È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Misurazione dell'apprendimento associativo nella chemiotassi del nematode Caenorhabditis elegans

1.2K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/66311

⸱

17 giugno 2025

 ,  , 
1Institute for Mind Brain and Behavior, Faculty of Medicine, HMU Health and Medical University Potsdam

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Qui, presentiamo un protocollo per testare l'apprendimento associativo eseguendo il condizionamento classico nell'organismo modello C. elegans. Il paradigma si basa sull'abbinamento della concentrazione di sale nell'ambiente con la presenza o l'assenza di cibo, che altera la loro chemiotassi verso o lontano dal sale.

Abstract

Per adattare il loro comportamento, gli animali assegnano valenza alle informazioni sensoriali attraverso l'apprendimento associativo e aggiornano questa associazione quando le condizioni ambientali cambiano. Le risposte comportamentali di Caenorhabditis elegans al cloruro di sodio offrono un paradigma ben definito per studiare i meccanismi che governano l'apprendimento associativo. L'esposizione dei vermi a specifici livelli di NaCl abbinati alla presenza o all'assenza di cibo suscita la chemiotassi verso o lontano da questa concentrazione di NaCl, rispettivamente. La memoria associativa si forma in poche ore e può essere modificata nello stesso lasso di tempo esponendo gli animali a una diversa concentrazione di NaCl.

Qui, descriviamo come valutare la plasticità comportamentale e l'apprendimento sulla base della chemiotassi del sale di C. elegans . I ceppi di saggio vengono coltivati in coorti sincronizzate fino al raggiungimento dell'età adulta e vengono quindi condizionati per diverse ore su piastre con diverse concentrazioni di NaCl, in presenza o in assenza di cibo. Gli animali vengono quindi trasferiti in piastre di analisi che contengono regioni con concentrazioni di NaCl basse, medie o alte e lasciati strisciare per 30 minuti prima di contare il numero di vermi in ciascuna regione. Un indice di chemiotassi viene quindi calcolato dalla distribuzione dei vermi sulla piastra. Il test può essere utilizzato per testare l'effetto di una serie di fattori che influenzano l'apprendimento.

Introduzione

Per interagire in modo significativo con il loro ambiente e generare un comportamento adattivo, gli animali devono interpretare le informazioni sensoriali che ricevono: se un dato segnale sensoriale è benefico o dannoso per la loro sopravvivenza non è quasi sempre predeterminato, ma dipende dal contesto. Un compito chiave dei sistemi sensoriali e nervosi è, quindi, quello di assegnare valenza all'informazione ambientale attraverso l'apprendimento associativo. Alcuni stimoli sono intrinsecamente appetitivi, come il cibo, e altri sono intrinsecamente avversivi, come i segnali nocicettivi. Tali stimoli incondizionati (US) possono alterare le risposte ad altri stimoli presentati insieme ad essi; di conseguenza, gli animali possono sviluppare un'attrazione o un'avversione per l'altro, lo stimolo condizionato (CS). Questo viene interpretato in modo tale che CS segnali o preveda gli Stati Uniti 1,2,3. Lo studio dei modelli di apprendimento associativo è necessario per chiarire i meccanismi genetici, cellulari e fisiologici sottostanti. Tuttavia, questo può essere impegnativo a causa della necessità di utilizzare modelli in vivo, della variabilità del comportamento, della licenza richiesta per la manipolazione degli animali o delle tempistiche spesso lunghe di formazione sia del ricercatore che degli animali, e questo di solito preclude che venga svolto da studenti universitari in un contesto di ricerca, e ancora di più in un contesto didattico.

Pertanto, i modelli di invertebrati offrono l'opportunità di condurre saggi di apprendimento associativo con studenti universitari o di laurea magistrale. Gli invertebrati non richiedono licenze per animali per essere maneggiati e possono essere convenienti. Un paradigma frequentemente utilizzato per l'apprendimento associativo è l'apprendimento della chemiotassi del sale in C. elegans 4,5,6,7,8,9. I C. elegans percepiscono la concentrazione di cloruro di sodio (NaCl) nel loro ambiente e imparano ad associare un particolare [NaCl] alla presenza o all'assenza di cibo, rispettivamente. In generale, gli animali imparano a migrare verso concentrazioni di sale che in precedenza erano presentate con abbondante cibo batterico e imparano ad allontanarsi da quelle che si presentavano in assenza di cibo batterico. Il sale è quindi lo stimolo condizionato, e il cibo o la fame sono lo stimolo incondizionato3. Questa associazione si forma in meno di un'ora ed è un esempio di memoria associativa a breve termine. L'apprendimento associativo della chemiotassi NaCl è modulato, tra l'altro, dalla segnalazione della chinasi calcio/calmodulina dipendente (CaMK), dalla segnalazione dopaminergica e dalla segnalazione insulina/fosfatidilinositolo (PI) 3-chinasi 5,9,10, il che suggerisce che coinvolge i sistemi motivazionali e la plasticità sinaptica CaMK-dipendente e può funzionare in modo simile alle vie di segnalazione che governano l'apprendimento associativo nei vertebrati.

In un protocollo stabilito per l'apprendimento della chemiotassi del sale, gli animali migrano in un gradiente spaziale di sale su una piastra di agar creata posizionando due tappi di agar con sale assente o alto, rispettivamente, sulla piastra7. Questi saggi sono difficili da eseguire in modo quantitativo da parte degli studenti universitari a causa della variazione dinamica della concentrazione di NaCl sulla piastra del saggio della chemiotassi nel tempo e nello spazio, perché il NaCl dai tappi si diffonde continuamente nella piastra di agar. Un saggio più facile da eseguire è l'uso di piastre a quadranti, in cui vengono presentate due diverse concentrazioni di sale (ad esempio, 25 mM di NaCl e 0 mM di NaCl) e separate da barriere plastiche11. Tuttavia, a causa della presentazione di solo due diverse concentrazioni di NaCl, non può essere utilizzato contemporaneamente per saggiare l'attrazione e/o l'evitamento di un calo o di un aumento di NaCl rispetto alla condizione basale. C. elegans viene solitamente coltivato su piastre NGM (Nematode Growth Media) in presenza di 50 mM di NaCl ed E. coli OP5012 e, pertanto, forma un'associazione positiva di questa concentrazione di NaCl con il cibo per impostazione predefinita.

Qui, presentiamo un protocollo di apprendimento della chemiotassi salina adattato che può essere eseguito sia da ricercatori che da studenti universitari. Gli animali vengono prima condizionati a diversi ambienti di NaCl presentati in presenza o assenza di cibo. Vengono quindi trasferite su piastre di analisi con una scelta di concentrazioni di sale basse, medie e alte in piastre di agar con camera a Y. Il loro apprendimento della chemiotassi in questo contesto può essere utilizzato per studiare l'effetto di vari fattori che lo modulano, come il genotipo, i contesti ambientali o l'età degli animali.

Questo protocollo è adattato a una classe di laboratorio pratico universitario suddivisa in otto gruppi di studenti, con ogni gruppo di studenti che esegue una serie di sei misurazioni in ogni punto temporale sperimentale (una misurazione per condizione sperimentale). Tuttavia, il protocollo può essere regolato per funzionare per un singolo sperimentatore o per qualsiasi numero di gruppi/persone, con opportune modifiche alle quantità di reagenti.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

1. Preparazione delle placche di accrescimento (GP) per sincronizzare C. elegans prima del test di apprendimento associativo e delle placche di condizionamento (CP) per indurre l'associazione [NaCl]-cibo il giorno del test

NOTA: Le piastre di Petri per la crescita e il condizionamento sono identiche alle piastre standard dei terreni di crescita per nematodi (NGM)12, tranne per il fatto che la concentrazione di NaCl è stata variata nelle piastre 0 mM di NaCl CP e 100 mM di NaCl CP.

  1. Preparare quattro flaconi di vetro puliti da 500 ml e aggiungere quanto segue:
    1. Aggiungere 1,25 g di peptone, 8,5 g di agar, 487,5 ml di acqua distillata e un agitatore magnetico in una bottiglia (per NaCl CP 0 mM);
    2. Aggiungere 1,5 g di NaCl, 1,25 g di peptone, 8,5 g di agar, 487,5 ml di acqua distillata e un agitatore magnetico a ciascuna delle due bottiglie (rispettivamente per 50 mM di NaCl CP e GP);
    3. Aggiungere 3 g di NaCl, 1,25 g di peptone, 8,5 g di agar, 487,5 ml di acqua distillata e un agitatore magnetico in una bottiglia (per 100 mM di NaCl CP).
  2. Sterilizzare in autoclave le quattro bottiglie per 15 minuti a 121 °C, quindi lasciarle raffreddare per 30 minuti a 55 °C a bagnomaria.
  3. Posizionare le bottiglie (una alla volta) su un agitatore magnetico riscaldato. Aggiungere a ogni flacone 12,5 mL di 1 M KPO4 (pH = 6,0 a temperatura ambiente [RT]). Mescolare accuratamente per 2 minuti, quindi aggiungere 0,5 ml di CaCl1 M, 0,5 ml di colesterolo 5 mg/mL in etanolo e 0,5 ml di 1 M MgSO4 (tutte le soluzioni devono essere sterili). Mescolare mescolando magneticamente.
    NOTA: Miscelare accuratamente dopo l'aggiunta di KPO4 impedisce la precipitazione del fosfato di calcio dopo l'aggiunta di CaCl2.
  4. Per ogni tipo di piastra (0 mM CP, 50 mM CP, 100 mM CP, GP), aliquotare 8 mL del rispettivo terreno in ciascuna piastra Petri da 55 mm x 10 mm in condizioni quasi sterili (in una cappa a flusso o accanto al bruciatore Bunsen).
    NOTA: Da questo passaggio è possibile realizzare circa 62 piastre NGM di ciascun tipo.
  5. Raffreddare le piastre lasciandole a RT per circa 3 ore, quindi conservarle a 4 °C per un massimo di 2 settimane fino all'uso.
  6. Aggiungere 200 μl di sospensione di E. coli OP50 a ciascun NGM GP e lasciare asciugare per una notte a 20 °C in un incubatore.
    NOTA: Le piastre possono essere conservate in RT per un massimo di 1 settimana prima di essere utilizzate.

2. Mantenimento di C. elegans e preparazione al test di apprendimento associativo tramite deposizione delle uova cronometrata 13 (3 giorni prima del saggio)

NOTA: Un ciclo del test di chemiotassi nel formato suggerito richiede almeno 24 piastre per la crescita (GP), 48 piastre per il test (Assay Plates, AP) e 8 piastre per gruppo di condizionamento (Conditioning Plates, CP). Per una classe divisa in otto gruppi di studenti, ciò significa che ogni gruppo di studenti riceve 3 GP, 6 CP e 6 AP - cioè 1 CP e 1 AP per ogni condizione sperimentale.

  1. Mantenere C. elegans N2 (var. Bristol) su piastre di agar NGM alimentate con E. coli OP50 vivo a 20 °C. Conservare le piastre capovolte durante la manutenzione per ridurre al minimo la perdita di umidità dalle piastre.
  2. Trasferisci 30 giovani (giorno 2) N2 adulti su ogni medico di base.
  3. Lasciare deporre le uova per circa 8 ore a 20 °C.
  4. Togliere tutti gli adulti dalle piastre e colturarli a testa in giù a 20 °C per 3 giorni.

3. Preparazione del test (1 giorno prima del test)

  1. Prepara CP con semi (+) e non semi (-).
    1. Seminare metà del lotto di ciascuno di 0 mM di NaCl CP, 50 mM di NaCl CP e 100 mM di NaCl CP con 200 μL di OP50 per piastra (CP0+, CP50+ e CP100+, rispettivamente).
      NOTA: L'aggiunta della sospensione OP50 a CP0+ può comportare il trasporto di una piccola quantità di NaCl (<2 mM NaCl), che è improbabile che influenzi sostanzialmente il comportamento della chemiotassi. In situazioni in cui piccole concentrazioni di NaCl sono rilevanti, questo potrebbe essere risolto aggiungendo 2 mM di NaCl alle piastre CP0- e al settore "senza sale" sulle piastre di saggio.
    2. Lasciare asciugare le piastre per una notte a 20 °C in un'incubatrice insieme alla metà non seminata del CP (CP0-, CP50- e CP100-, rispettivamente)
  2. Preparare le piastre di analisi (AP).
    1. Preparare tre bottiglie di vetro pulite da 1 litro e aggiungere quanto segue:
      1. Aggiungere 2,5 g di peptone, 17 g di agar, 975 ml di acqua distillata e un agitatore magnetico in una bottiglia (per NaCl 0 mM)
      2. Aggiungere 3 g di NaCl, 2,5 g di peptone, 17 g di agar, 975 ml di acqua distillata e un agitatore magnetico in una bottiglia (per 50 mM di NaCl)
      3. Aggiungere 6 g di NaCl, 2,5 g di peptone, 17 g di agar, 975 ml di acqua distillata e un agitatore magnetico a una bottiglia (per 100 mM di NaCl)
    2. Sterilizzare in autoclave le tre bottiglie per 15 minuti a 121 °C, quindi lasciarle raffreddare a bagnomaria per 30 minuti a 55 °C.
    3. Nel frattempo, etichettare il fondo di ciascuna sezione della piastra di Petri a Y (una piastra di Petri di 90 mm x 10 mm divisa in tre scomparti da una parete interna) con la corrispondente concentrazione di NaCl del mezzo da versare in essa. Disegna un cerchio con un raggio di 5 mm attorno al centro della piastra, dove le tre pareti si incontrano (Figura 1).
      NOTA: L'area all'interno del cerchio, insieme alle pareti stesse, rappresenterà l'area di esclusione ai fini del conteggio: i vermi trovati all'interno di queste aree durante il conteggio non conteranno per il totale di nessun settore.
    4. Posizionare le bottiglie (una alla volta) su un agitatore magnetico riscaldato. Aggiungere in ogni flacone 25 mL di 1 M KPO4 (pH = 6,0 a RT). Mescolare accuratamente per 2 minuti, quindi aggiungere 1 mL di CaCl2 1 M, 1 mL di colesterolo 5 mg/mL in etanolo e 1 mL di MgSO4 1 M (tutte le soluzioni devono essere sterili). Mescolare mescolando magneticamente.
    5. Aliquotare il terreno 0 mM in uno scomparto di una piastra di Petri a Y da 90 mm x 10 mm fino a quando il terreno non raggiunge la parte superiore della parete interna, quindi lasciare solidificare per circa 5 minuti.
    6. Aliquotare il terreno da 100 mM nel secondo scomparto della piastra Y-Petri fino a quando il terreno tocca la sezione di NaCl solidificata a 0 mM adiacente ad essa. Per evitare fuoriuscite nella sezione vuota adiacente, riempire la sezione da 100 mM fino all'orlo della parete Y interna, quindi utilizzare un puntale per pipetta sterile da 10 μL per rompere la tensione superficiale del mezzo lungo la parete Y e collegarlo alla sezione di NaCl da 0 mM. Quindi, lasciare solidificare per circa 5 minuti.
    7. Aliquotare il terreno da 50 mM nello scomparto vuoto rimanente della piastra di Petri a Y fino a quando il terreno tocca le sezioni adiacenti di NaCl 0 mM solidificate e NaCl 100 mM. Fare attenzione che il fluido non fuoriesca nelle sezioni adiacenti. Quindi, lasciare solidificare per circa 5 minuti.
    8. Conservare le piastre per una notte a 20 °C in un'incubatrice.
      NOTA: Con questo metodo è possibile ottenere circa 50 PA.
  3. Preparare 1 L di tampone sterile M914.

4. Saggio di apprendimento associativo di C. elegans (qui eseguito da 8 gruppi in parallelo)

  1. Pipettare 1 mL di tampone sterile M9 su un GP e agitare delicatamente la piastra per rimuovere i vermi (per lo più adulti di 1 giorno) dall'OP50 e dall'agar, formando una sospensione.
  2. Inclinare la piastra, raccogliere la sospensione a vite senza fine nel tampone M9 con un puntale per pipetta in plastica da 1 ml e trasferirla in una provetta per microcentrifuga da 1,5 ml.
    NOTA: La parte superiore del puntale della pipetta può essere tagliata utilizzando un paio di forbici per aumentare il diametro dell'apertura; Ciò riduce lo stress da taglio e i danni fisici quando i vermi passano attraverso il puntale e può essere particolarmente utile quando si lavora con puntali per pipette da 200 μl. Prima di iniziare gli esperimenti, è importante assicurarsi che i vermi non si attacchino al tipo di tubo utilizzato; Questo può essere fatto osservando il tubo al microscopio da dissezione dopo aver rimosso la sospensione del vite senza fine.
  3. Ripetere il processo per tutti i GP, quindi lasciare che i vermi si depositino sul fondo delle provette della microcentrifuga per circa 60 s, formando un pellet.
  4. Rimuovere il surnatante/tampone M9 in eccesso utilizzando una pipetta da 1 mL, facendo attenzione a non disturbare il pellet.
  5. Lavare il pellet con 1 mL di tampone sterile M9 altre due volte per rimuovere eventuali residui di OP50. Lasciare che il pellet si depositi per circa 60 s tra un lavaggio e l'altro. Risospendere il pellet dopo averlo lavato a 300 μL con il tampone M9.
  6. Trasferire lentamente 50 μl della sospensione a vite senza fine (circa 200-300 animali) su ciascuna piastra di condizionamento (CP0-, CP0+, CP50-, CP50+, CP100- e CP100+). Agitare la sospensione ogni volta prima di aliquotare per mantenere i vermi uniformemente sospesi. Per le piastre seminate con OP50, posizionare la gocciolina di verme lontano dal prato batterico del cibo. Lasciare che la sospensione si assorba nell'agar.
  7. Conservare le piastre capovolte a 20 °C in un'incubatrice per circa 4 ore, consentendo ai vermi di vagare.
    NOTA: La fase di condizionamento può essere ridotta a 2 ore per adattarsi agli orari dei corsi di laurea.
  8. Pipettare 1 mL di tampone sterile M9 su un CP e agitare delicatamente la piastra per rimuovere i vermi, formando una sospensione.
  9. Inclinare la piastra, raccogliere la sospensione a vite senza fine M9 con un puntale per pipetta in plastica da 1 ml e trasferirla in una provetta per microcentrifuga da 1,5 ml.
  10. Lasciare che i vermi si depositino sul fondo della provetta da microcentrifuga per circa 60 s.
  11. Rimuovere il surnatante/tampone M9 in eccesso utilizzando una pipetta da 1 mL senza disturbare il pellet del verme.
  12. Lavare i vermi altre due volte con 1 mL di tampone sterile M9. Lasciare che il pellet si depositi per circa 60 s tra un lavaggio e l'altro.
  13. Riempire la provetta per microcentrifuga con tampone M9 fino al segno di 1 ml e lasciare che il pellet di vite senza fine si depositi per circa 60 s.
  14. Rimuovere 960 μl di surnatante utilizzando una pipetta da 1 mL, facendo attenzione a non disturbare il pellet.
  15. Agitare o agitare delicatamente la provetta per microcentrifuga per risospendere i vermi, quindi utilizzare una pipetta da 20 μl per trasferire 20 μl di pellet di verme (contenente circa 100-150 animali) al centro di un AP, dove si incontrano tutti i segmenti della parete Y. Ripetere questo passaggio per gli altri access point.
  16. Lasciare vagare i vermi per 30 minuti a 20 °C, quindi contare il numero di vermi presenti in ciascuna delle sezioni dell'AP (0 mM NaCl, 50 mM NaCl e 100 mM NaCl, rispettivamente) sotto uno stereomicroscopio. Escludere eventuali viti senza fine presenti entro 5 mm dal centro della piastra in qualsiasi sezione o sul bordo tra le sezioni (Figura 1).
  17. Lasciare che i vermi vaghino per altri 30 minuti a 20 °C, quindi contare nuovamente il numero di vermi in ciascuna sezione dell'AP. Escludere eventuali viti senza fine presenti entro 5 mm dal centro della piastra in qualsiasi sezione.
  18. Calcolare l'indice di chemiotassi (CI) per piastra per punto temporale utilizzando la formula15,16:
    figure-protocol-1

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Il condizionamento per 4 ore su piastre con varie quantità di NaCl (0 mM, 50 mM, 100 mM), con o senza cibo, ha influenzato significativamente il comportamento di C. elegans wild-type (N2). Dopo 30 minuti sulla piastra di analisi, i vermi condizionati su piastre con alte concentrazioni di NaCl e cibo (CP100+) e i vermi condizionati su piastre senza NaCl e senza cibo (CP0-) avevano un CI positivo, indicando una preferenza per concentrazioni di NaCl più elevate (

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

In questo articolo, descriviamo la valutazione dell'apprendimento associativo nel nematode C. elegans utilizzando la chemiotassi come paradigma sperimentale. Nel nostro esempio, abbiamo utilizzato sei condizioni sperimentali. In particolare, N2 wild-type C. elegans è stato condizionato su piastre con concentrazioni di NaCl basse (0 mM), medie (50 mM) o alte (100 mM) che sono state seminate con il cibo standard per nematodi (ceppo batterico E. coli OP50) o lasci...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere alcun conflitto di interessi.

Ringraziamenti

Dedichiamo questo articolo alla memoria di Johannes Berthold. Alcuni ceppi sono stati forniti dal Caenorhabditis Genetics Center (CGC), finanziato dall'Office of Research Infrastructure Programs (P40 OD010440) del NIH. L'E.I.B. ringrazia la Studienstiftung des deutschen Volkes per il sostegno finanziario.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
AgarChemsolute9972-2KG
Bacto-peptoneGibco211677
CaCl2 1M solution Merck2389
Caenorhabditis elegans strainsCaenorhabditis Genetics Center (CGC)
Cholesterol Roth8866.1
E. coli OP50 liquid cultureN/AN/A
EthanolChemsolute22731000
KH2PO4 Roth P018.2
KPO4 (KH2PO4, K2HPO4) 1 M solution Chemsolute16341000
MgSO4 1 M solution RothT888.2
Microcentrifuge tubes 1.5 mLEppendorfN/A
Na2HPO4 RothT877.1
NaClChemsolute13671000
Y-Petri dishes 90 x 10 mmMoonlab4-0033

Riferimenti

  1. Ardiel, E. L., Rankin, C. H. An elegant mind: Learning and memory in Caenorhabditis elegans. Learn Mem. 17, 191-201 (2010).
  2. Rescorla, R. A., Holland, P. C. Behavioral studies of associative learning in animals. Ann Rev Psychol. 33, 265-308 (1982).
  3. Schleyer, M., Fendt, M., Schuller, S., Gerber, B. Associative learning of stimuli paired and unpaired with reinforcement: Evaluating evidence from maggots, flies, bees, and rats. Front Psychol. 9, 1494(2018).
  4. Dekkers, M. P. J., Salfelder, F., Sanders, T., Umuerri, O., Cohen, N. Plasticity in gustatory and nociceptive neurons controls decision making in C. elegans salt navigation. Comm Biol. 4, 1053(2021).
  5. Lim, J. P., et al. Loss of CaMKI function disrupts salt-aversive learning in C. elegans. J Neurosci. 38 (27), 6114-6129 (2018).
  6. Iino, Y. Chapter 13 - Salt Chemotaxis Learning in Caenorhabditis elegans. Handb Behav Neurosci. 22, 151-159 (2013).
  7. Kunitomo, H., et al. Concentration memory-dependent synaptic plasticity of a taste circuit regulates salt concentration chemotaxis in Caenorhabditis elegans. Nat Comm. 4, 2210(2013).
  8. Hiroki, S., et al. Molecular encoding and synaptic decoding of context during salt chemotaxis in C. elegans. Nat Comm. 13, 2928(2022).
  9. Hukema, R. K., Rademakers, S., Jansen, G. Gustatory plasticity in C. elegans involves integration of negative cues and NaCl taste mediated by serotonin, dopamine, and glutamate. Learn Mem. 15, 829-836 (2008).
  10. Tomioka, M., et al. The insulin/PI 3-kinase pathway regulates salt chemotaxis learning in Caenorhabditis elegans. Neuron. 51 (5), 613-625 (2006).
  11. Jansen, G., Weinkove, D., Plasterk, R. H. A. The G-protein gamma subunit gpc-1 of the nematode C.elegans is involved in taste adaptation. EMBO J. 21 (5), 986-994 (2002).
  12. Stiernagle, T. Maintenance of C. elegans. WormBook. , Pasadena, CA. (2006).
  13. Sutphin, G. L., Kaeberlein, M. Measuring Caenorhabditis elegans life span on solid media. J Vis Exp. 27, e1152(2009).
  14. Cold Spring Harbor Laboratory. M9 Buffer for Worms. Cold Spring Harb Protocol. , (2014).
  15. Bargmann, C. I., Hartwieg, E., Horvitz, H. R. Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans. Cell. 74, 515-527 (1993).
  16. Troemel, E. R., Kimmel, B. E., Bargmann, C. I. Reprogramming chemotaxis responses: Sensory neurons define olfactory preferences in C. elegans. Cell. 91, 161-169 (1997).
  17. Amano, H., Maruyama, I. N. Aversive olfactory learning and associative long-term memory in Caenorhabditis elegans. Learn Mem. 18 (10), 654-665 (2011).
  18. Nishijima, S., Maruyama, I. N. Appetitive olfactory learning and long-term associative memory in Caenorhabditis elegans. Front Behav Neurosci. 11, 80(2017).
  19. Park, C., et al. Roles of the ClC chloride channel CLH-1 in food-associated salt chemotaxis behavior of C. elegans. eLife. 10, e55701(2021).
  20. Zhang, C., et al. The signaling pathway of Caenorhabditis elegans mediates chemotaxis response to the attractant 2-heptanone in a Trojan horse-like pathogenesis. J Biol Chem. 291 (45), 23614-23627 (2016).
  21. Jeong, J., Cho, N. J. Isolation of Caenorhabditis elegans mutants defective in chemotaxis toward cAMP. Integ Biosci. 10 (4), 237-241 (2006).
  22. Fire, A., et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391 (6669), 806-811 (1998).
  23. Ikeda, D. D., Duan, Y., Matsuki, M., Iino, Y. CASY-1, an ortholog of calsyntenins/alcadeins, is essential for learning in Caenorhabditis elegans. Proc Nat Acad Sci. 105 (13), 5260-5265 (2008).
  24. Bargmann, C. I., Horvitz, H. R. Chemosensory neurons with overlapping functions direct chemotaxis to multiple chemicals in C. elegans. Neuron. 7, 729-742 (1991).
  25. Iino, Y., Yoshida, K. Parallel use of two behavioral mechanisms for chemotaxis in Caenorhabditis elegans. J Neurosci. 29 (17), 5370-5380 (2009).
  26. Rabinowitch, I., et al. Circumventing neural damage in a C. elegans chemosensory circuit using genetically engineered synapses. Cell Syst. 12, 263-271 (2021).
  27. Luo, L., et al. Dynamic encoding of perception, memory, and movement in a C. elegans chemotaxis circuit. Neuron. 82 (5), 1115-1128 (2014).
  28. Saeki, S., Yamamoto, M., Iino, Y. Plasticity of chemotaxis revealed by paired presentation of a chemoattractant and starvation in the nematode Caenorhabditis elegans. J Exp Biol. 204 (10), 1757-1764 (2001).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Saggio di chemiotassiplasticit comportamentalecondizionamento al cloruro di sodioplasticit neuraledeclino cognitivo legato all etindice di chemiotassiimaging microfluidicosincronizzazione dei vermi
Misurazione dell'apprendimento associativo nella chemiotassi del nematode Caenorhabditis elegans
Contattaci
Raccomanda alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.