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Articolo metodologico

Epon Post Embedding Microscopia Ottica ed Elettronica Correlativa

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DOI:

10.3791/66141

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12 gennaio 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Public Technology Service Center, Fujian Medical University, 2The School of Pharmacy, Fujian Medical University, 3The School of Basic Medical Sciences, Fujian Medical University, 4College of Clinical Medicine for Obstetrics & Gynecology and Pediatrics, Fujian Medical University, 5Medical Research Center, Fujian Maternity and Child Health Hospital, 6NHC Key Laboratory of Technical Evaluation of Fertility Regulation for Non-human Primate, Fujian Maternity and Child Health Hospital, 7Institute of Neuroscience, Fujian Medical University, 8Fujian Key Laboratory of Molecular Neurology, Fujian Medical University

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Presentiamo un protocollo dettagliato per la microscopia ottica ed elettronica correlativa post-embedding di Epon utilizzando una proteina fluorescente chiamata mScarlet. Questo metodo può mantenere contemporaneamente la fluorescenza e l'ultrastruttura. Questa tecnica è suscettibile di un'ampia varietà di applicazioni biologiche.

Abstract

La microscopia ottica ed elettronica correlativa (CLEM) è una microscopia completa che combina le informazioni di localizzazione fornite dalla microscopia a fluorescenza (FM) e il contesto dell'ultrastruttura cellulare acquisita dalla microscopia elettronica (EM). CLEM è un compromesso tra fluorescenza e ultrastruttura e, di solito, l'ultrastruttura compromette la fluorescenza. Rispetto ad altre resine di inclusione idrofile, come il glicidil metacrilato, HM20 o K4M, Epon è superiore nella conservazione dell'ultrastruttura e nelle proprietà di sezionamento. In precedenza, avevamo dimostrato che mEosEM può sopravvivere alla fissazione del tetrossido di osmio e all'inclusione di epon. Utilizzando mEosEM, abbiamo ottenuto, per la prima volta, Epon post embedding CLEM, che mantiene la fluorescenza e l'ultrastruttura contemporaneamente. Qui, forniamo dettagli dettagliati sulla preparazione del campione EM, l'imaging FM, l'imaging EM e l'allineamento dell'immagine. Miglioriamo anche le procedure per identificare la stessa cellula immaginata dall'imaging FM durante l'imaging EM e dettagliamo la registrazione tra le immagini FM e EM. Riteniamo che si possa facilmente ottenere la microscopia ottica ed elettronica correlativa post-embedding Epon seguendo questo nuovo protocollo nelle strutture EM tradizionali.

Introduzione

La microscopia a fluorescenza (FM) può essere utilizzata per ottenere la localizzazione e la distribuzione della proteina bersaglio. Tuttavia, il contesto che circonda la proteina bersaglio viene perso, il che è fondamentale per studiare a fondo la proteina bersaglio. La microscopia elettronica (EM) ha la più alta risoluzione di imaging, fornendo diversi dettagli subcellulari. Ciononostante, i mercati emergenti non dispongono di un'etichettatura target. Unendo accuratamente l'immagine di fluorescenza acquisita da FM con l'immagine grigia acquisita da EM, la microscopia elettronica e di luce correlativa (CLEM) può combinare le informazioni ottenute da queste due modalità di imaging 1,2,3,4.

CLEM è un compromesso tra la fluorescenza e l'ultrastruttura1. A causa dei limiti delle attuali proteine fluorescenti e delle tradizionali procedure di preparazione dei campioni EM, in particolare l'uso di acido osmico (OsO4) e resine idrofobiche come Epon, l'ultrastruttura compromette sempre la fluorescenza5. OsO4 è un reagente indispensabile nella preparazione dei campioni EM, che viene utilizzato per migliorare il contrasto delle immagini EM. Rispetto ad altre resine per inclusione, Epon è superiore nella conservazione dell'ultrastruttura e nelle proprietà di sezionamento5. Tuttavia, nessuna proteina fluorescente può mantenere il segnale di fluorescenza dopo il trattamento di OsO4 e Eponembedding 6. Per superare i limiti delle proteine fluorescenti, è stato sviluppato il CLEM pre-embedding, in cui l'imaging FM viene eseguito prima della preparazione del campione EM6. Tuttavia, lo svantaggio del pre-embedding CLEM è la registrazione imprecisa tra le immagini FM e EM5.

Al contrario, il metodo CLEM post embedding esegue l'imaging FM dopo la preparazione del campione EM, la cui precisione di registrazione può raggiungere 6-7 nm 5,6. Per mantenere la fluorescenza delle proteine fluorescenti, sono state utilizzate concentrazioni molto basse di OsO4 (0,001%)3 o i metodi di preparazione EM 4,7 congelati ad alta pressione (HPF) e sostitutivi del congelamento (FS)a scapito dell'ultrastruttura compromessa o del contrasto dell'immagine EM. Lo sviluppo di mEos4b promuove notevolmente il progresso del CLEM post-embedding, sebbene il glicidil metacrilato sia utilizzato come resina di inclusione5. Con lo sviluppo di mEosEM, che può sopravvivere alla colorazione di OsO4 e all'inclusione di Epon, è stato raggiunto per la prima volta il CLEM a super-risoluzione post-inclusione di Epon, mantenendo la fluorescenza e l'ultrastruttura contemporaneamente6. Dopo mEosEM, sono state sviluppate diverse proteine fluorescenti in grado di sopravvivere alla colorazione di OsO4 e all'inclusione di Epon 8,9,10,11. Questo favorisce notevolmente lo sviluppo di CLEM.

Ci sono tre aspetti chiave per Epon post-embedding CLEM. La prima è la proteina fluorescente, che dovrebbe mantenere il segnale fluorescente dopo la preparazione del campione EM. Secondo la nostra esperienza, mScarlet è superiore ad altre proteine fluorescenti riportate. Il secondo è come trovare la stessa cellula visualizzata dall'imaging FM nell'imaging EM. Per risolvere questo problema, miglioriamo la procedura per questo passaggio in modo che si possa trovare facilmente la cellula bersaglio. L'ultimo è il metodo per allineare l'immagine FM con l'immagine EM. Qui, descriviamo in dettaglio la registrazione tra le immagini FM e EM. In questo protocollo, esprimiamo mScarlet nei neuroni VGLUT2 e dimostriamo che mScarlet può colpire i lisosomi secondari utilizzando Epon post-embedding CLEM. Forniamo dettagli passo-passo per il CLEM post-inclusione di Epon, senza compromettere la fluorescenza e l'ultrastruttura.

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Protocollo

L'allevamento e gli esperimenti sono stati approvati dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali del Fujian Medical University Medical Center. Il flusso di lavoro dettagliato del protocollo corrente è illustrato nella Figura 1.

1. Preparazione del campione

  1. Cervello di topo
    1. Acquistare topi transgenici (vedi Tabella dei materiali) e primer oligonucleotidici (vedi Tabella dei materiali) per genotipizzare questi topi.
    2. Perfondere e rimuovere il cervello intatto dalla volta cranica seguendo il protocollo12,13 precedentemente pubblicato.
    3. Fissare il cervello del topo utilizzando 10 mL di soluzione fissativa (vedere la tabella dei materiali) a 4 °C per una notte.
    4. Risciacquare la soluzione fissativa per 3 x 10 minuti con tampone fosfato 0,1 M (PB).
    5. Tagliare il cervello del topo in sezioni con uno spessore di 500 μm utilizzando un microtomo oscillante (vedi Tabella dei materiali).
    6. Tagliare le regioni fluorescenti in piccoli blocchi con un bisturi utilizzando uno stereomicroscopio (vedi Tabella dei materiali).
      NOTA: Il volume dei blocchetti non deve essere superiore a 1 mm3.
  2. Cellule in coltura
    1. Seminare le cellule HeLa in piastre di coltura cellulare di 6 cm e mantenerle in terreno di crescita (Dulbecco's modified Eagle medium [DMEM] a basso contenuto di glucosio, integrato con il 10% di siero fetale bovino [FBS]).
    2. Il giorno seguente, trasfettare i plasmidi contenenti mScarlet nelle cellule utilizzando il reagente di trasfezione del DNA (vedi Tabella dei materiali) seguendo il manuale di istruzioni del kit di trasfezione.
    3. Quarantotto ore dopo la trasfezione, tripsinizzare le cellule trasfettate e centrifugarle per ottenere pellet cellulari a 1.000 × g. I pellet cellulari sono chiamati blocchi campione.

2. Preparazione del campione EM

  1. Fissazione
    1. Fissare i blocchi campione con una soluzione fissativa (vedi Tabella dei materiali) a 4 °C per una notte.
    2. Rimuovere la soluzione fissativa e risciacquare la soluzione fissativa per 3 x 10 minuti con 0,1 M PB dai blocchi di campioni.
  2. Colorazione con tetrossido di osmio (OsO4 )
    1. Fissare i blocchi di campioni con la soluzione di OsO4 (vedi tabella dei materiali) a 4 °C per 1 ora.
    2. Rimuovere la soluzione di OsO4 e risciacquare la soluzione di OsO4 3 x 10 minuti con ddH2O dai blocchi di campioni.
  3. Colorazione con acetato di uranile (UA)
    1. Colorare i blocchi di campioni con una soluzione di UA al 2% (vedi Tabella dei materiali) a 4 °C per 1 h.
    2. Rimuovere la soluzione UA e sciacquare i blocchi di campioni con ddH2O per 3 x 10 min.
  4. Disidratazione a gradiente
    1. Disidratare i blocchi di campioni con etanolo a gradiente come segue: 50% per 10 min, 70% per 10 min, 80% per 10 min, 90% per 10 min e 2 x 10 min in etanolo al 100%.
    2. Disidratare i blocchi di campioni con acetone anidro per 3 x 10 min.
  5. Infiltrazione di resina
    1. Infiltrare i blocchi di campioni con resina a gradiente (vedi Tabella dei materiali): acetone a resina 3:1 per 1 ora, acetone a resina 1:1 per 2 ore, acetone a resina 1:3 per 3 ore.
    2. Sostituire con la resina pura per 3 x 12 h.
  6. Inclusione in resina
    1. Trasferire i blocchi di campioni in capsule (vedere Tabella dei materiali) utilizzando uno stuzzicadenti.
    2. Aggiungere resina pura nella capsula contenente il blocco di campioni e polimerizzare la resina in forno a 60 °C per 14-16 ore.

3. Rivestimento del vetro di copertura con nanoparticelle d'oro

  1. Pulizia del vetro di copertura
    1. Lavare i vetri di copertura con tampone detergente (vedi Tabella dei materiali) per 2 ore a 142 °C.
    2. Risciacquare il tampone detergente 3 x 10 min con ddH2O.
    3. Trasferire con cautela i copribicchieri in un becher contenente alcol etilico anidro e incubare per una notte.
    4. Asciugare all'aria i copriocchiali su una panca pulita per diversi minuti.
  2. Rivestire gli occhiali di copertura con nanoparticelle d'oro.
    1. Fissare un vetrino al centro della rotazione di una centrifuga da tavolo (vedi Tabella dei materiali) utilizzando il cemento di vetro.
    2. Montare un vetro di copertura al centro del vetrino utilizzando dei post-it.
    3. Aggiungere 75 μL di pioloformio all'1% (vedere la tabella dei materiali) sul vetro di copertura.
      NOTA: Abbiamo testato anche Formvar (vedi Tabella dei Materiali) e funziona bene.
    4. Centrifugare per 3 minuti a 1.360 × g (Figura 2A) per produrre un sottile strato di pioloformio sulla superficie del vetro di copertura.
    5. Incubare la superficie del vetro di copertura con 250 μL di poli-L-lisina allo 0,1% (vedere la tabella dei materiali) per 1 ora a temperatura ambiente (Figura 2B).
    6. Risciacquare con ddH2O e asciugare all'aria il vetro di copertura per alcuni minuti.
    7. Diluire nanoparticelle d'oro a 80 nm (vedi Tabella dei Materiali) con ddH2O al 25% (v/v, OD600 = 0,07) (Vedi Tabella dei Materiali) e sonicare per 15 min.
    8. Incubare la superficie del vetro di copertura con le nanoparticelle d'oro diluite per 1 ora a temperatura ambiente (Figura 2C).
    9. Risciacquare con ddH2O e asciugare all'aria il vetro di copertura per alcuni minuti.
      NOTA: Funziona bene 2 settimane dopo essere stato rivestito con nanoparticelle di pioloforme e oro. Ma si consiglia di utilizzarlo subito dopo essere stato rivestito.

4. Sezionamento ultrasottile

  1. Tagliate la superficie del blocco campione in un trapezio ad angolo retto. Tagliare sezioni ad uno spessore di 100 nm utilizzando un coltello diamantato (vedi Tabella dei materiali) con un ultramicrotomo (vedi Tabella dei materiali). Separare una singola sezione dalla fascia di sezione e far galleggiare la singola sezione nel bagnomaria.
  2. Aggiungi una goccia di ddH2O al centro del vetro di copertura rivestito di nanoparticelle d'oro. Prelevare una sezione utilizzando un anello di campionamento e capovolgere l'anello di campionamento sulla superficie della goccia d'acqua. Rimuovere l'anello del campione, lasciando la sezione sulla superficie della goccia d'acqua.
  3. Asciugare il vetro di copertura all'aria per diversi minuti. Disegna un anello attorno alla sezione sul lato opposto del vetro di copertura usando un pennarello.

5. Imaging al microscopio ottico

  1. Recupero della fluorescenza
    NOTA: Il flusso di lavoro è mostrato nella Figura 3A.
    1. Aggiungere 10 μL di tampone di montaggio (vedere la tabella dei materiali) sulla sezione ultrasottile del vetro di copertura. Posizionare un nuovo vetro di copertura pulito sul tampone di montaggio.
      NOTA: Il componente chiave del tampone di montaggio è DABCO, che viene utilizzato per recuperare la fluorescenza delle proteine fluorescenti. Questo è molto importante per il recupero della fluorescenza.
    2. Mettere questi due vetri di copertura insieme alla sezione ultrasottile in una camera di imaging (vedere la tabella dei materiali). Assicurarsi che il vetro di copertura con l'anello disegnato sia in alto.
  2. Raccogli la mappa di navigazione.
    1. Trova la sezione utilizzando l'anulus disegnato come marcatore in modalità di imaging in campo chiaro di un microscopio a fluorescenza invertita (vedi Tabella dei materiali). Spostati in un angolo della sezione. Accendi la luce bianca e scatta l'immagine in campo chiaro.
    2. Spegni la luce bianca. Accendere il laser (561 nm) e scattare immagini fluorescenti dello stesso campo visivo (FOV).
    3. Spegnere il laser. Spostati sul campo visivo adiacente, assicurandoti che questi due campi visivi abbiano una sovrapposizione del 10%. Prendi l'immagine in campo chiaro e l'immagine fluorescente del secondo FOV.
    4. Ripetere l'operazione fino a coprire l'intera sezione. Registrare il percorso di imaging che può essere utilizzato per unire il FOV.
      NOTA: Per una maggiore qualità dell'immagine, si consiglia di utilizzare il microscopio confocale.
  3. Celle dell'immagine di interesse.
    1. Utilizzare la mappa di navigazione per individuare facilmente le celle di interesse. Accendere il laser (561 nm) e scattare 300 fotogrammi di immagini fluorescenti della cellula di interesse. Spegnere il laser.
    2. Accendi la luce bianca e scatta immagini in campo chiaro sequenziale (~100 fotogrammi).
    3. Passare a un'altra cella di interesse.

6. Preparazione per l'imaging EM

NOTA: Il flusso di lavoro è illustrato nella Figura 3B.

  1. Trasferire la sezione ultrasottile sulla griglia delle fessure.
    1. Riempire un barattolo di vetro con ddH2O.
    2. Rimuovere i vetri di copertura dalla camera e separare i due vetri di copertura con una pinzetta. Clamp il vetro di copertura su cui si trova la sezione, lavare via il tampone di montaggio e asciugare all'aria.
    3. Incidere un # attorno alla sezione ultrasottile utilizzando una lama su un solo lato e far cadere 10 μL di acido fluoridrico al 12% (vedere la tabella dei materiali) in corrispondenza di ciascun angolo del #. Immergere lentamente il coperchiochio.
      NOTA: L'acido fluoridrico reagisce con il vetro, facilitando la rimozione della pellicola pioloformica dal vetro di copertura. L'acido fluoridrico è tossico. Usalo in un cappuccio chimico con i guanti. Il contatto con la pelle richiede cure mediche immediate.
    4. Far galleggiare insieme il film pioloforme e la sezione ultrasottile sulla superficie dell'acqua. Posizionate una griglia di asole non rivestita sulla sezione per catturare la sezione al centro della griglia.
    5. Coprire un vetrino con parafilm (vedi Tabella dei materiali) e prelevare la griglia con il film pioloforme. Asciugare la griglia all'aria a temperatura ambiente.
  2. Colorazione della sezione
    1. Macchia la sezione con il 2% UA e il triplo vantaggio di Sato. Per maggiori dettagli, fare riferimento al protocollo2 pubblicato in precedenza.

7. Analisi dell'immagine

  1. Unisci la mappa di navigazione.
    1. Individuare la posizione dei dati non elaborati. Aprire il software ImageJ (vedere Tabella dei materiali) per unire la mappa di navigazione.
    2. Fare clic su Plugin | Cuciture | Cucitura a griglia/collezione | (Tipo) Griglia: serpente per colonna | (Ordine) Su e sinistra (in base alla sequenza di ripresa) | Impostare la dimensione della sezione | Selezionare il percorso dati | Imposta nome file | Selezionare Fusione schermo. Osservate il risultato, che è una mappa di navigazione composta da diverse immagini in campo chiaro di diversi FOV.
    3. Utilizzare lo stesso metodo per unire una mappa di navigazione della fluorescenza.
  2. Unire le immagini in campo chiaro con le immagini a fluorescenza.
    1. Nel software ImageJ, fare clic su File | Importazione | Sequenza di immagini per importare le immagini sequenziali in campo chiaro della cella di interesse.
    2. Clicca sull'immagine | Pile | Proiezione Z | Somma sezioni per ottenere l'immagine SIP (Sum Intensity Projection) delle immagini sequenziali in campo chiaro.
    3. Fare clic su Modifica | Inverti per invertire l'immagine SIP del campo chiaro in modo che i segnali delle nanoparticelle d'oro diventino punti bianchi luminosi.
    4. In ImageJ, fare clic su File | Importazione | Sequenza di immagini per importare le immagini FM sequenziali.
    5. Clicca sull'immagine | Pile | Proiezione Z | Somma sezioni per ottenere l'immagine SIP delle immagini FM sequenziali.
    6. Clicca sull'immagine | Colore | Unisci canali per unire l'immagine in campo chiaro SIP con l'immagine SIP FM come immagine composita.
    7. Le nanoparticelle d'oro sono verdi e la proteina fluorescente è rossa. Clicca sull'immagine | Tipologia | Colore RGB per convertire il formato dell'immagine composita in RGB.

8. Imaging EM

  1. Posizionare la griglia sul supporto del campione, mantenendo il lato della sezione della griglia rivolto verso l'alto.
  2. Utilizzare la mappa di navigazione per identificare approssimativamente la posizione delle celle corrispondenti al microscopio elettronico attraverso quattro distanze relative ai quattro diversi angoli del trapezio destro della sezione ultrasottile.
  3. Confermare le cellule usando le nanoparticelle d'oro.
  4. Acquisisci immagini EM a diversi ingrandimenti (4.200x, 6.000x o 8.200x) con un microscopio elettronico a trasmissione (TEM) (vedi Tabella dei materiali).

9. Registrazione dell'immagine FM con l'immagine EM

  1. Aprire il software di registrazione (vedere l'Indice dei materiali). Digitare easyCLEMv014nella finestra di ricerca. Fare clic su easyCLEMv0 per aprire easyCLEMv0. Fare clic su Immagine/Sequenza | Apri per importare l'immagine EM e l'immagine composita nel pannello del software.
  2. Nella finestra EasyCLEMv0, fare clic su 2D (x,y,[T]) per scegliere non rigido (2D o 3D) come modalità di allineamento.
  3. Nella finestra EasyCLEMv0, fare clic sulla casella a discesa a destra di Seleziona immagine che verrà trasformata e ridimensionata (probabilmente FM) per scegliere Composito (RGB)color.tif. Quindi, fai clic sulla casella a discesa a destra di Seleziona immagine che non verrà modificata (probabilmente EM) per scegliere EMimage. tif.
  4. Fare clic su Avvia per iniziare la registrazione.
  5. Nella finestra dell'immagine EM denominata EMimage. tif, fare clic su una nanoparticella d'oro per inserire il punto 1 sulla nanoparticella d'oro. Nella finestra dell'immagine FM denominata Composite (RGB)color.tif, fare clic sulla nanoparticella d'oro corrispondente per inserire il punto 1 sulla nanoparticella d'oro.
  6. Fare clic su Update Transformation per confermare il segnale LM con il segnale EM delle nanoparticelle d'oro.
  7. Ripeti l'operazione di cui sopra nella finestra dell'immagine EM denominata EMimage. tif e abbina il segnale LM con il segnale EM della stessa nanoparticella d'oro uno per uno.
  8. Fare clic su Stop per completare la registrazione.
  9. Dopo l'allineamento dell'immagine, fare clic su Immagine sovrapposta e fare clic su Immagine/Sequenza | Salva con nome per esportare una pila di immagini contenente immagini di quattro canali (rosso, verde, blu, grigio).
  10. Apri ImageJ e fai clic su File | Apri per importare l'immagine sovrapposta . Clicca sull'immagine | Pile | Impila su immagini per separare l'immagine sovrapposta in immagini a quattro canali.
  11. Clicca sull'immagine | Colore | Unisci canali per unire le immagini di tre canali (rosso, verde e grigio) in un'immagine composita.
  12. Clicca sull'immagine | Tipologia | Colore RGB per convertire l'immagine composita in un'immagine CLEM.

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Risultati

Rapporti precedenti hanno dimostrato che mScarlet può colpire il lisosoma15. In questo protocollo, l'AAV che esprime mScarlet (rAAV-hSyn-DIO-mScarlet-WPRE-pA) è stato iniettato nell'M1 (ML: ±1.2 AP: +1.3 DV: -1.5) del cervello di topo Vglut2-ires-cre utilizzando strumenti stereotassici. Seguendo il protocollo sopra descritto, l'immagine finale correlata è mostrata in Figura 4A. L'immagine FM può essere allineata con precisione con l'immagine EM utiliz...

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Discussione

Il protocollo qui presentato è un metodo di imaging versatile, in grado di combinare le informazioni di localizzazione della proteina bersaglio dalla microscopia ottica (LM) e il contesto che circonda la proteina bersaglio dalla microscopia elettronica (EM)6. Con i limiti delle attuali proteine fluorescenti, il metodo ampiamente utilizzato è il pre-embedding della microscopia ottica ed elettronica correlativa (CLEM), il che significa che l'imaging LM viene eseguito prima della preparazione del cam...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno conflitti di interesse da dichiarare.

Ringraziamenti

Questo progetto è stato sostenuto dalla National Natural Science Foundation of China (32201235 a Zhifei Fu), dalla Natural Science Foundation della provincia del Fujian, Cina (2022J01287 a Zhifei Fu), dalla Research Foundation for Advanced Talents presso la Fujian Medical University, Cina (XRCZX2021013 a Zhifei Fu), dalla Finance Special Science Foundation della provincia del Fujian, Cina (22SCZZX002 a Zhifei Fu), Fondazione del laboratorio chiave NHC di valutazione tecnica della regolazione della fertilità per primati non umani e dell'ospedale per la salute della maternità e del bambino del Fujian (2022-NHP-04 a Zhifei Fu). Ringraziamo Linying Zhou, Minxia Wu, Xi Lin e Yan Hu presso il Public Technology Service Center della Fujian Medical University per il supporto nella preparazione dei campioni EM e nell'imaging EM.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
0,2 M tampone fosfato (PB)NaH2PO4 · 2H2O+Na2HPO4 · 12H2O
0,2 M Tris-Cl (pH 8,5)Shanghai yuanye Bio-TechnologyR26284
25% Glutaraldeide (GA)Alfa AesarA17876Sostanza chimica pericolosa
Abbelight 3DNanolnsights
AcetoneSCR10000418
Idrossido di ammonioJ& K Scientific335213
Biofotometro D30eppendorf
Tampone di pulizia dei vetri50 mL di idrossido di ammonio, 50 mL di perossido di idrogeno, 250 mL H2O
CoverglassWarner64-0715
DABCO Sigma290734Sostanza chimica pericolosa
DDSASPI companyGS02827Centrifuga da tavolo per sostanze chimiche pericolose
WIGGENSMINICEN 10E
Coltello diamantatoDiATOMEMX6353
DMP-30SPI companyGS02823Reagente di
trasfezione del DNAThermo Fisher2696953Kit di Trasfezione Lipofectamine 3000
Epon 812 Società SPIGS02659Etanolo chimico pericoloso
SCR10009218
immagine Fiji JNational Institutes of Health
Soluzione fissativa 4% PFA+0,25% GA+0,02 M PB
FormvarSigma9823
GliceroloSCR10010618
Nanoparticelle d'oroCorpuscolare790120-010
ResinaAcetone in resina 3:1, 1:1, 1:3
Acido fluoridricoSCR10011118
Perossido diidrogenoSCR10011218
ICY (https://icy.bioimageanalysis.org/about/)Easy CLEMv0 Plugin
Camera di imagingThermo Fisher A7816
Grandi capsule di gelatina MicroscopiaelettronicaScienze 70117
TamponeMowiol 4-88, Glicerolo, 0,2 M Tris-Cl (pH 8,5), DABCO
Mowiol 4-88Sigma9002-89-5
Na2HPO4  ž12H2OSCR10020318
NaH2PO4  ž2H2OSCR20040718
NMASPI companyGS02828Pericolosi primer
oligonucleotidichimici Takara Biomedical Technology (Pechino)Tre primer di oligonucleotidi sono stati utilizzati per rilevare contemporaneamente Vglut2-ires-Cre e wild-type. I primer 5,-ATCGACCGGTAATGCAGGCAA-3, e 5,-CGGTACCACCAAATCTTACGG-3, miravano a rilevare Vglut2-ires-Cre. Gli inneschi 5,-CGGTACCACCAAATCTTACGG-3, e 5,-CATGGTCTGTTTTGAATTCAG-3, miravano a rilevare il wild-type.
Microtomo oscillanteLeicaVT1000S
Tetrossido di osmioSCRL01210302Sostanza chimica pericolosa
Soluzione OsO41% Tetrossido di osmio+1,5% K4Fe (CN)6· 3H2O
ParafilmAmcorPM-996
Paraformaldeide (PFA)SCR80096618Sostanza chimica pericolosa
Tampone4% PFA+0,1 M
PB PioloformSigma63148-65-2Sostanza chimica pericolosa
Poli-L-lisina Sigma25986-63-0
Ferrocianuro di potassio (K4Fe (CN)6· 3H2O) SCR10016818
Lame per bisturiMerckS2771
Manici per bisturiMerckS2896-1EA
StereomicroscopioOLYMPUSMVX10
Topi transgeniciJackson Laboratory(ceppo: 129S6/SvEvTac) sono stati alloggiati in condizioni standard (25 ° C, un ciclo luce/buio di 12 ore, con acqua e cibo dati ad libitum. Topi maschi e femmine sono stati utilizzati a 2– 3 mesi, peso 20-30 g.  
Microscopio elettronico a trasmissione (TEM)FEITECNAL G2
UA soluzione (2% UA)Soluzione acquosa
UltramicrotomoLeicaLEICA EM UC6
Uranile acetato (UA)TED PELLA19481Sostanze chimiche pericolose
di copertura per sostanze chimiche pericolose gradiente di montaggio di di perfusione I topi Vglut2-ires-Cre del

Riferimenti

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