ONE. 12 (5), 0177312(2017).
  18. Roberts, T. J., Gabaldón, A. M. Interpreting muscle function from EMG: lessons learned from direct measurements of muscle force. Integrative and Comparative Biology. 48 (2), 312-320 (2008).
  19. Rice, N., Bemis, C. M., Daley, M. A., Nishikawa, K. Understanding muscle function during perturbed in vivo locomotion using a muscle avatar approach. Journal of Experimental Biology. 226 (13), 244721(2023).
  20. Silva Cornachione, A., CaçãoOliveiraBenedini-Elias, P., Cristina Polizello , P., César Carvalho, L., CláudiaMattiello-Sverzut, A. Characterization of Fiber types in different muscles of the hindlimb in female weanling and adult wistar rats. Acta Histochemica Et Cytochemica. 44 (2), 43-50 (2011).
  21. Hämäläinen, N., Pette, D. The histochemical profiles of fast fiber types IIB, IID, and IIA in skeletal muscles of mouse, rat, and rabbit. Journal of Histochemistry & Cytochemistry. 41 (5), 733-743 (1993).
  22. Charles, J. P., Cappellari, O., Spence, A. J., Hutchinson, J. R., Wells, D. J. Musculoskeletal geometry, muscle architecture and functional specialisations of the mouse hindlimb. PLOS ONE. 11 (4), 0147669(2016).
  23. Nishikawa, K. Titin: A Tunable spring in active muscle. Physiology (Bethesda, Md). 35 (3), 209-217 (2020).
  24. Dick, T. J. M., Biewener, A. A., Wakeling, J. M. Comparison of human gastrocnemius forces predicted by Hill-type muscle models and estimated from ultrasound images). The Journal of Experimental Biology. 220, 1643-1653 (2017).
  25. Daley, M. A., Biewener, A. A. Leg muscles that mediate stability: mechanics and control of two distal extensor muscles during obstacle negotiation in the guinea fowl. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 366 (1570), 1580-1591 (2011).
  26. Seth, A., Sherman, M., Reinbolt, J. A., Delp, S. L. OpenSim: a musculoskeletal modeling and simulation framework for in silico investigations and exchange. Procedia IUTAM. 2, 212-232 (2011).
  27. Sandercock, T. G., Heckman, C. J. Doublet potentiation during eccentric and concentric contractions of cat soleus muscle. Journal of Applied Physiology. 82 (4), Bethesda, Md. 1219-1228 (1997).
  28. Marsh, R. L. How muscles deal with real-world loads: the influence of length trajectory on muscle performance. The Journal of Experimental Biology. 202, 3377-3385 (1999).
  29. Hessel, A. L., Monroy, J. A., Nishikawa, K. C. Non-cross bridge viscoelastic elements contribute to muscle force and work during stretch-shortening cycles: evidence from whole muscles and permeabilized fibers. Frontiers in Physiology. 12, 648019(2021).
  30. Lindstedt, S., Nishikawa, K. Huxleys' missing filament: form and function of titin in vertebrate striated muscle. Annual Review of Physiology. 79, 145-166 (2017).
  31. Abbate, F., De Ruiter, C. J., Offringa, C., Sargeant, A. J., De Haan, A. In situ rat fast skeletal muscle is more efficient at submaximal than at maximal activation levels. Journal of Applied Physiology. 92 (5), 2089-2096 (2002).
  32. Eng, C. M., Smallwood, L. H., Rainiero, M. P., Lahey, M., Ward, S. R., Lieber, R. L. Scaling of muscle architecture and fiber types in the rat hindlimb. Journal of Experimental Biology. 211 (14), 2336-2345 (2008).
  33. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology (Bethesda, Md). 34 (1), 5-13 (2019).
  34. Zajac, F. E. Muscle and tendon: properties, models, scaling, and application to biomechanics and motor control. Critical Reviews in Biomedical Engineering. 17 (4), 359-411 (1989).
  35. Rice, N. Understanding muscle function during in vivo locomotion using a novel muscle avatar approach. ProQuest Dissertations and Theses. , https://libproxy.nau.edu/login?url=https://www.proquest.com/dissertationstheses/understanding-muscle-function-during-em-vivo/docview/2444890224/se-2?accountid=12706 (2020).

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