Articolo metodologico

Modello murino di morsetto ilare polmonare sinistro di lesione da riperfusione da ischemia polmonare

2.6K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/66232

⸱

12 aprile 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Cardiothoracic Surgery, Washington University, St. Louis

In questo articolo

Avviso di errata corrige

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Sommario

Il protocollo delinea un metodo fattibile, affidabile e riproducibile di clampaggio ilare polmonare sinistro che può essere utilizzato per studiare il danno da ischemia-riperfusione polmonare in modelli murini.

Abstract

Il danno da ischemia e riperfusione (IRI) durante il trapianto di polmone è un importante fattore di rischio per le complicanze post-trapianto, tra cui la disfunzione primaria del trapianto, il rigetto acuto e cronico e la mortalità. Gli sforzi per studiare le basi dell'IRI hanno portato allo sviluppo di un modello murino affidabile e riproducibile di clamping ilare del polmone sinistro. Questo modello prevede una procedura chirurgica eseguita in un topo anestetizzato e intubato. Viene eseguita una toracotomia sinistra, seguita da un'attenta mobilizzazione polmonare e dalla dissezione dell'ilo polmonare sinistro. Il morsetto ilare comporta la legatura reversibile della sutura dell'ilo polmonare con un nodo scorsoio, che interrompe l'afflusso arterioso, il deflusso venoso e il flusso d'aria attraverso il bronco principale sinistro. La riperfusione viene avviata con un'attenta rimozione della sutura. Il nostro laboratorio utilizza 30 minuti di ischemia e 1 ora di riperfusione per il modello sperimentale nelle attuali indagini. Tuttavia, questi periodi di tempo possono essere modificati a seconda della specifica domanda sperimentale. Immediatamente prima del sacrificio, l'emogasanalisi arteriosa può essere prelevata dal ventricolo sinistro dopo un periodo di 4 minuti di clampaggio ilare destro per garantire che i valori di PaO2 ottenuti siano attribuiti al solo polmone sinistro danneggiato. Descriviamo anche un metodo per misurare lo stravaso cellulare con la citometria a flusso, che prevede l'iniezione endovenosa di un anticorpo marcato con fluorocromo specifico per le cellule da studiare prima del sacrificio. Il polmone sinistro può quindi essere prelevato per la citometria a flusso, congelato o fissato, l'immunoistochimica inclusa in paraffina e la reazione quantitativa a catena della polimerasi. Questa tecnica di clamp ilare consente uno studio dettagliato dei meccanismi cellulari e molecolari alla base dell'IRI. I risultati rappresentativi rivelano una diminuzione dell'ossigenazione del polmone sinistro e l'evidenza istologica di danno polmonare a seguito di clamping ilare. Questa tecnica può essere facilmente appresa e riprodotta da personale con e senza esperienza microchirurgica, portando a risultati affidabili e coerenti e fungendo da modello ampiamente adottabile per lo studio dell'IRI polmonare.

Introduzione

L'IRI durante il trapianto d'organo è un importante fattore di rischio per la disfunzione primaria del trapianto e per i successivi episodi di rigetto del trapianto 1,2. Durante il trapianto, il tempo di ischemia calda è definito come il periodo di tempo che intercorre tra il cross-clamp dell'aorta del donatore e l'inizio della perfusione fredda e tra la rimozione dell'organo dal ghiaccio all'impianto dell'organo. Il tempo di conservazione a freddo è definito come il periodo di tempo che intercorre tra l'inizio della perfusione fredda e la rimozione dell'organo dal ghiaccio3. L'ischemia calda è più deleteria per la funzione d'organo successiva rispetto all'ischemia fredda 4,5,6 e i suoi meccanismi sottostanti giustificano ulteriori studi in modelli preclinici. Inoltre, il trapianto di organi da donazione dopo morte cardiaca (DCD) è associato a tempi ischemici caldi più lunghi rispetto alla donazione tradizionale dopo morte cerebrale (DBD)7. Sebbene l'uso di donatori di DCD possa espandere il pool di donatori e aumentare l'utilizzo polmonare, sono necessari ulteriori studi preclinici per valutare gli effetti dell'ischemia calda sulla funzione polmonare post-trapianto. Di seguito, descriviamo un modello di IRI caldo nei topi tramite il morsetto ilare polmonare sinistro.

Diversi modelli animali di clampaggio ilare polmonare sono stati sviluppati e adattati negli ultimi anni e possono includere l'uso di un clamp microvascolare atraumatico 8,9,10,11,12,13, un laccio emostatico di Rumel14,15 o una legatura della sutura16 come il morsetto ilare. Il punto cruciale del morsetto ilare è che deve essere reversibile e causare danni minimi o nulli alle strutture ilari in modo da poter ottenere la riperfusione. Qui, descriviamo la nostra tecnica di clamp ilare nei topi che prevede la legatura reversibile della sutura dell'ilo polmonare sinistro con un nodo scorsoio. Questo metodo occlude l'afflusso arterioso polmonare, il deflusso venoso e il flusso d'aria dentro e fuori il bronco principale. Il vantaggio principale di un nodo scorsoio rispetto a un morsetto vascolare, una clip o un laccio emostatico è che il torace può essere chiuso durante periodi prolungati di ischemia, riducendo così al minimo la perdita di liquidi insensibili e calore nel topo. Forniamo un protocollo per ottenere misurazioni affidabili dei gas nel sangue arterioso (ABG) e per misurare lo stravaso cellulare dopo il clampaggio ilare.

Questa tecnica di clamp ilare occupa un posto importante nello studio più ampio del trapianto di polmone. Rispetto ai piccoli modelli animali di trapianto di polmone ortotopico, la tecnica del clamp ilare può isolare gli effetti dell'IRI senza l'aggiunta di traumi anastomotici chirurgici o di allogenicità17. Inoltre, la tecnica del morsetto ilare può essere padroneggiata più facilmente e rapidamente rispetto al trapianto di polmone di topo. Infatti, utilizzando tecniche di clamp ilare, nell'ultimo decennio sono stati identificati diversi meccanismi importanti nella patogenesi dell'IRI, come il TLR4, la NADPH ossidasi e il recettore 14,18,19,20 dell'adenosina A2A. Nel seguente protocollo, presentiamo un metodo affidabile, insegnabile e riproducibile di clampaggio ilare come strumento per lo studio dell'IRI polmonare.

Protocollo

Tutti gli studi sono stati approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee della Washington University School of Medicine. Gli animali hanno ricevuto cure umane in conformità con la Guida per la cura e l'uso degli animali da laboratorio, 8aedizione 21 preparata dalla National Academy of Sciences e pubblicata dal National Institutes of Health, e i Principi di cura degli animali da laboratorio formulati dalla National Society for Medical Research.

1. Anestesia e intubazione

  1. Seleziona un mouse che pesi almeno 25 g. Ciò faciliterà l'intubazione a causa dell'orifizio più grande tra le corde vocali.
  2. Iniettare nel topo per via intraperitoneale una miscela di ketamina (dose 100 mg/kg di peso corporeo) e xilazina (dose 10 mg/kg di peso corporeo). Questa miscela deve essere caricata in una siringa da 1/2 cc con un ago da 1/2 pollice da 29 G. Attendi circa 5 minuti affinché la ketamina faccia effetto: il topo non dovrebbe mostrare movimenti spontanei e non risponde a un pizzico di dita, il che conferma un'anestesia adeguata.
  3. Iniettare buprenorfina (dose di 0,05 mg/kg di peso corporeo) per via sottocutanea prima dell'intervento chirurgico per un ulteriore controllo del dolore.
  4. Applicare un unguento oftalmico non medicato su entrambi gli occhi per evitare l'essiccazione della cornea durante l'intervento chirurgico.
  5. Radere il topo con un tagliacapelli sul torace sinistro e sulla schiena (vedere Figura 1A), estendendolo sull'addome se è prevista la laparotomia (vedere passaggio 5.3).
  6. Una volta che il topo è stato anestetizzato, eseguire l'intubazione utilizzando una configurazione di intubazione preferita e il resto della procedura al microscopio su un tappetino riscaldato a ~37 °C (per mantenere la normotermia nel topo).
  7. Dopo aver ottenuto una visione adeguata delle corde vocali, inserire un introduttore fatto in casa (vedi Figura 1 supplementare) con una curva all'estremità in un angiocatetere da 1 pollice da 20 G, che viene utilizzato come tubo endotracheale (ETT). Guidare la punta dell'introduttore e poi l'ETT tra e oltre le corde vocali.
    NOTA: È importante visualizzare l'ETT che passa attraverso le corde vocali per evitare una falsa intubazione nell'esofago. È necessario prestare attenzione per evitare lesioni alle corde vocali durante l'intubazione (ad esempio, il numero di tentativi di intubazione deve essere limitato a 5 e l'ETT non deve essere avanzato se si incontra resistenza).
  8. Una volta inserito l'ETT, rimuovere l'introduttore e collegare l'ETT a un ventilatore per piccoli animali. Osservare l'innalzamento simmetrico del torace per confermare la corretta intubazione endotracheale. Le impostazioni del ventilatore devono essere di 100-105 respiri al minuto e una frazione di ossigeno inspirato del 100%. Il volume corrente è di 0,35 mL e la pressione positiva di fine espirazione è di 1 cm H2O.
    NOTA: Assicurarsi che il torace piuttosto che l'addome si sollevi poiché l'intubazione esofagea accidentale porterà alla morte se non viene prontamente corretta.
  9. Una volta confermato che è in posizione, fissare l'ETT con una striscia di 5 cm di nastro di seta da 1 pollice attorno al naso del mouse, assicurando un contatto adeguato con l'ETT e il naso in modo che l'ETT non scivoli fuori dalla bocca (vedere la Figura 1B-C).
  10. Per mantenere un'anestesia adeguata durante l'intervento, somministrare isoflurano all'1%-1,5% in linea con il flusso di ossigeno.

2. Toracotomia

  1. Posizionare il mouse in posizione di decubito laterale destro, con entrambe le zampe anteriori fissate con nastro adesivo all'angolo in alto a sinistra, la zampa posteriore destra con nastro adesivo all'angolo in basso a sinistra e la zampa posteriore sinistra con nastro adesivo all'angolo in basso a destra (vedere la Figura 2G per il nastramento).
  2. Disinfettare con la pelle sul torace sinistro con almeno 3 cicli alternati di iodio povidone seguiti da un'applicazione di alcol al 70%.
  3. Eseguire un'incisione sul 4°spazio intercostale dalla linea ascellare anteriore alla linea ascellare posteriore, utilizzando le forbici per aprire la cute sovrastante (vedere la Figura 2A). Il 4° spazio intercostale si trova a circa 1 cm sotto l'ascella nella linea medio-ascellare.
  4. Per ridurre al minimo la perdita di sangue, coagulare i vasi sanguigni visibili all'interno degli strati sottocutanei e muscolari utilizzando una penna cauterica portatile.
  5. Dividere bruscamente i muscoli del gran dorsale e del dentato anteriore utilizzando le forbici lungo la lunghezza dell'incisione cutanea (vedi Figura 2B).
  6. Utilizzando una pinza curva fine, sollevare con cautela la 4acostola (facendo attenzione a non ferire il polmone sottostante) ed eseguire un taglio preciso con forbici sottili appena sopra la 5acostola per entrare nel 4°spazio intercostale (vedere Figura 2C). Eseguire la toracotomia sopra la 5acostola piuttosto che sotto la4a costola per evitare di ferire il fascio neurovascolare intercostale.
  7. Una volta persa la pressione negativa della cavità pleurica e il polmone si allontana dalla parete toracica, estendere la toracotomia anteriormente e posteriormente nel 4°spazio intercostale appena sopra la 5° costola (vedi Figura 2D-E). L'intera lunghezza dell'incisione dovrebbe essere abbastanza lunga da esporre l'intero polmone, di solito ~ 1 cm.
    NOTA: Se la toracotomia viene estesa troppo anteriormente - se si verifica, può verificarsi un'emorragia dell'arteria mammaria interna per evitare un'eccessiva perdita di sangue.
  8. Applicare due divaricatori di costole per aprire lo spazio delle costole, lasciando una finestra di lavoro di almeno 1 cm2 per un'adeguata visualizzazione (vedere Figura 2F-G).

3. Applicazione del morsetto ilare

  1. Utilizzando applicatori a due punte con punta di cotone, mobilizzare il polmone sinistro sollevandolo cefalicamente e quindi dividendo bruscamente il legamento polmonare inferiore traslucido (vedi Figura 3A-B).
    NOTA: Se questo è difficile da eseguire senza strappare il polmone, il legamento polmonare inferiore può anche essere diviso bruscamente usando le forbici sottili.
  2. Riflettere il polmone anteriormente in modo che l'ilo polmonare posteriore sinistro possa essere visualizzato. Taglia un pezzo di cravatta di seta 6-0 a ~10 cm e posiziona il punto medio di questa cravatta posteriormente all'ilo (vedi Figura 3C).
  3. Quindi, capovolgere il polmone sinistro posteriormente per appoggiare la cravatta e tirare entrambe le estremità della cravatta anteriormente (vedere Figura 3D).
  4. Con le due estremità libere (A e B) della cravatta, legare a strumenti un nodo scorsoio reversibile con pinza e una pinza antizanzare curva. Vedere la descrizione dettagliata nei passaggi 3.4.1 e 3.4.2. Il tempo ischemico caldo inizia dopo la legatura del nodo scorsoio. Il polmone sinistro non dovrebbe più gonfiarsi ad ogni respiro del ventilatore una volta che il nodo è stato legato. Dovrebbe diventare bianco pallido, il che implica la cessazione della perfusione.
    NOTA: Prestare attenzione per assicurarsi che il nodo si trovi al centro dell'ilo, evitando di intrappolare inavvertitamente l'atrio sinistro centralmente e il parenchima polmonare lateralmente (vedi Figura 3F).
    1. Con il morsetto nella mano dominante e il forcipe nella mano non dominante, tenere l'estremità di A con il forcipe e avvolgere una volta il punto medio di A attorno al morsetto chiuso (vedere la Figura 3E).
    2. Afferrare il punto medio di B con il morsetto e tirare con entrambe le mani per stringere il nodo scorsoio. Non lasciare che l'estremità di B tiri attraverso il nodo, il che renderebbe il nodo irreversibile. Dopo aver fatto il nodo, B dovrebbe avere un anello che emana dal nodo, mentre A dovrebbe essere dritto (vedi Figura 3F). Il nodo può essere sciolto tirando l'estremità di B.
  5. Confermare un'adeguata occlusione del bronco occludendo manualmente il tubo di deflusso dall'ETT al ventilatore, il che dovrebbe causare il non gonfiaggio del polmone sinistro (vedere Figura 3G). L'occlusione vascolare si presume con l'occlusione bronchiale data la maggiore collassabilità dell'arteria polmonare e delle vene rispetto al bronco cartilagineo.
  6. Dopo l'applicazione del morsetto ilare, chiudere l'incisione cutanea con un semplice punto interrotto utilizzando una sutura di nylon 6-0, per ridurre al minimo le perdite di liquidi insensibili durante il periodo di ischemia calda.

4. Rilascio del morsetto ilare

  1. Dopo il periodo desiderato di ischemia calda, rilasciare il nodo scorsoio tirando delicatamente l'estremità corta e libera della cravatta di seta (B dalla Figura 3F e passaggio 3.4). Iniziare il tempo di riperfusione al rilascio del nodo scorsoio.
    NOTA: Dopo il rilascio della fascetta, la ventilazione polmonare può essere confermata da una nuova occlusione manuale del deflusso dell'ETT, che ora dovrebbe causare l'espansione del polmone sinistro. Anche in questo caso, la perfusione è implicita con l'inflazione del polmone, tuttavia, può anche essere confermata dal polmone che si gonfia verso l'alto (vedi Figura 4A).
  2. Durante il periodo di riperfusione, chiudere il torace in tre strati per ridurre al minimo le perdite insensibili. Per prima cosa, chiudere lo spazio della 4acostola con un punto singolo con sutura di nylon 6-0, con un morso appena sopra la 4acostola e un morso appena sopra la 6acostola (vedi Figura 4B-C). Collegare questo al massimo gonfiaggio polmonare, per ridurre al minimo il rischio di pneumotorace iatrogeno (vedere Figura 4D-E).
  3. Successivamente, chiudere lo strato muscolare utilizzando un semplice punto corrente con sutura di nylon 6-0.
  4. Infine, chiudere l'incisione cutanea con un semplice punto interrotto con sutura in nylon 6-0 (vedi Figura 4F). Evitare di far scorrere i punti sulla pelle a causa del rischio che gli animali svegli si rompano l'incisione e portino alla completa deiscenza della ferita.
  5. Da questo punto, il polmone può essere prelevato direttamente al termine del tempo di riperfusione desiderato. Se si desidera una valutazione ABG, vedere il passaggio 5. Se si desidera un'ulteriore iniezione endovenosa prima del sacrificio, vedere il passaggio 6. Questo è un intervento chirurgico terminale.
  6. Se il tempo di riperfusione deve essere superiore a un paio d'ore, spegnere l'isoflurano per consentire al topo di svegliarsi dall'anestesia ed estubare. I criteri di estubazione includono contrazioni con pizzico della zampa e respirazioni e movimenti spontanei. Svegliare un topo dall'anestesia con ketamina e isoflurano richiede in genere 30-45 minuti. Questo è un intervento chirurgico di sopravvivenza.
    1. Per la chirurgia di sopravvivenza, iniettare 1 mL di soluzione salina calda per via sottocutanea per tenere conto delle perdite di liquidi dovute all'intervento chirurgico. Iniettare buprenorfina (dose 0,05 - 0,1 mg/kg di peso corporeo) per via sottocutanea prima dell'intervento chirurgico per il controllo del dolore. Ripetere l'anestesia ogni 4-6 ore per almeno 3 giorni dopo l'intervento. Prendi in considerazione un blocco di bupivacaina lungo l'incisione per un ulteriore controllo del dolore.

5. Valutazione ABG

NOTA: Se si desidera la misurazione dell'ABG, è meglio ottenerla tramite aspirazione di sangue arterioso dal ventricolo sinistro. Per accertare che l'ABG rifletta solo la funzione polmonare sinistra, questo sangue arterioso deve essere ottenuto dopo circa 4 minuti di clamping dell'ilo destro22,23, durante i quali solo il polmone sinistro esegue l'ossigenazione e la ventilazione.

  1. Se il topo è stato svegliato dall'anestesia dopo il clamp ilare, anestetizzare nuovamente e intubare il topo secondo il passaggio 1.
  2. Circa 15-20 minuti prima della fine del tempo di riperfusione desiderato, posizionare il topo supino, fissando tutti e quattro gli arti con del nastro adesivo.
    NOTA: Prima della fine della riperfusione, è necessario dedicare molto tempo all'esecuzione dei seguenti passaggi. I tempi specifici per aprire l'addome e il torace variano a seconda del chirurgo e della sua esperienza.
  3. Eseguire la laparotomia della linea mediana dall'osso pubico allo xifoide, incidendo con le forbici la cute seguita dalla parete addominale lungo la linea alba (vedi Figura 5A-B).
  4. Al xifoide, estendere la laparotomia a sinistra e a destra fino alla linea ascellare anteriore, seguendo la curva della costola più inferiore (vedi Figura 5C).
  5. Dall'addome, incidere il diaframma anteriore nella linea mediana per entrare nel torace, facendo attenzione a non andare troppo in profondità per evitare di ferire il cuore (vedi Figura 5D-E). Quindi, estendere l'incisione del diaframma anteriore a sinistra e a destra fino alla linea ascellare anteriore, lungo la costola più inferiore (vedere la linea tratteggiata bianca nella Figura 5D).
  6. Dividere le costole bilaterali lungo la linea ascellare anteriore, estendendosi verso l'alto verso l'ascella, per creare una toracotomia a conchiglia. Quindi, riflettere la parete toracica anteriore (sterno e costole anteriori bilaterali) cefalade, che consente la piena esposizione del cuore e dei polmoni bilaterali (vedere le linee tratteggiate bianche nella Figura 5F).
  7. Applicare un morsetto sulla parete toracica anteriore che è cefalica capovolta per facilitare la retrazione. Ritrarre il diaframma verso il basso con una pinza antizanzare curva nella linea mediana per migliorare la visualizzazione del torace (vedere la Figura 5F).
  8. Per mobilizzare completamente il polmone destro (che ha 4 lobi), riportare il lobo accessorio che si estende oltre la linea mediana nel torace sinistro nel torace destro (Figura 5G-H). C'è un sottile legamento che attacca questo lobo al torace sinistro: dividilo senza mezzi termini con applicatori con punta di cotone o bruscamente con le forbici.
    NOTA: Questo lobo accessorio attraversa la linea mediana posteriore alla vena cava inferiore (IVC), quindi è necessario prestare attenzione a non ferire l'IVC durante questa manovra.
  9. Una volta che tutti i lobi sono tornati sul torace destro, riflettere l'intero polmone destro anteriormente e posizionare un'altra fascetta di seta 6-0 (tagliata a ~10 cm) posteriormente all'ilo destro. Quindi, riposizionare il polmone destro nel torace sopra la cravatta.
  10. Legare un altro nodo scorsoio attorno all'ilo destro utilizzando la stessa tecnica descritta al punto 3.4, avendo cura di circondare tutti e quattro i lobi del polmone destro. Questo passaggio del morsetto ilare destro deve essere programmato in modo che sia circa 4 minuti prima della fine della riperfusione.
  11. Rivestire un ago da 1/2 pollice da 31G su una siringa di tubercolina da 1 cc con circa 200 μL di eparina 1000 unità/mL. Per fare ciò, aspirare il volume di eparina e tirare ripetutamente lo stantuffo avanti e indietro 3-4 volte per consentire all'eparina di rivestire l'intero interno della siringa. Questo viene fatto per ridurre al minimo il rischio di coagulazione del sangue aspirato durante il trasporto dalla stazione chirurgica alla macchina ABG.
  12. Dopo 4 minuti di clamping ilare destro, aspirare il sangue arterioso dal ventricolo sinistro nella siringa rivestita di eparina (vedere Figura 5I). Fare attenzione a evitare di perforare il setto ventricolare e di aspirare inavvertitamente sangue venoso del ventricolo destro. C'è una chiara differenza di colore tra il ventricolo destro più scuro e il ventricolo sinistro più luminoso (vedi Figura 5I nel riquadro). Inclinare l'ago verso il collo sinistro. Possono essere necessarie più punture per ottenere sangue sufficiente per eseguire un ABG (~150 μL).
    NOTA: Durante i 4 minuti di morsetto ilare destro, il topo può iniziare a mostrare una respirazione agonale che preannuncia la morte imminente. In tal caso, il sangue arterioso deve essere aspirato rapidamente prima dell'arresto cardiaco. Non è possibile aspirare il sangue da un cuore non pulsante.
  13. Eseguire il sangue arterioso su una macchina ABG per ottenere la saturazione di ossigeno, la pressione parziale dell'ossigeno, la pressione parziale dell'anidride carbonica, tra le altre misurazioni. Sopprimere il topo dopo la raccolta dell'ABG e/o il trattamento con anticorpi (vedere passaggio 6).

6. Iniezione endovenosa di anticorpi per la misurazione dello stravaso cellulare

NOTA: Questa tecnica può essere utilizzata per determinare lo stravaso cellulare tramite iniezione endovenosa di anticorpi marcati con fluorocromo nell'IVC prima del sacrificio seguito da analisi citofluorimetrica, come precedentemente pubblicato18. In breve, i neutrofili intravascolari possono essere distinti dai neutrofili interstiziali utilizzando anticorpi anti-Ly6G specifici per neutrofili. L'anti-Ly6G marcato con isotiocianato di fluoresceina (FITC-marcato) (clone 1A8) viene iniettato per via endovenosa 5 minuti prima del sacrificio, che marca i neutrofili intravascolari circolanti. La concentrazione dell'anticorpo FITC-Ly6G utilizzato è di 100 ng diluito in 200 μL di soluzione salina tamponata con fosfato. Quindi, dopo la preparazione della sospensione di una singola cellula dal polmone sinistro per la citometria a flusso, tutti i neutrofili vengono marcati con anti-Ly6G marcato con alloficocianina (marcato con APC) (clone 1A8). Pertanto, i neutrofili APC-Ly6G+FITC-Ly6G+ sono intravascolari mentre APC-Ly6G+FITC-Ly6G- sono extravascolari o interstiziali. Questa tecnica può essere adattata, ad esempio, ai monociti con anticorpi anti-Ly6C, alle cellule B con anticorpi anti-CD19.

  1. Caricare l'anticorpo desiderato in una siringa da 3/10 cc con ago da 5/16 pollici 31G, facendo attenzione a ridurre al minimo le bolle d'aria all'interno della siringa. Utilizzare questo per l'iniezione endovenosa nell'IVC al punto 6.5.
  2. Eseguire la laparotomia secondo i passaggi 5.3-5.4.
  3. Dopo la laparotomia, eseguire la rotazione viscerale mediale destra senza mezzi termini utilizzando due applicatori appuntiti con punta di cotone. In un topo, questo viene fatto eviscerando tutto l'intestino a sinistra dell'addome, il che consentirà una visione chiara dell'IVC (vedi Figura 6A).
  4. Elimina il grasso sovrastante l'IVC senza mezzi termini con applicatori con punta di cotone.
  5. Iniettare la soluzione di anticorpi nell'IVC tramite venipuntura (vedere Figura 6B). Dopo aver estratto l'ago, applicare immediatamente una leggera pressione con un batuffolo di cotone sul sito della venipuntura fino a quando non è emostatico (di solito circa 2-3 minuti).
  6. Riposizionare l'intestino eviscerato nell'addome sopra il batuffolo di cotone per continuare ad applicare pressione sull'IVC (vedere Figura 6C).
  7. Eseguire la toracotomia a conchiglia secondo i passaggi 5.5-5.7 per prelevare il polmone sinistro. Lasciare che gli anticorpi abbiano almeno 5 minuti per circolare sistemicamente prima del sacrificio e del raccolto. Sopprimere il topo dopo la raccolta di ABG e/o il trattamento con anticorpi.

7. Colorazione istologica (H&E)

  1. Dopo la fissazione in formalina e l'inclusione in paraffina del polmone sinistro e il sezionamento a uno spessore di 5 μm, deparaffinizzare il vetrino in xilene (due lavaggi di 10 minuti).
  2. Disidratare in lavaggi sequenziali con etanolo: 2 lavaggi da 5 minuti con il 100%, 1 lavaggio da 2 minuti con il 95% e 1 lavaggio da 2 minuti con etanolo al 70%. Quindi, sciacquare in acqua deionizzata.
  3. Colorare il vetrino con ematossilina per 2-4 minuti, quindi lavare con acqua deionizzata per 5 minuti o fino a quando non scorre limpido. La durata precisa della colorazione con ematossilina dovrà essere ottimizzata in base al tessuto e all'intensità di colorazione nucleare desiderata.
  4. Lavare in soluzione defininte per 30 s per differenziare le macchie, quindi lavare in acqua per 2 min. Lavare in soluzione di colorazione blu per 30 s, quindi lavare in acqua per 2 minuti.
  5. Disidratare ulteriormente immergendo 15 volte in etanolo al 95%. Macchiare in eosina per 1 min.
  6. Disidratare con 2 minuti di lavaggi con etanolo (2x), seguiti da 2 minuti di lavaggi con xilene (2x). Applicare il supporto di montaggio e il vetrino coprioggetto.

Risultati

Dopo il clamping ilare sinistro, la pressione parziale di ossigenazione nel sangue arterioso (PaO2) attribuita al polmone sinistro è di ~100 mmHg, significativamente più bassa rispetto ai ~500 mmHg dopo la toracotomia fittizia (Figura 7A, n=6-7). Da notare che sono state eseguite toracotomie fittizie in topi B6 con misurazione ABG presa dopo 4 minuti di clamping ilare destro, che rappresentano valori attribuiti al solo polmone sinistro. La colorazione H&E del polmone sinistro con clamping ilare ha dimostrato l'infiltrazione di cellule infiammatorie che riempiono le vie aeree e l'ingorgo dei vasi sanguigni con eritrociti, mentre questi risultati sono assenti nel polmone sinistro naive (Figura 7B, n=2). Questi risultati dimostrano l'immediato danno tissutale e l'infiltrazione cellulare dopo un periodo di ischemia e riperfusione.

Come discusso nella fase 6, i neutrofili intravascolari e interstiziali possono essere differenziati con l'iniezione endovenosa di anticorpi anti-Ly6G marcati con FITC 5 minuti prima del sacrificio, seguita dalla marcatura di tutti i neutrofili con anticorpi APC-Ly6G18,24. Grafici rappresentativi mostrano che ~75% dei neutrofili sono intravascolari (APC-Ly6G+FITC-Ly6G+) e ~25% sono interstiziali (APC-Ly6G+FITC-Ly6G-) dopo il clampaggio ilare del polmone sinistro (Figura 7C, n=4). Questi risultati dimostrano un modo affidabile per valutare lo stravaso dei neutrofili e possono essere adattati ad altri tipi di cellule a seconda degli anticorpi utilizzati (ad esempio, anti-Ly6C per i monociti, anti-CD19 per le cellule B). Questa tecnica è utile per lo studio della dinamica cellulare in seguito a IRI.

figure-results-1
Figura 1: Intubazione del topo. (A) Topo con torace sinistro e addome rasati. (B) Tubo endotracheale collegato al tubo del ventilatore. (C) Una volta confermata l'intubazione, fissare il tubo circonferenzialmente al naso del topo. (D) Topo intubato con tubo di afflusso e deflusso da e verso il ventilatore per piccoli animali. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-results-2
Figura 2: Toracotomia sinistra. (A) Incisione cutanea sul 4°spazio intercostale (ICS). (B) Strati muscolari divisi nel 4°spazio intercostale . (C) Praticando una piccola incisione appena soprala 5a costola. (D) Estensione dell'incisione anteriormente e posteriormente nel 4° ICS . (E) Polmone visualizzato nel 4° ICS. (F-G) Divaricatori di costole posizionati. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-results-3
Figura 3: Morsetto ilare sinistro. (A) Polmone sinistro mobilizzato con tamponi di cotone. (B) Legamento polmonare inferiore (IPL) visualizzato. (C) Con il polmone sinistro capovolto anteriormente, la fascetta di seta viene posizionata posteriormente all'ilo. (D) Con la sinistra capovolta posteriormente sulla cravatta di seta, viene visualizzato l'ilo anteriore. (E) Legatura strumentale del nodo scorsoio sopra l'ilo sinistro. (F) Slipknot sull'ilo. (G) Con l'occlusione manuale del deflusso, il polmone sinistro non si gonfia, indicando un corretto clampaggio ilare. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-results-4
Figura 4: Rilascio del morsetto ilare sinistro e chiusura del torace sinistro. (A) Con il nodo scorsoio rilasciato, il polmone sinistro viene rigonfiato. (B) Chiusura delle costole con un morso appena soprala 4a costola e (C) un morso appena soprala 6a costola. (D-E) Petto chiuso con un punto legato alla fine dell'inspirazione. (F) Chiusura della pelle con punti interrotti (dopo la chiusura dello strato muscolare con punto corrente). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-results-5
Figura 5: Laparotomia, toracotomia bilaterale a conchiglia e prelievo di sangue arterioso. (A) Topo regolato in posizione supina. (B) Incisione cutanea praticata sulla linea mediana dell'addome. (C) Laparotomia che si estende dallo xifoideo al pube, con estensione a sinistra e a destra lungo la costola più inferiore. (D-E) Apertura del diaframma per entrare nella cavità toracica, con estensione dell'incisione del diaframma a sinistra e a destra lungo la costola più inferiore (linea tratteggiata). (F) Toracotomia bilaterale a conchiglia con incisioni nelle linee ascellari anteriori (linea tratteggiata) verso l'apice del torace. (G) Lobo accessorio del polmone destro che si estende nel torace sinistro posteriormente alla vena cava inferiore. (H) Lobo accessorio mobilizzato e riportato al torace destro. (I) Aspirazione di sangue arterioso dal ventricolo sinistro (riquadro: differenziale di colore tra ventricoli destro e sinistro). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-results-6
Figura 6: Iniezione endovenosa nella vena cava inferiore. (A) Rotazione viscerale mediale destra per esporre la vena cava inferiore (IVC). (B) Iniezione di soluzione in IVC. (C) Applicare pressione sull'IVC per raggiungere l'emostasi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-results-7
Figura 7: Risultati rappresentativi dell'ossigenazione polmonare, dell'istologia e dello stravaso dei neutrofili dopo clamp ilare sinistro. (A) Pressione parziale dell'ossigeno nel sangue arterioso di un topo C57BL/6 sottoposto a toracotomia fittizia rispetto a clamp ilare. I risultati sono presentati come media ± SEM, n=6-7. p calcolati mediante test U di Mann-Whitney. **p <0,01. (B) Colorazione H&E di una sezione polmonare fissata in formalina e inclusa in paraffina di un topo C57BL/6 sottoposto a toracotomia fittizia rispetto a morsetto ilare. La barra della scala rappresenta 250 μm. (C) Figura rappresentativa della distribuzione dei neutrofili Ly6G+ intravascolari (APC-Ly6G+FITC-Ly6G+) rispetto a quelli extravascolari (APC-Ly6G+FITC-Ly6G-) in un topo C57BL/6 che segue il morsetto ilare. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Figura supplementare 1: Introduttore per tubo endotracheale. Clicca qui per scaricare questo file.

Discussione

Descriviamo una tecnica di clamp ilare che prevede l'applicazione di un nodo scorsoio sull'ilo sinistro che occlude l'arteria polmonare e le vene e i bronchi per indurre l'ischemia calda seguita da riperfusione. Dopo il clampaggio ilare, il polmone sinistro può essere prelevato per una varietà di tecniche sperimentali come l'istologia, la citometria a flusso, il sequenziamento di massa o di singole cellule e la reazione quantitativa a catena della polimerasi. Inoltre, il sangue e la milza possono essere utilizzati per studiare gli effetti sistemici, mentre il polmone destro non ischemico può fungere da controllo interno. In questo protocollo, descriviamo anche metodi dettagliati per ottenere misurazioni ABG e/o determinare lo stravaso cellulare.

La tecnica di clampaggio ilare murino è fondamentale per lo studio dell'IRI polmonare e per il più ampio campo del trapianto di polmone. Ad esempio, utilizzando questo modello di morsetto ilare, il nostro gruppo ha scoperto che i monociti classici CCR2+ derivati dalla milza mediano lo stravaso di neutrofili nel polmone dopo IRI18. Un altro gruppo ha dimostrato che le cellule epiteliali alveolari di tipo II producono CXCL1 (un chemioattrattivo neutrofilo) in modo NADPH ossidasi-IL-17-TNFα-dipendente utilizzando un modello di morsetto ilare19. È stato scoperto che TLR4 svolge un ruolo nello sviluppo dell'edema in un modello murino di clamping ilare20.

Sebbene il trapianto di polmone murino ortotopico sia più clinicamente applicabile e possa simulare sia l'ischemia calda che quella fredda, introduce anche traumi chirurgici da anastomosi vascolari e bronchiali e stimoli allogenici da mancata corrispondenza donatore-ricevente. Pertanto, il vantaggio principale della tecnica del morsetto ilare è la sua capacità di isolare gli effetti dell'IRI polmonare da questi altri fattori. Inoltre, per il microchirurgo del topo inesperto, la procedura di clamp ilare è tecnicamente meno impegnativa e può essere padroneggiata più rapidamente rispetto al trapianto di polmone. Una limitazione del modello a morsetto ilare è che l'ischemia fredda è difficile da ottenere. L'ischemia fredda in situ è stata eseguita in suini con perfusione anterograda attraverso l'arteria polmonaresinistra 25, tuttavia questo è molto più impegnativo nel topo a causa delle sue dimensioni ridotte e della necessità di mantenere la normotermia durante l'intervento chirurgico. Tuttavia, lo studio dell'ischemia calda isolata è importante in quanto è generalmente più deleteria per la funzione degli organi rispetto all'ischemia fredda 4,5,6. Inoltre, i centri trapianti stanno adottando sempre più trapianti di polmone DCD, che sono accompagnati da tempi ischemici caldi molto più lunghi rispetto ai tradizionali trapianti di polmone DBD7. Pertanto, lo studio dettagliato degli eventi durante l'ischemia calda e il successivo periodo di riperfusione è fondamentale e può essere realizzato con questo modello di morsetto ilare.

Negli ultimi due decenni sono state create molte varianti della tecnica del morsetto ilare. Questi includono l'uso di un morsetto microvascolare atraumatico 8,9,10,11,12,13, un laccio emostatico Rumel14,15 e una cravatta con un nodo scorsoio attorno all'ilo16. Descriviamo il nostro adattamento della tecnica del nodo scorsoio nei topi. Il vantaggio principale di questa tecnica rispetto ad altre tecniche di clamp ilare è che consente la chiusura del torace durante il periodo di ischemia, riducendo al minimo le perdite di liquidi insensibili, in particolare nei protocolli con periodi di ischemia più lunghi. Questo non può essere ottenuto quando un morsetto o un laccio emostatico è posizionato sull'ilo.

Per quanto riguarda la selezione animale, abbiamo scelto di sviluppare questo modello nel topo rispetto ai ratti o ai modelli di animali di grandi dimensioni, come il maiale. Il ragionamento è duplice: il nostro laboratorio ha una vasta esperienza nella microchirurgia murina con trapianto ortotopico di polmone di topo17. In secondo luogo, mentre i topi sono più piccoli e tecnicamente più difficili da operare rispetto ai ratti, attualmente ci sono più ceppi di topi transgenici disponibili in commercio rispetto ai ceppi di ratto26,27. I topi si riproducono anche più rapidamente, consentendo uno sviluppo più rapido di nuovi ceppi, il che è particolarmente utile quando si studiano i meccanismi immunitari dell'IRI. Per questi motivi, abbiamo scelto di sviluppare questa tecnica nei topi.

Per quanto ne sappiamo, questo è il primo articolo basato su video che utilizza la tecnica del morsetto ilare del polmone sinistro nel topo con nodo scorsoio. Saito et al. hanno pubblicato un articolo basato su un video che dimostra il clamp ilare nel ratto utilizzando un clamp microvascolare22. Nel topo, Liao et al hanno pubblicato un modello IRI polmonare con bloccaggio dell'arteria polmonare (PA) con un nodo scorsoio, tuttavia il polmone rimane ventilato in questo modello poiché il bronco è escluso dal morsetto28. La tecnica di clampaggio PA è stata utilizzata come modello per studiare l'embolia polmonare29, l'ipertensione polmonare e/o l'insufficienza ventricolare destra30,31. Poiché l'area di studio è l'IRI polmonare nel trapianto, abbiamo scelto di bloccare l'intero ilo, compreso il bronco, per ridurre al minimo il barotrauma oltre al danno ischemico.

Da notare che sono stati scelti 30 minuti di ischemia calda seguiti da 1 ora di riperfusione perché siamo interessati alla dinamica delle cellule infiltranti il polmone nel primissimo periodo post-IRI. Ad esempio, gli studi hanno riportato una sovraregolazione dei geni citoprotettivi, come l'eme ossigenasi 1, dopo soli 30 minuti di ischemia seguiti da 2 ore di riperfusione13. In precedenza si pensava che i neutrofili fossero il tipo di cellula centrale che si infiltrava nel polmone dopo IRI32, tuttavia abbiamo dimostrato che i monociti precedono i neutrofili nel loro arrivo al polmone 18,24. Più recentemente, abbiamo scoperto che le cellule B precedono anche i monociti ed entrano nel polmone entro 1 ora dalla riperfusione (dati non pubblicati). Quando si adatta questa tecnica, le durate dell'ischemia calda e della riperfusione possono essere regolate in base alla domanda e all'ipotesi dello studio. Periodi più lunghi di ischemia calda sono possibili senza preoccuparsi di un'eccessiva perdita di liquidi e calore, poiché il torace può essere chiuso durante questo periodo.

Diverse complicanze possono verificarsi durante il perioperatorio, con l'esito comune finale che è la morte perioperatoria. Abbiamo osservato che l'incidenza della morte degli animali durante l'intervento chirurgico diminuisce con le ripetizioni della tecnica da parte del chirurgo. Stimiamo che i chirurghi richiedano almeno 2 mesi di pratica e/o almeno 20 casi per raggiungere un plateau di abilità. A questo punto, stimiamo che la mortalità intraoperatoria si verifichi in circa 1 caso su 50. La morte nel topo anestetizzato è spesso annunciata da respiri agonici che comportano forti contrazioni del diaframma e della muscolatura della parete toracica. All'inizio di questi respiri agonali, la morte si verificherà in 3-5 minuti se non viene effettuato alcun intervento. Ci sono diverse cause che possono precipitare la morte intraoperatoria, molte delle quali sono riconoscibili e prevenibili. Evidenzieremo di seguito i passaggi critici di questo intervento chirurgico e le tecniche di risoluzione dei problemi per ottenere un risultato di successo.

Intubazione
Il primo passo fondamentale è un'attenta intubazione e la messa in sicurezza delle vie aeree per evitare l'estubazione involontaria. In un intervento chirurgico di sopravvivenza, è particolarmente importante assicurarsi che le corde vocali non vengano danneggiate durante l'intubazione iniziale, poiché il topo non sarà in grado di respirare dopo l'estubazione. L'avanzamento dell'ETT oltre le corde deve essere effettuato sotto visualizzazione diretta attraverso il microscopio. Se durante l'intubazione si incontra resistenza, l'ETT non deve essere fatto avanzare alla cieca. Mantenendo l'orofaringe aperta con il morsetto per zanzare, è necessario prestare attenzione a non perforare la mucosa orale poiché il sangue oscuri la vista delle vie aeree. Il numero di tentativi di intubazione deve essere limitato a meno di cinque.

Estubazione accidentale
Se in qualsiasi momento durante la procedura, i polmoni non sembrano gonfiarsi in modo appropriato, è possibile che l'ETT si sia spostato. Un'altra manifestazione di estubazione accidentale che passa inosservata per un periodo prolungato è il topo che sviluppa improvvisamente la respirazione agonica. Dopo l'intubazione iniziale, è necessario prestare attenzione a fissare bene l'ETT al naso circonferenzialmente con nastro di seta e limitare la regolazione del collo e del busto del topo. Se né il polmone sinistro né quello destro si gonfiano, l'ETT potrebbe essere uscito dalla trachea. Si può tentare di reinserire l'ETT, tuttavia potrebbe essere necessario reintubare il topo in modo rapido per evitare la morte prematura dell'animale. Se solo un polmone si gonfia quando ci si aspetta che lo facciano entrambi, l'ETT potrebbe essere troppo profondo e deve essere accuratamente tirato indietro e rifissato.

Mobilizzazione polmonare
La mobilizzazione del polmone sinistro deve essere eseguita utilizzando applicatori con punta di cotone con una leggera pressione sul parenchima polmonare, poiché la lesione da compressione può danneggiare gli alveoli e ridurre la compliance del polmone. I polmoni non devono essere afferrati con pinze o pinze in quanto ciò danneggerebbe il parenchima polmonare.

Applicazione del morsetto ilare
La pinza ilare sinistra deve essere posta sotto visualizzazione diretta, facendo attenzione a non stendere il nodo troppo centralmente (per non impigliare l'atrio sinistro) o troppo perifericamente (per non catturare alcun parenchima polmonare). Afferrare l'atrio sinistro con il morsetto ilare probabilmente precipiterà la fibrillazione atriale e la successiva morte. La visualizzazione dell'ilo può essere migliorata garantendo un'adeguata retrazione delle costole per espandere il campo visivo. Dopo aver legato il nodo scorsoio, è utile assicurarsi che il morsetto sia completamente occlusivo eseguendo una manovra di reclutamento, occludendo manualmente il tubo di deflusso che collega l'ETT al ventilatore e assicurandosi che il polmone sinistro non si espanda con una pressione positiva. Si presume l'occlusione vascolare con conferma dell'occlusione bronchiale, data l'aumentata collassabilità dell'arteria polmonare e delle vene rispetto al bronco cartilagineo. Inoltre, il morsetto ilare non deve essere legato con una forza eccessiva in quanto schiaccerà le porzioni cartilaginee del bronco principale sinistro e impedirà l'espansione del polmone sinistro dopo il rilascio del morsetto ilare. Una volta rilasciato il morsetto ilare, è importante verificare che il polmone sia ancora in grado di essere ventilato eseguendo un'altra manovra di reclutamento.

Chiusura sul petto
Quando si chiude il torace, la4a e la 5acostola devono essere unite quando il polmone è al massimo dell'inspirazione. Ciò ridurrà al minimo la quantità di aria rimanente nella cavità pleurica, che provocherebbe pneumotorace una volta chiuse le costole. Gli strati muscolari e la pelle devono essere chiusi ermeticamente per evitare lo sviluppo di pneumotorace da tensione.

Ottenere ABG
Infine, quando si ottengono gli ABG, è importante prima bloccare l'ilo destro in modo che la misurazione dell'ABG rifletta solo la funzione polmonare sinistra22,23. Senza il morsetto ilare destro, il polmone destro normalmente ventilato compenserà ampiamente il polmone sinistro ischemico danneggiato e le misurazioni dell'ABG appariranno normali.

In sintesi, la tecnica del clamp ilare che descriviamo sopra è uno strumento prezioso per lo studio del trapianto di polmone e, soprattutto, può isolare lo studio dell'IRI caldo senza l'introduzione di allogenicità, traumi chirurgici correlati all'anastomosi o conservazione ischemica fredda. In particolare, questa tecnica descritta di clampaggio ilare è facilmente insegnabile e ampiamente adottabile e può portare a risultati affidabili e riproducibili.

Dichiarazioni

Gli autori non riportano alcuna divulgazione rilevante.

Ringraziamenti

Questo lavoro non ha ricevuto alcuna sovvenzione specifica da alcuna agenzia di finanziamento nei settori pubblico, commerciale o senza scopo di lucro.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Farmaci
10% soluzione di iodio povidoneAplicareNDC 52380-0126-2Per disinfettante
Buprenorfina 1,3 mg/mLFidelis Animal HealthNDC 86084-100-30Per il controllo del dolore
CarprofeneCronus PharmaNDC 69043-027-18Per il controllo del dolore
Eparina 1000 unità/mLSagentNDC 25021-404-01Per ottenere sangue arterioso
Isoflurano 1%-1,5%Sigma Aldrich26675-46-7Per anestesia
Ketamina cloridrato 100 mg/mLVedcoNDC 50989-996-06Per anestesia
Puralube Vet unguento oculareMedi-Vet.com11897Per prevenire la disidratazione oculare
Xilazina 20 mg/mLAkornNDC 59399-110-20Per il controllo del dolore
Strumenti e strumenti
Argent High Temp Penna cautoria a punta fineMcKesson231Per coagulare i vasi sanguigni
Pinza per zanzare curvaStrumenti di scienza13009-12Per procedura chirurgica
Pinze curve finiStrumenti di scienza11274-20Per chirurgia procedura
Forbici finiStrumenti per le scienze15040-11Per la procedura chirurgica
Impostazione del morsetto per intubazionescienze18374-44, 18144-30Per tenere il mouse verticalmente per la lingua durante l'intubazione. Vedere la Figura 1A supplementare.
Divaricatori magnetici per costoleFine Science Tools18200-01, 18200-10Per la retrazione della toracotomia. Il fissatore magnetico e il divaricatore devono essere collegati da un tubo in micro lattice sottostante.
Fibra ottica in plastica di grado ottico senza rivestimento, 500μ mEdmund Optics02-532Per realizzare l'introduttore per il tubo endotracheale. Vedere la Figura 1B supplementare. Una lunghezza di 1,5 pollici di questa fibra ottica dovrebbe avere un pezzo di nastro di seta fissato a un'estremità. Può quindi essere utilizzato come introduttore per il tubo endotracheale. L'estremità dell'introduttore dovrebbe essere leggermente curva.
Power Pro Ultra clipperOster078400-020-001Per tagliare i capelli
ForbiciFine Science Tools14370-22Per procedura chirurgica
Termoforo per piccoli animaliK& H Pet ProductsThermo-Peep Padriscaldato per mantenere la normotermia
Ventilatore per piccoli animaliApparecchio Harvard55-0000Per la ventilazione (TV 0,35 cc, PEEP 1 cm H2O, RR 100-105/min, FiO2 100%)
Tubo in gomma di micro lattice Spearit (1/8 di pollice di diametro esterno, 1/16 di pollice di diametro interno)Amazon.comhttps://www.amazon.com/Rubber-Tubing-CONTINUOUS-Select-Length/dp/B00H4MT7V0?th=1Per la retrazione di toracotomia
Stat Profile Prime Critical Care Analizzatore di gas ematici NovaBiomedicalhttps://novabiomedical.com/prime-plus-critical-care-blood-gas-analyzer/index.php?gad=1&gclid=Cj0KCQjwmICoBhDx
ARIsABXkXlInZX--R3ezBkc304nS_GVGI9Z2T3Esr33
2aM8WGPiUVhicPQZ
Wj2AaAqhDEALw_wcB   		Per la retrazione della toracotomia
Morsetto drittoFine Science Tools13008-12Per interventi chirurgici
Pinza drittaFine Science Tools91113-10Per interventi chirurgici
Microscopio operatorioWild Heerbruggnon più prodottoPer intubazione e interventi chirurgici; si consiglia la sostituzione con microscopi operatori Leica
Supplies
½ cc siringa con ½ ago da 29 GMcKesson942665Per l'iniezione di ketamina/xilazina per via intraperitoneale
½ ago da 31 pollici su una siringa di tubercolina da 1 ccMcKesson16-SNT1C2705Per l'aspirazione di sangue arterioso dal ventricolo sinistro
Catetere IV da 1 pollice 20GTerumoSROX2025CAPer tubo endotracheale (ETT)
Seta da 1 pollice nastroDurapore3M ID 7100057168Per fissare l'ETT al naso e per fissare gli arti
Siringa da 3/10 cc con ago da 5/16 pollici 31GMcKesson102-SN310C31516PPer l'iniezione di anticorpi nella vena cava inferiore
6-0 sutura monofilamento su un ago P-10McKessonS697GXPer la chiusura della toracotomia, dello strato muscolare e della pelle
Cravatta di seta 6-0Surgical Specialties LookSP102Per fare nodo scorsoio per morsetto ilare
Applicatori appuntiti con punta di cotoneSolon56225Per manipolare il polmone e per la dissezione smussata
Strumenti per le

Riferimenti

  1. Bharat, A., et al. Immunological link between primary graft dysfunction and chronic lung allograft rejection. Ann Thorac Surg. 86 (1), 189-195 (2008).
  2. Daud, S. A. Impact of immediate primary lung allograft dysfunction on bronchiolitis obliterans syndrome. Am J Respir Crit Care Med. 175 (5), 507-513 (2007).
  3. Halazun, K. J., Al-Mukhtar, A., Aldouri, A., Willis, S., Ahmad, N. Warm ischemia in transplantation: search for a consensus definition. Transplant Proc. 39 (5), 1329-1331 (2007).
  4. Warnecke, G., et al. Warm or cold ischemia in animal models of lung ischemia-reperfusion injury: is there a difference . Thorac Cardiovasc Surg. 52 (3), 174-179 (2004).
  5. Hasenauer, A., et al. Effects of cold or warm ischemia and ex-vivo lung perfusion on the release of damage associated molecular patterns and inflammatory cytokines in experimental lung transplantation. J Heart Lung Transplant. 40 (9), 905-916 (2021).
  6. Iskender, I., et al. Effects of warm versus cold ischemic donor lung preservation on the underlying mechanisms of injuries during ischemia and reperfusion. Transplantation. 102 (5), 760-768 (2018).
  7. Santos, P., Teixeira, P. J. Z., Moraes Neto, D. M., Cypel, M. Donation after circulatory death and lung transplantation. J Bras Pneumol. 48 (2), e20210369(2022).
  8. Moskowitzova, K., et al. Mitochondrial transplantation enhances murine lung viability and recovery after ischemia-reperfusion injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 318 (1), L78-L88 (2020).
  9. Nakata, K., et al. Functional blockage of S100A8/A9 ameliorates ischemia-reperfusion injury in the lung. Bioengineering (Basel). 9 (11), 673(2022).
  10. Nakata, K., et al. Protective effects of anti-HMGB1 monoclonal antibody on lung ischemia reperfusion injury in mice. Biochem Biophys Res Commun. 573, 164-170 (2021).
  11. Wang, Q., Li, Y., Wu, C., Wang, T., Wu, M. Aquaporin-1 inhibition exacerbates ischemia-reperfusion-induced lung injury in mouse. Am J Med Sci. 365 (1), 84-92 (2023).
  12. Gielis, J. F., et al. A murine model of lung ischemia and reperfusion injury: tricks of the trade. J Surg Res. 194 (2), 659-666 (2015).
  13. Zhang, X., et al. Mitogen-activated protein kinases regulate HO-1 gene transcription after ischemia-reperfusion lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 283 (4), L815-L829 (2002).
  14. Sharma, A. K., et al. Adenosine A2A receptor activation on CD4+ T lymphocytes and neutrophils attenuates lung ischemia-reperfusion injury. J Thorac Cardiovasc Surg. 139 (2), 474-482 (2010).
  15. Yang, Z., Sharma, A. K., Linden, J., Kron, I. L., Laubach, V. E. CD4+ T lymphocytes mediate acute pulmonary ischemia-reperfusion injury. J Thorac Cardiovasc Surg. 137 (3), discussion 702 695-702 (2009).
  16. Sayah, D. M., et al. Neutrophil extracellular traps are pathogenic in primary graft dysfunction after lung transplantation. Am J Respir Crit Care Med. 191 (4), 455-463 (2015).
  17. Okazaki, M., et al. A mouse model of orthotopic vascularized aerated lung transplantation. Am J Transplant. 6 (7), 1672-1679 (2007).
  18. Hsiao, H. M. Spleen-derived classical monocytes mediate lung ischemia-reperfusion injury through IL-1beta. J Clin Invest. 128 (7), 2833-2847 (2018).
  19. Sharma, A. K., Mulloy, D. P., Le, L. T., Laubach, V. E. NADPH oxidase mediates synergistic effects of IL-17 and TNF-alpha on CXCL1 expression by epithelial cells after lung ischemia-reperfusion. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 306 (1), L69-L79 (2014).
  20. Zanotti, G., et al. Novel critical role of Toll-like receptor 4 in lung ischemia-reperfusion injury and edema. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 297 (297), L52-L63 (2009).
  21. National Research Council. Guide for the care and use of laboratory animals. , The National Academies Press. Washington, DC. (2011).
  22. Saito, M., et al. Pirfenidone alleviates lung ischemia-reperfusion injury in a rat model. J Thorac Cardiovasc Surg. 158 (1), 289-296 (2019).
  23. Tanaka, S., et al. Protective effects of Imatinib on ischemia/reperfusion injury in rat lung. Ann Thorac Surg. 102 (5), 1717-1724 (2016).
  24. Kreisel, D., et al. In vivo two-photon imaging reveals monocyte-dependent neutrophil extravasation during pulmonary inflammation. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (42), 18073-18078 (2010).
  25. Koletsis, E., et al. In situ cooling in a lung hilar clamping model of ischemia-reperfusion injury. Exp Biol Med (Maywood). 231 (8), 1410-1420 (2006).
  26. Hermsen, R., et al. Genomic landscape of rat strain and substrain variation. BMC Genomics. 16 (1), 357(2015).
  27. Beck, J. A., et al. Genealogies of mouse inbred strains. Nat Genet. 24 (1), 23-25 (2000).
  28. Liao, W. I., et al. A mouse model of orotracheal intubation and ventilated lung ischemia reperfusion surgery. J Vis Exp. (187), 64383(2022).
  29. Murata, T., Nakazawa, H., Mori, I., Ohta, Y., Yamabayashi, H. Reperfusion after a two-hour period of pulmonary artery occlusion causes pulmonary necrosis. Am Rev Respir Dis. 146 (4), 1048-1053 (1992).
  30. Ukita, R., et al. A large animal model for pulmonary hypertension and right ventricular failure: Left pulmonary artery ligation and progressive main pulmonary artery banding in sheep. J Vis Exp. (173), 62694(2021).
  31. Wang, Q., et al. Induction of right ventricular failure by pulmonary artery constriction and evaluation of right ventricular function in mice. J Vis Exp. (147), 59431(2019).
  32. Welbourn, C. R., et al. Pathophysiology of ischaemia reperfusion injury: central role of the neutrophil. Br J Surg. 78 (6), 651-655 (1991).

Ristampe e permessi

Errata corrige


Formal Correction: Erratum: Murine Left Pulmonary Hilar Clamp Model of Lung Ischemia Reperfusion Injury
Posted by JoVE Editors on 7/09/2024. Citeable Link.

This corrects the article 10.3791/66232

Tag

Clampaggio dell ilo polmonarelesione polmonare nel topostravasazione dei neutrofilireclutamento delle cellule Bcitometria a flussoprocedura di toracotomiaemogasanalisi arteriosamodello di trapianto di polmone
Modello murino di morsetto ilare polmonare sinistro di lesione da riperfusione da ischemia polmonare
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.