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Articolo metodologico

La combinazione di frazione vascolare stromale isolata meccanicamente e idrogel di fibrina: un protocollo di elaborazione

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DOI:

10.3791/65860

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17 novembre 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Triemli City Hospital Zurich, 2Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, University Hospital Zurich, University of Zurich, 3Institute for Human Tissue Restoration, Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Yonsei University College of Medicine

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

La frazione vascolare stromale (SVF) isolata meccanicamente in combinazione con un idrogel di fibrina offre un vettore facile ed efficiente per cellule stromali vitali di derivazione adiposa per varie indicazioni, tra cui l'ingegneria tissutale e/o la guarigione delle ferite. Qui, presentiamo la preparazione di un costrutto meccanico di SVF (mSVF)-fibrina idrogel per la ricerca traslazionale e l'applicazione clinica.

Abstract

Il potenziale rigenerativo delle cellule stromali di derivazione adiposa (ASC) ha guadagnato un'attenzione significativa nella ricerca rigenerativa e traslazionale. In passato, l'estrazione di queste cellule dal tessuto adiposo richiedeva un processo enzimatico a più fasi, che risultava in un mix di cellule eterogenee costituito da ACS e altre cellule, che sono congiuntamente chiamate frazione vascolare stromale (SVF). I protocolli di isolamento SVF meccanico (mSVF) introdotti più di recente richiedono meno tempo e aggirano i problemi normativi. Recentemente abbiamo proposto un protocollo che genera mSVF ricca di cellule stromali basata su una combinazione di emulsione e centrifugazione. Un problema attuale nell'applicazione della mSVF per l'applicazione della terapia delle ferite è la mancanza di un'impalcatura che fornisca protezione dalla manipolazione meccanica e dall'essiccazione. In passato, gli idrogel di fibrina hanno dimostrato di essere un utile coadiuvante nel trasferimento cellulare per scopi di guarigione delle ferite. Nel lavoro qui presentato, delineiamo le fasi di preparazione di un costrutto di idrogel di fibrina mSVF come un nuovo approccio per la ricerca traslazionale e l'applicazione clinica.

Introduzione

Negli ultimi anni, la chirurgia plastica rigenerativa è emersa come un ulteriore pilastro della chirurgia plastica1. La chirurgia plastica rigenerativa mira a ripristinare il tessuto danneggiato trasferendo fattori solubili, cellule e tessuti raccolti dal paziente per promuovere il ripristino dei tessuti in modo minimamente invasivo2. Le cellule staminali di derivazione adiposa (ASC) hanno attirato l'attenzione grazie alla loro capacità di differenziarsi in più linee mesenchimali, rendendole un candidato promettente per la ricerca sulla medicina rigenerativa3. Il loro profilo citochinico mostra effetti angiogenici, immunosoppressivi e antiossidanti4.

Tradizionalmente, le ASC sono state isolate dal tessuto adiposo utilizzando un approccio enzimatico con collagenasi, ottenendo una frazione vascolare stromale (SVF), che è stata successivamente coltivata per ottenere ASC. Queste tecnologie di laboratorio sono costose, richiedono molto tempo e, soprattutto, sono soggette a rigide restrizioni normative, complicando la traduzione clinica 5,6,7. Al contrario, i protocolli di frazione vascolare stromale isolata meccanicamente (mSVF) offrono i vantaggi clinici non solo di aggirare i problemi normativi, ma anche di ridurre al minimo i rischi di contaminazione 8,9.

Sono stati descritti numerosi protocolli per isolare meccanicamente la SVF10. Tra questi, il protocollo di spostamento pubblicato da Tonnard et al. ha guadagnato la massima attenzione tra i chirurghi rigenerativi11. Il grasso raccolto attraverso le procedure standard di liposuzione, note come lipoaspirati, può essere trasferito tra due siringhe portatili collegate a un dispositivo di collegamento, ottenendo una forma liquida denominata nanograsso. Gli ovvi vantaggi di questi protocolli di isolamento della mSVF includono tempi di elaborazione ridotti, rischio minimo di contaminazione, poiché l'intera procedura viene eseguita in un ambiente ben controllato, e la possibilità di traduzione clinica immediata12.

L'evidenza preclinica e clinica indica che le proprietà della mSVF, tra cui la vitalità cellulare e le proprietà di guarigione delle ferite, sono paragonabili ai metodi standard di isolamento enzimatico12. Il potenziale della mSVF nel promuovere la guarigione delle ferite in modelli di ratto e murini è stato convalidato attraverso studi in vivo di Chen et al. e Sun et al.13,14. Tuttavia, mancano dati disponibili sulla guarigione delle ferite in ambito clinico. Risultati promettenti sono stati riportati quando un gruppo di studio ha eseguito un trapianto di grasso autologo in un paziente di 83 anni che aveva una ferita con un impianto esposto in una frattura aperta dell'arto inferiore15. Inoltre, Lu et al. hanno condotto un confronto tra mSVF e terapia delle ferite a pressione negativa in una coorte di 20 pazienti con ferite croniche16. I loro risultati hanno rivelato che il trattamento con mSVF ha portato a un tasso più elevato di guarigione delle ferite rispetto alla terapia delle ferite a pressione negativa16. Entrambi gli studi citati hanno iniettato mSVF da sola o in combinazione con un gel nell'area della ferita mirata15,16.

Nello scenario del mondo reale, l'applicazione clinica della mSVF è limitata a causa dei tassi di assorbimento imprevedibili nei siti riceventi17,18. Gli scaffold promettono un rimedio a questo problema, in quanto aiutano nella ritenzione cellulare, nella vascolarizzazione e nell'integrazione nel tessuto circostante 19,20,21. Gli idrogel di fibrina sono uno strumento comunemente usato, approvato dalla FDA, utilizzato nelle discipline chirurgiche e hanno dimostrato di essere un efficace vettore di mSVF19. Il gel di fibrina è un materiale biopolimerico che offre diversi vantaggi nel funzionare come vettore cellulare: mostra un'eccellente biocompatibilità, favorisce l'adesione cellulare ed è in grado di degradarsi in modo controllabile 22,24,25. Inoltre, dimostra una reazione infiammatoria e da corpo estraneo minima ed è facilmente assorbito durante il corso naturale della guarigione delle ferite22. Riteniamo che le diverse capacità rigenerative delle cellule mSVF menzionate e la vantaggiosa combinazione con un idrogel di fibrina possano fornire un approccio innovativo per migliorare i processi di guarigione delle ferite. Nel complesso, questo approccio consente un'efficiente somministrazione topica di cellule mSVF vitali. Con la presente presentiamo il protocollo che combina mSVF con un idrogel di fibrina destinato all'applicazione a scopo di guarigione delle ferite.

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Protocollo

Questo studio è stato condotto in conformità con la Dichiarazione di Helsinki. Tutti i donatori adulti hanno fornito il consenso informato scritto per consentire l'ulteriore utilizzo dei campioni di tessuto raccolti. Il protocollo segue le linee guida del comitato etico per la ricerca umana della nostra istituzione.

1. Raccolta del tessuto adiposo

  1. Prelevare il tessuto adiposo eseguendo una liposuzione standard in una tecnica convenzionale di raccolta del grasso descritta in precedenti pubblicazioni26,27. Assicurati di utilizzare una soluzione tumescente composta da lattato di Ringer normale ed epinefrina in un rapporto di 1: 200.000.
  2. Eseguire la liposuzione con una cannula di aspirazione da 4 mm, a pressione negativa e vibrazione, in una sacca sterile. Trasferire immediatamente il grasso raccolto in laboratorio.

2. Isolamento mSVF

  1. Eseguire i seguenti passaggi (sezioni 2 e 3) in una cappa di coltura cellulare per ottenere un'area di lavoro asettica. Indossare un camice da laboratorio regolare e guanti per garantire il livello di sicurezza biologica 2.
  2. Preparare il terreno di coltura: Integrare 500 ml di Dulbecco's Modified Eagles's Medium (DMEM) ad alto contenuto di glucosio con 50 ml di siero fetale bovino (FBS), 5 ml di penicillina-streptomicina.
  3. Trasferire il lipoaspirato in una provetta da centrifuga da 50 ml.
  4. Trasferire il lipoaspirato in una siringa Luer-lock sterile da 20 ml e collegare un connettore da 1,4 mm. Assicurarsi che non ci sia aria all'interno della siringa.
  5. Collegare una seconda siringa Luer-lock da 20 ml al lato controlaterale del connettore da 1,4 mm.
  6. Spingere il tessuto adiposo da una siringa all'altra per un totale di 30 volte.
  7. Trasferire il grasso emulsionato in una provetta da centrifuga fresca da 50 ml.
  8. Centrifugare il grasso emulsionato a 500 x g per 10 min.
  9. Dopo la centrifugazione, scartare lo strato superiore oleoso. Quindi, raccogliere lo strato centrale di mSV purificato. Trasferirlo in una provetta da centrifuga fresca da 50 ml ed eliminare la fase acquosa.
  10. Riempire la provetta da centrifuga con terreno di coltura (dal passaggio 2.2) fino alla tacca di 40 ml.
  11. Inserire la provetta da centrifuga nella centrifuga e centrifugare nuovamente a 500 x g per 5 minuti.
  12. Raccogliere lo strato mSVF risultante e trasferirlo in una nuova provetta da centrifuga da 50 mL.

3. Produzione di idrogel di mSVF-fibrina

  1. Combinare 100 μL di mSVF con 10 μL di trombina (100 U/mL), 10 μL di CaCl2 (80 mM) e 70 μL di acido tranexamico (100 mg/mL) in una provetta sterile da 1,5 mL.
  2. Utilizzare un puntale per pipetta nuovo per aggiungere 10 μL di fibrinogeno (100 mg/mL) come ultimo componente, poco prima dell'applicazione. Attenzione che la polimerizzazione dell'idrogel si osserva entro circa 10-30 s.
  3. Per l'applicazione clinica, eseguire quest'ultimo passaggio poco prima della somministrazione topica, preferibilmente al letto del paziente. Per scopi analitici, trasferire in una piastra a 12 pozzetti mediante pipettaggio.

4. Saggio di vitalità e istologia

  1. Pipettare 200 μl della miscela mSVF-idrogel della fase 3.3 in un pozzetto di una piastra a 12 pozzetti.
  2. Pipettare 100 μl della raccolta mSVF (passaggio 2.12.) in un pozzetto come controllo positivo.
  3. Pipettare 200 μL di idrogel di fibrina in un solo pozzetto come controllo negativo.
  4. Posizionare la piastra a 12 pozzetti in un normale incubatore a 37 °C e 5% di CO2 per 30 minuti.
  5. Trascorso questo tempo, aggiungere 1 mL di resazurina (alamar blue, concentrazione del 10%, diluito in terreno di coltura) a ciascun pozzetto.
  6. Dopo l'aggiunta, incubare la piastra a 12 pozzetti a 37 °C e 5% di CO2 per 24 ore.
  7. Dopo 24 ore, misurare la prima intensità di fluorescenza utilizzando un lettore di micropiastre multimodale per imaging cellulare utilizzando una lunghezza d'onda di eccitazione di 555 nm e una lunghezza d'onda di emissione di 596 nm.
  8. Esegui misurazioni consecutive dell'intensità della fluorescenza nei giorni 3 e 7.
  9. Se è necessaria una valutazione istologica, interrompere l'esperimento nei giorni 1, 3 e 7 e fissare l'idrogel di fibrina in paraformaldeide al 4% a 4 °C per 24 ore. Dopo il fissaggio, aggiungere soluzione salina tamponata con fosfato all'1% (PBS) e conservarla a 4 °C.
  10. Incorporare gli idrogel in un composto a temperatura di taglio ottimale (OCT) e sezionare i blocchi congelati a uno spessore di 10 μm con un criostato. Colorare le sezioni con una soluzione di ematossilina ed eosina (H&E) secondo i protocolli standard28.

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Risultati

Saggio della resazurina
Per prima cosa abbiamo esaminato la vitalità cellulare in vitro delle cellule mSVF. A tale scopo, abbiamo condotto un test di vitalità delle cellule di resazurina nei giorni 0, 3 e 7. La vitalità cellulare ai giorni 0, 3 e 7 di un totale di quattro campioni è mostrata nella Figura 1. I valori del giorno 0 fungono da base e sono stati impostati al 100%. Al giorno 3, il controllo positivo (mSVF) ha mostrato un leggero calo al 78,92% (± 5,33%...

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Discussione

L'isolamento meccanico della SVF fornisce un'alternativa elegante al tradizionale approccio enzimatico e offre un ampio accesso per l'applicazione clinica29. Infatti, la mSVF, come proposto nel presente manoscritto, è già in uso clinico per il trattamento delle cicatrici dei tessuti molli o come coadiuvante per le procedure cosmetiche30. Il protocollo qui presentato fornisce un metodo semplice per la somministrazione topica efficiente di ce...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Bong-Sung Kim è sostenuto dalla Fondazione tedesca per la ricerca (KI 1973/2-1) e dalla Fondazione Novartis per la ricerca medico-biologica (#22A046).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
12-WellplateSarstedt83.3921
4′,6-diamidino-2-fenilindolo (DAPI)BiochemicaA1001.0010
50 mL-FalconFalcon352070
Asciugamani assorbenti, due pezzidrizza89701
Alamar blue 25 mLInvitrogenDAL1025
albumina, bovina (BSA)VWR0332-500G
Biotek Cytation 5 Lettore di micropiastre multimodaleAgilent
CaCl2 Sigma-AldrichC5670-500G
Microtomocriostato
DMEM con 4,5 g/L di glucosio, con L-glutammina, con piruvato di sodioVWR392-0416
DPBSGibco14190-144
EpinefrinaSigma-AldrichE4250
Siero fetale bovinoBiowestS181H-500
Fibrinogeno Plasma Umano 100 mgSigma-Aldrich341576-100MG
FormalinaFisher ScientificSF100-4
Formalina 4%Formafix1308069
FSC 22-Einbettmedium, blauBiosystems3801481S
Ematossilina & Soluzione di eosinaSigma-AldrichH3136 / HT110132
Ringer lattato' s Soluzione 1000 mLB BraunR5410-01
Mercedes Cannula 4mmMicroAirePAL-R404LL
NaCl 0,9%Bbraun570160
OCT Matrice di inclusione 125 mLCellPathKMA-0100-00A
ParaformaldeideFisher Scientific10342243
PBS 1%Sigma-AldrichP4474
PenStrepSigma-AldrichP4333-100ML
Petridish 150mmSarstedt83.1803
Phalloidin-iFluor 488 ReagenteAbcamab176753
Siringa sterile 20 mL LuerHENKE-JECT5200-000V0
Siringa sterile 30 mL Luer-LockBD10521
Trombina da plasmaumanoSigma-AldrichT6884-100UN
Acido tranexamicoOrpha Swiss6837093
Tulipfilter 1.2Lencion SurgicalATLLLL
Tulipfilter 1.4Lencion SurgicalATLLLL
Cell Imaging 

Riferimenti

  1. Daar, A. S., Greenwood, H. L. A proposed definition of regenerative medicine. J Tissue Eng Regen Med. 1 (3), 179-184 (2007).
  2. Machens, H. G., Mailänder, P. Regenerative medicine and plastic surgery. Chirurg. 76 (5), 474-480 (2005).
  3. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  4. Hassan, W. U., Greiser, U., Wang, W. Role of adipose-derived stem cells in wound healing. Wound Repair Regen. 22 (3), 313-325 (2014).
  5. Gir, P., Oni, G., Brown, S. A., Mojallal, A., Rohrich, R. J. Human adipose stem cells: current clinical applications. Plast Reconstr Surg. 129 (6), 1277-1290 (2012).
  6. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  7. Raposio, E., Ciliberti, R. Clinical use of adipose-derived stem cells: European legislative issues. Ann Med Surg (Lond). 24, 61-64 (2017).
  8. Condé-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: Review of upcoming techniques. Plast Reconstr Surg Glob Open. 4 (9), e1017(2016).
  9. Dykstra, J. A., et al. Concise review: Fat and furious: Harnessing the full potential of adipose-derived stromal vascular fraction. Stem Cells Transl Med. 6 (4), 1096-1108 (2017).
  10. Aronowitz, J. A., Lockhart, R. A., Hakakian, C. S. Mechanical versus enzymatic isolation of stromal vascular fraction cells from adipose tissue. Springerplus. 4, 713(2015).
  11. Tonnard, P., et al. Nanofat grafting: basic research and clinical applications. Plast Reconstr Surg. 132 (4), 1017-1026 (2013).
  12. Tiryaki, K. T., Cohen, S., Kocak, P., Canikyan Turkay, S., Hewett, S. In-vitro comparative examination of the effect of stromal vascular fraction isolated by mechanical and enzymatic methods on wound healing. Aesthet Surg J. 40 (11), 1232-1240 (2020).
  13. Sun, M., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel secretes angiogenic factors and enhances skin wound healing in a murine model. Biomed Res Int. 2017, 3105780(2017).
  14. Chen, L., et al. Autologous nanofat transplantation accelerates foot wound healing in diabetic rats. Regen Med. 14 (3), 231-241 (2019).
  15. Lin, Y. N., et al. Fat grafting for resurfacing an exposed implant in lower extremity: A case report. Medicine (Baltimore). 96 (48), e8901(2017).
  16. Deng, C., Wang, L., Feng, J., Lu, F. Treatment of human chronic wounds with autologous extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A STROBE-compliant study. Medicine (Baltimore). 97 (32), e11667(2018).
  17. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19 (3), 227-232 (2013).
  18. Gonzalez, A. M., Lobocki, C., Kelly, C. P., Jackson, I. T. An alternative method for harvest and processing fat grafts: an in vitro study of cell viability and survival. Plast Reconstr Surg. 120 (1), 285-294 (2007).
  19. Kim, B. S., et al. In vivo evaluation of mechanically processed stromal vascular fraction in a chamber vascularized by an arteriovenous shunt. Pharmaceutics. 14 (2), 417(2022).
  20. Dryden, G. W., Boland, E., Yajnik, V., Williams, S. Comparison of stromal vascular fraction with or without a novel bioscaffold to fibrin glue in a porcine model of mechanically induced anorectal fistula. Inflamm Bowel Dis. 23 (11), 1962-1971 (2017).
  21. Mahoney, C. M., Imbarlina, C., Yates, C. C., Marra, K. G. Current therapeutic strategies for adipose tissue defects/repair using engineered biomaterials and biomolecule formulations. Front Pharmacol. 9, 507(2018).
  22. Li, Y., Meng, H., Liu, Y., Lee, B. P. Fibrin gel as an injectable biodegradable scaffold and cell carrier for tissue engineering. ScientificWorldJournal. 2015, 685690(2015).
  23. Malafaya, P. B., Silva, G. A., Reis, R. L. Natural-origin polymers as carriers and scaffolds for biomolecules and cell delivery in tissue engineering applications. Adv Drug Deliv Rev. 59 (4-5), 207-233 (2007).
  24. Jackson, M. R. Fibrin sealants in surgical practice: An overview. Am J Surg. 182 (2 Suppl), 1s-7s (2001).
  25. Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1451-H1460 (2005).
  26. Alharbi, Z., et al. Conventional vs. micro-fat harvesting: how fat harvesting technique affects tissue-engineering approaches using adipose tissue-derived stem/stromal cells. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 66 (9), 1271-1278 (2013).
  27. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28 (1), 111-119 (2001).
  28. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
  29. Raposio, E., Bertozzi, N. How to isolate a ready-to-use adipose-derived stem cells pellet for clinical application. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 21 (18), 4252-4260 (2017).
  30. Pallua, N., Kim, B. S. Microfat and lipoconcentrate for the treatment of facial scars. Clin Plast Surg. 47 (1), 139-145 (2020).
  31. Pallua, N., Grasys, J., Kim, B. S. Enhancement of progenitor cells by two-step centrifugation of emulsified lipoaspirates. Plast Reconstr Surg. 142 (1), 99-109 (2018).
  32. Lehnhardt, M., et al. Major and lethal complications of liposuction: a review of 72 cases in Germany between 1998 and 2002. Plast Reconstr Surg. 121 (6), 396e-403e (2008).
  33. Shoshani, O., et al. The effect of lidocaine and adrenaline on the viability of injected adipose tissue--an experimental study in nude mice. J Drugs Dermatol. 4 (3), 311-316 (2005).
  34. Girard, A. C., et al. New insights into lidocaine and adrenaline effects on human adipose stem cells. Aesthetic Plast Surg. 37 (1), 144-152 (2013).
  35. Grambow, F., et al. The impact of lidocaine on adipose-derived stem cells in human adipose tissue harvested by liposuction and used for lipotransfer. Int J Mol Sci. 21 (8), 2869(2020).
  36. Xiao, S., et al. Mechanical micronization of lipoaspirates combined with fractional CO2 laser for the treatment of hypertrophic scars. Plast Reconstr Surg. 151 (3), 549-559 (2023).
  37. Zhang, J., et al. Adipose tissue-derived pericytes for cartilage tissue engineering. Curr Stem Cell Res Ther. 12 (6), 513-521 (2017).
  38. Yao, Y., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A novel adipose tissue-derived injectable for stem cell therapy. Plast Reconstr Surg. 139 (4), 867-879 (2017).
  39. Williams, S. K., Touroo, J. S., Church, K. H., Hoying, J. B. Encapsulation of adipose stromal vascular fraction cells in alginate hydrogel spheroids using a direct-write three-dimensional printing system. Biores Open Access. 2 (6), 448-454 (2013).
  40. Denost, Q., et al. Colorectal wall regeneration resulting from the association of chitosan hydrogel and stromal vascular fraction from adipose tissue. J Biomed Mater Res A. 106 (2), 460-467 (2018).
  41. Nilforoushzadeh, M. A., et al. Engineered skin graft with stromal vascular fraction cells encapsulated in fibrin-collagen hydrogel: A clinical study for diabetic wound healing. J Tissue Eng Regen Med. 14 (3), 424-440 (2020).
  42. Lin, S. D., et al. Injected implant of uncultured stromal vascular fraction loaded onto a collagen gel: In vivo study of adipogenesis and long-term outcomes. Ann Plast Surg. 76 (Suppl 1), S108-S116 (2016).
  43. Lv, X., et al. Comparative efficacy of autologous stromal vascular fraction and autologous adipose-derived mesenchymal stem cells combined with hyaluronic acid for the treatment of sheep osteoarthritis. Cell Transplant. 27 (7), 1111-1125 (2018).
  44. de Boer, M. T., Boonstra, E. A., Lisman, T., Porte, R. J. Role of fibrin sealants in liver surgery. Dig Surg. 29 (1), 54-61 (2012).
  45. Fuller, C. Reduction of intraoperative air leaks with Progel in pulmonary resection: a comprehensive review. J Cardiothorac Surg. 8, 90(2013).
  46. Ratnalingam, V., Eu, A. L., Ng, G. L., Taharin, R., John, E. Fibrin adhesive is better than sutures in pterygium surgery. Cornea. 29 (5), 485-489 (2010).
  47. Sierra, D. H. Fibrin sealant adhesive systems: a review of their chemistry, material properties and clinical applications. J Biomater Appl. 7 (4), 309-352 (1993).
  48. Rampersad, S. N. Multiple applications of Alamar Blue as an indicator of metabolic function and cellular health in cell viability bioassays. Sensors (Basel). 12 (9), 12347-12360 (2012).

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