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Articolo metodologico

Caratterizzazione di sistemi di efflusso multifarmaco in Acinetobacter baumannii utilizzando un ceppo batterico carente di efflusso e un sistema di espressione genica a singola copia

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DOI:

10.3791/66471

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5 gennaio 2024

 , 
1Department of Microbiology, University of Manitoba

In questo articolo

Sommario

Descriviamo una procedura semplice per la complementazione cromosomica a singola copia di un gene della pompa di efflusso utilizzando un sistema di espressione basato su mini-Tn7 in un ceppo ingegnerizzato di Acinetobacter baumannii con deficit di eflusso. Questo preciso strumento genetico consente un'espressione genica controllata, che è fondamentale per la caratterizzazione delle pompe di efflusso in patogeni multiresistenti ai farmaci.

Abstract

L'Acinetobacter baumannii è riconosciuto come un patogeno Gram-negativo impegnativo a causa della sua diffusa resistenza agli antibiotici. È fondamentale comprendere i meccanismi alla base di questa resistenza per progettare nuove ed efficaci opzioni terapeutiche. Sfortunatamente, la nostra capacità di studiare questi meccanismi in A. baumannii è ostacolata dalla scarsità di strumenti di manipolazione genetica adeguati. Qui, descriviamo i metodi per utilizzare un sistema cromosomico basato su mini-Tn7 per ottenere l'espressione genica a singola copia in un ceppo di A. baumannii che manca di meccanismi funzionali di efflusso di tipo RND. L'inserzione di una singola copia e l'espressione della pompa di efflusso inducibile sono piuttosto vantaggiose, poiché la presenza di operoni di efflusso RND su plasmidi ad alto numero di copie è spesso mal tollerata dalle cellule batteriche. Inoltre, l'incorporazione di vettori di espressione ricombinanti di mini-Tn7 nel cromosoma di un ospite surrogato di A. baumannii con una maggiore sensibilità all'efflusso aiuta ad aggirare l'interferenza di altre pompe di eflusso. Questo sistema è prezioso non solo per studiare le pompe di efflusso batterico non caratterizzate, ma anche per valutare l'efficacia di potenziali inibitori che prendono di mira queste pompe.

Introduzione

L'Acinetobacter baumannii è un patogeno prioritario dell'Organizzazione Mondiale della Sanità a causa della sua resistenza a tutte le classi di antibiotici1. È un agente patogeno opportunista che colpisce principalmente persone ospedalizzate, ferite o immunocompromesse. A. baumannii elude in gran parte gli antibiotici attraverso le pompe di efflusso, la più rilevante delle quali è la famiglia di esportatori Resistance-Nodulation-Division (RND)2. Capire come funzionano meccanicamente queste pompe di efflusso consentirà di sviluppare opzioni terapeutiche mirate.

Un modo comune in cui i processi cellulari possono essere distinti in modo specifico è attraverso la manipolazione genetica. Tuttavia, gli strumenti disponibili per gli studi genetici di A. baumannii sono limitati e, per confondere ulteriormente il disegno sperimentale, gli isolati clinici sono spesso resistenti agli antibiotici utilizzati di routine per la selezione nelle manipolazioni genetiche3. Un secondo ostacolo che si incontra quando si studiano le pompe di efflusso in modo specifico è che sono strettamente regolate, spesso da fattori sconosciuti, rendendo difficile isolare e attribuire con precisione la funzione a una singola pompa4. Vedendo questa necessità di espandere la gamma di strumenti di ricerca, abbiamo sviluppato un sistema di espressione inducibile basato su mini-Tn7, a singola copia, che incorpora una cassetta di bersagli ricombinasi Flp (FRT), che consente la rimozione del marcatore di selezione 5,6,7 (Figura 1). Creato per la prima volta per Pseudomonas 8,9,10, questo elegante sistema di clonazione ed espressione è stato utilizzato per generare complementi di pompa di efflusso a copia singola in un ceppo di A. baumannii carente di pompa di efflusso RND (ATCC 17978::ΔadeIJK,Δ adeFGH,Δ adeAB: di seguito denominato A. baumannii AB258) che abbiamo generato11. Essendo in grado di studiare una pompa di efflusso alla volta e non sovraccaricare le cellule batteriche con un'elevata espressione di copie (come generalmente si vede con i sistemi di espressione basati su plasmidi), si possono conoscere meglio gli aspetti critici e fisiologici di ciascuna pompa di efflusso con interferenze minime e complicanze ridotte.

Questo articolo descrive come utilizzare il sistema mini-Tn7 per integrare un gene di interesse eliminato, la pompa di efflusso RND adeIJK, nel cromosoma di A. baumannii AB258 attraverso una serie di passaggi semplici eseguiti nel corso di 9 giorni7. La prima serie di passaggi reintroduce i geni della pompa di efflusso eliminati clonati nel plasmide di inserzione basato su mini-Tn7 (Figura 2A) nel singolo sito di inserzione attTn7 a valle del gene glmS ben conservato (Figura 3A). Questo processo è facilitato da un plasmide helper non replicativo (Figura 2B) che codifica per i geni della trassposasi necessari per l'inserimento guidato da Tn7. La seconda serie di passaggi utilizza un plasmide di escissione (Figura 2C) per la rimozione mediata dalla ricombinasi Flp del gene della gentamicina affiancato da siti FRT (Figura 3B) per creare un ceppo non marcato. Sebbene questo sistema sia utilizzato per chiarire i ruoli essenziali e i possibili inibitori delle pompe di efflusso RND rispetto alla resistenza agli antibiotici, può essere utilizzato per studiare qualsiasi gene di interesse.

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Protocollo

1. Preparazione sperimentale

  1. Purificare il plasmide pUC18T-mini-Tn7T-LAC-Gm9 (plasmide di inserzione, Figura 2A) con il gene di interesse.
    NOTA: In questo caso, il gene di interesse è adeIJK. La concentrazione finale del plasmide deve essere ≥100 ng/μL.
  2. Purificare il plasmide helper (pTNS2)9 e il plasmide di escissione (pFLP2ab)6 (Figura 2B,C, rispettivamente), idealmente fino a una concentrazione finale di DNA plasmidico di ≥100 ng/μL.
  3. Preparare 50 ml di acqua ultrapura sterile e 25 ml di brodo sterile LB (Lennox) (vedere la tabella dei materiali).
  4. Preparare un minimo di 10 LB di piastre di agar, ciascuna con i seguenti additivi: semplice (senza additivi), gentamicina (Gm) a 50 μg/mL, carbenicillina (Cb) a 200 μg/mL (per la selezione tramite il gene di resistenza all'ampicillina) e saccarosio al 5% (vedere Tabella dei materiali).
  5. Striare il ceppo da utilizzare per l'inserimento su agar LB e incubare a 37 °C per 16-18 h. Qui viene utilizzato A. baumannii AB258.
    NOTA: Questo protocollo deve essere eseguito il più possibile in un ambiente sterile utilizzando un bruciatore Bunsen al banco o una cabina di sicurezza biologica. Tutti i materiali di consumo (puntali per pipette, anse di inoculazione, provette per microfuge, ecc.) devono essere sterili.

2. Preparazione della coltura

  1. Inoculare una singola colonia di A. baumannii AB258 in 4 ml di brodo LB in una provetta sterile da 13 ml utilizzando un'ansa di inoculazione sterile o un bastoncino di inoculazione sterile in legno.
    NOTA: Una singola coltura da 4 mL viene utilizzata per un campione e un controllo. Aumentare il numero di colture in base al numero di campioni necessari.
  2. Incubare per una notte a 37 °C con agitazione (250 giri/min).
  3. Posizionare una bottiglia di acqua distillata sterile (25-50 ml) a 4 °C durante la notte per l'uso nella fase 3.

3. Preparazione delle celle elettrocompetenti

  1. Posizionare tutte le provette sterili da 1,5 mL di microfuge (due per coltura) e le cuvette sterili per elettroporazione (due per coltura) sul ghiaccio (vedere la tabella dei materiali). Tenere i campioni sul ghiaccio il più possibile durante la procedura.
  2. Mettere la bottiglia di acqua sterile conservata a 4 °C su ghiaccio.
  3. Trasferire 1,5 mL di coltura batterica durante la notte in una delle provette da 1,5 mL.
  4. Centrifugare a 13.000 x g per 2 minuti per pellettare le cellule.
    NOTA: La centrifugazione dovrebbe essere eseguita idealmente a 4 °C, ma la centrifugazione a temperatura ambiente è accettabile e non dannosa.
  5. Utilizzando una pipetta da 1 mL, rimuovere tutto il surnatante senza disturbare il pellet cellulare.
  6. Aggiungere altri 1,5 mL di coltura batterica nella stessa provetta per microfuge. Centrifugare a 13.000 x g per 2 minuti, quindi rimuovere tutto il surnatante.
  7. Ripetere il passaggio 3.6 un'ultima volta con il restante 1 ml di coltura.
  8. Aggiungere 1 mL di acqua sterile ghiacciata al pellet cellulare e risospendere con un pipettaggio delicato fino a quando il pellet non si trova più sul fondo della provetta per microfuge.
  9. Centrifugare le cellule risospese a 13.000 x g per 2 min.
  10. Rimuovere con cautela il surnatante utilizzando una pipetta da 1 mL. Non versare il surnatante, soprattutto nelle successive fasi di lavaggio quando le cellule tendono a formare pellet meno compatti.
  11. Ripetere questa fase di lavaggio con acqua sterile ghiacciata, dai passaggi da 3.8 a 3.10, altre due volte.
  12. Risospendere delicatamente il pellet cellulare finale in 200 μL di acqua sterile ghiacciata.
  13. Trasferire 100 μL della sospensione cellulare finale nella seconda provetta microfuge ghiacciata da 1,5 mL. Questa seconda aliquota diventerà il controllo negativo per l'elettroporazione. Conservare i campioni di cellule sul ghiaccio.

4. Elettroporazione

  1. Preriscaldare 1 mL di brodo LB e una piastra agar LB + Gm50 (preparata nella fase 1.4) per ciascun campione e controllare in un incubatore statico impostato a 37 °C.
  2. In un volume combinato di 5 μL o meno, aggiungere 100-200 ng ciascuno del plasmide helper pTNS2 e del plasmide di inserzione pUC18T-mini-Tn7T-LAC-Gm-adeIJK a un'aliquota di cellule elettrocompetenti.
  3. Miscelare con la punta delle dita per garantire la completa miscelazione dei plasmidi con le cellule elettrocompetenti senza introdurre bolle.
  4. Aggiungere un volume equivalente di acqua distillata sterile nell'aliquota della cella di controllo negativo e mescolare delicatamente come sopra.
  5. Incubare i campioni su ghiaccio per 20 min.
  6. Trasferire l'intero campione di cellule in una cuvetta per elettroporazione ghiacciata, quindi riposizionare la cuvetta sul ghiaccio. Ripetere l'operazione per il campione della cella di controllo negativo.
  7. Elettroporare il campione di cellule.
    1. Accendere l'elettroporatore e impostarlo a 2,0 kV (25 μF, 200 Ω) (vedere la tabella dei materiali).
    2. Pulire la superficie della cuvetta con un panno morbido per rimuovere il ghiaccio o l'umidità aderenti.
    3. Inserire la cuvetta nell'elettroporatore ed erogare la scossa elettrica.
    4. Aggiungere immediatamente 0,9 ml di brodo LB preriscaldato alle cellule nella cuvetta e pipettare delicatamente su e giù per mescolare le cellule con il terreno.
    5. Trasferire l'intera sospensione cellulare in una nuova provetta da 1,5 mL (temperatura ambiente).
    6. Controllare il valore della costante di tempo sull'elettroporatore; Per ottenere i migliori risultati, questo valore deve essere compreso tra 4 e 6.
  8. Ripetere la procedura di elettroporazione (passaggi da 4.7.1 a 4.7.6) per il campione di cella di controllo negativo.
  9. Incubare i campioni elettroporati a 37 °C per 1 ora a 250 giri/min per consentire il recupero delle cellule.
  10. Utilizzando uno spandiconcime di inoculazione, distribuire 100 μL di ciascun campione di cellule elettroporate su una piastra di agar LB + Gm50 preriscaldata.
    1. Centrifugare i campioni rimanenti a 13.000 x g per 2 minuti per pellettare le cellule.
    2. Dopo aver rimosso tutto il surnatante utilizzando una pipetta, risospendere le cellule in 100 μL di brodo LB.
    3. Distribuire ogni intero campione su singole piastre di agar LB + Gm50 preriscaldate.
      NOTA: L'efficienza dell'elettroporazione può dipendere dalla deformazione. Quando si elettropola un ceppo per la prima volta, può essere utile plastare diversi volumi, o addirittura diluizioni, del campione di elettroporazione per assicurarsi che le piastre risultanti abbiano colonie isolate.
  11. Incubare le piastre a 37 °C per 16-18 ore.

5. Selezione di colonie trasformate per lo screening basato sulla PCR

  1. Controllare le piastre per elettroporazione. Il controllo negativo non dovrebbe avere colonie; Il campione deve avere colonie distinte.
    NOTA: Le piastre con colonie, in questa fase e in tutte le fasi successive in cui vengono prodotte piastre di agar con colonie o cerotti, possono essere conservate a 4 °C per un massimo di 3 giorni prima di procedere.
  2. Usando degli stuzzicadenti sterili, prelevare fino a 10 colonie singole dalle piastre di agar LB + Gm50 e metterle su una piastra di agar LB + Gm50 fresca.
  3. Incubare le piastre a 37 °C per 16-18 ore.

6. Verifica dell'inserzione cromosomica mediante PCR di colonia

  1. Rimuovere dall'incubatrice le piastre di agar LB + Gm50 contenenti le colonie rattoppate.
  2. Utilizzando uno stuzzicadenti sterile o una punta di pipetta sterile, rimuovere una piccola porzione (delle dimensioni di una grande colonia) da un cerotto in 20 μL di acqua distillata sterile in una provetta PCR da 0,2 mL; Mescolare bene. Il campione d'acqua dovrebbe diventare visibilmente torbido man mano che le cellule vengono rilasciate dallo stuzzicadenti. Preparare un numero qualsiasi di campioni che devono essere sottoposti a screening, ma 6 dovrebbero essere sufficienti.
  3. Incubare la provetta PCR contenente la sospensione batterica a 100 °C per 5-10 min.
  4. Utilizzando una mini-centrifuga (vedi Tabella dei materiali), far ruotare il campione alla velocità massima fissata per 2 minuti per pellet di detriti cellulari.
  5. Trasferire il surnatante in una nuova provetta PCR da 0,2 mL e posizionarla su ghiaccio. Questo campione contiene il DNA stampo per la reazione PCR.
    NOTA: Questo modello di DNA può essere conservato a -20 °C prima di procedere con la PCR.
  6. Preparare una miscela di reazione PCR contenente 1x tampone polimerasi, 200 μM di dNTP, 0,18 μM ABglmS2_F_New primer diretto, 0,18 μM Tn7R primer inverso (Tabella 1), 1 U di Taq DNA polimerasi e 1 μL del DNA modello preparato in un volume totale di 25 μL. Preparare un controllo senza stampo (NTC), che includa tutto tranne il DNA modello (vedere Tabella dei materiali).
  7. Inserire le condizioni di reazione in un termociclatore: 95 °C per 2 min; 95 °C per 30 s, 49 °C per 30 s e 72 °C per 30 s per un totale di 35 cicli; 72 °C per 10 min; Mantenimento di 12 °C. Eseguire gli esempi.
  8. Dopo l'aggiunta del colorante di caricamento del DNA a una concentrazione finale di 1x, caricare 10 μL di ciascuna reazione PCR su un gel di agarosio al 2% e far funzionare a 80 V per 40 minuti. La dimensione prevista dell'amplicone per questa coppia di primer è di 382 bp. L'NTC non dovrebbe avere bande.
  9. Identificare i campioni che hanno prodotto il prodotto PCR atteso. Preparare una piastra di striatura su piastre di agar LB + Gm50 da uno qualsiasi dei cerotti positivi alla PCR; incubare a 37 °C per 16-18 h. L'obiettivo è quello di generare una piastra con singole colonie per la preparazione di uno stock di glicerolo per preservare questo ceppo marcato e come punto di partenza per la creazione di un ceppo non marcato (descritto di seguito).

7. Rimozione del marcatore GmR con pFLP2ab

  1. Seguire la procedura descritta nella fase 2: Preparazione della coltura. Il campione utilizzato per preparare la coltura notturna è una singola colonia delle piastre di agar LB + Gm50 preparate per generare colonie discrete nella fase 6.9.
  2. Seguire la procedura indicata al punto 3: Preparazione delle celle elettrocompetenti. Preparare le cellule della coltura notturna per l'elettroporazione.
  3. Seguire la procedura indicata al punto 4: Elettroporazione. In questo caso, il plasmide da introdurre nelle cellule è pFLP2ab (100-200 ng), che rimuoverà il gene di resistenza alla gentamicina, affiancando il gene di interesse inserito cromosomicamente.
  4. Dopo che le cellule si sono riprese per 1 ora (fase 4.9), distribuire 100 μL del campione di cellule elettroporate su una piastra di agar LB + Cb200 preriscaldata (preparata nella fase 1.4). Questa pressione selettiva assicura che crescano solo le cellule che ospitano il plasmide di escissione pFLP2ab .
  5. Incubare le piastre a 37 °C per 16-18 ore.
  6. Controllare la piastra per le colonie. La piastra di controllo negativo non deve avere colonie; la piastra campione di agar LB + Cb200 dovrebbe avere colonie distinte.
  7. Utilizzando stuzzicadenti sterili, applicare un patch incrociato fino a 20 colonie isolate su una piastra di agar LB + Cb200 e una piastra di agar LB + Gm50 .
  8. Incubare le piastre per 16-18 h a 37 °C.
  9. Controllare che le piastre non presentino toppe. I cloni che crescono sulla piastra di agar LB + Cb200 ma non sulla piastra di agar LB + Gm50 hanno avuto il gene di resistenza alla gentamicina rimosso dall'inserto originale.
  10. Selezionare i cerotti resistenti alla carbenicillina e suscettibili di gentamicina per striature su singole piastre di agar LB integrate con saccarosio al 5% (p/v), che forza l'espulsione del plasmide pFLP2ab dai batteri. Scegli fino a 10 colonie.
  11. Incubare le piastre per 16-18 h a 37 °C.
  12. Controllare le piastre per le colonie.
  13. Come conferma finale della perdita di plasmidi pFLP2ab , è stato eseguito il cross-patch 4-6 colonie isolate dalle piastre di saccarosio al 5% su una piastra di agar LB + Cb200 e una piastra di agar LB.
  14. Incubare le piastre per 16-18 h a 37 °C.
  15. Scegli un clone che sta crescendo sulla piastra di agar LB e che è sensibile alla carbenicillina per la preparazione di un brodo di glicerolo per preservare questo ceppo non marcato.
    1. La verifica genetica del ceppo non marcato può essere eseguita con la PCR di colonia (fase 6: Verifica dell'inserimento cromosomico mediante PCR di colonia) utilizzando i primer che hanno come bersaglio il gene di resistenza alla gentamicina.
    2. Preparare una miscela di reazione PCR contenente 1 tampone polimerasi, 200 μM di dNTP, 0,18 μM Gm_F primer in avanti, 0,18 μM Gm_R primer inverso (Tabella 1), 1 U di Taq DNA polimerasi e 1 μL del DNA modello preparato in un volume totale di 25 μL. Preparare un controllo senza stampo (NTC) che includa tutto tranne il DNA stampo, e un controllo positivo utilizzando il DNA del ceppo marcato.
    3. Inserire le condizioni di reazione in un termociclatore: 95 °C per 2 min; 95 °C per 30 s, 50 °C per 30 s. e 72 °C per 40 s. per un totale di 35 cicli; 72 °C per 10 min; Mantenimento di 12 °C. Eseguire gli esempi.
    4. Dopo l'aggiunta del colorante di caricamento del DNA a una concentrazione finale di 1x, caricare 10 μL di ciascuna reazione PCR su un gel di agarosio all'1% e far funzionare a 80 V per 40 minuti. La dimensione prevista dell'amplicone per questa coppia di inneschi è di 525 bp. Il controllo positivo deve avere una singola banda; i campioni e l'NTC non devono avere bande.

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Risultati

La procedura di inserimento cromosomico richiede solo 2 ore in totale in 3 giorni per vedere le colonie di risultati crescere su una piastra di agar selettiva (Figura 1A-C). Il numero atteso di colonie sulla piastra di trasformazione dipende dal ceppo: si possono vedere 20-30 o anche centinaia di colonie poiché l'inserimento di Tn7 nei siti attTn7 è specifico ed efficiente9. Il patching delle colonie di piastre di trasformazi...

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Discussione

Anche se questa procedura per l'inserimento cromosomico di un sistema di espressione genica inducibile a singola copia in A. baumannii è tecnicamente semplice e non laboriosa, ci sono alcuni passaggi importanti che devono essere sottolineati. Innanzitutto, la preparazione delle cellule competenti deve essere eseguita il più possibile su ghiaccio poiché le cellule diventano fragili durante la sostituzione del terreno con acqua ghiacciata. Idealmente, le fasi di centrifugazione vengono eseguite a 4 °C, ma la centr...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto da una sovvenzione per la scoperta da parte del Natural Science and Engineering Council of Canada all'AK. Gli schemi utilizzati nelle figure sono creati con BioRender.com.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Provetta PCR da 0,2 mLVWR20170-012Per preparazioni di bollitura di colonie e reazioni PCR
Provette microfuge da 1,5 mLSarstedt72-690-301
13 mL per uso generale, PyrexFisher14-957KRecipienti per colture liquide
6x tampone di caricamento del DNAFroggabioLD010Elettroforesi su gel di agarosio colorante di caricamento del campione
Acetico acido, glacialeFisher351271-212Componente tampone in gel di agarosio
AgarBioshopAGR003Terreno di crescita solido
AgarosioBioBasicD0012Separazione elettroforetica dei prodotti della reazione PCR; utilizzato a una concentrazione di 0,8– 2%
Unità di elettroforesi su gel di agarosioFisher29-237-54Elettroforesi su gel di agarosio; separazione dei prodotti della reazione PCR
CarbenicillinaFisher50841231Terreni selettivi
Chiusure delle provette di colturaFisher13-684-138Chiusura in acciaio inossidabile per provette di coltura da 13 mL
Set di deossinucleotide trifosfato (dNTP)BiobasicDD0058componente della reazione PCR; fornito come 100 mM ciascuno dATP, dCTP, dGTP, dTTP; miscelato e diluito per 10 mM ciascuno dNTP
Bagno a secco/riscaldatore a blocchiFisher88860023Isotemp bagno a secco digitale per preparazioni
ebollizione Cuvette per elettroporazioneVWR89047-208Cuvette per elettroporazione da 2 mm con tappo rotondo
ElettroporatoreCole Parmer940000009110 VAC, 60 Hz Elettroporatore
Bromuro di etidioFisherBP102-1Visualizzazione dei prodotti della reazione PCR e del marcatore del DNA in gel di agarosio
Acido etilendiamminotetraacetico (EDTA)VWRCA-EM4050Componente tampone di corsa in gel di agarosio
GentamicinaBiobasicGB0217Per la preparazione di terreni selettivi
GliceroloFisherG33Preparazione di stock batterici per la conservazione a lungo termine in un incubatore a bassissimo congelatore
(agitazione)New Brunswick ScientificM1352-0000Excella E24 Incubatore Agitatore per la crescita di colture liquide
Incubatore (statico)Fisher11-690-550DIsotemp Incubator Forno Modello 550D per la crescita di colture solide (LB agar)
Ciclo di inoculazioneSarstedt86.1562.050Striature di colonie su piastre di agar
Spandiconcime di inoculazioneSarstedt86.1569.005Diffusione di coltura su piastre di agar
Brodo di lisogenesi (LB), LennoxFisherBP1427Terreni di crescita liquidi (20 g/L: 5 g/L di cloruro di sodio, 10 g/L di triptone, 5 g/L di estratto di lievito)
MicrofugeFisher75002431Sorvall Legend Micro 17 per la centrifugazione dei campioni
Mini-centrifugaFisherS67601BCentrifugazione di provette PCR da 0,2 mL
Piastre di PetriSPL Life Sciences10090Per terreni di crescita solidi (piastre di agar): 90 x 15 mm
Pipette MandelVariepipette Gilson a canale singolo (P10, P20, P200, P1000)
AlimentazioneBiorad1645050PowerPac Alimentatore di base per elettroforesi
PrimerIDTNAPCR; specifico per il gene di interesse; preparato a 100 μ M come indicato nella scheda tecnica del prodotto
SaccarosioBioBasicSB0498Per la preparazione di terreni controselettivi per la rimozione del plasmide pFLP2ab da A. baumannii
Taq DNA polimerasiFroggaBioT-500componente di reazione PCR; polimerasi fornita con un termociclatore 10x tampone
Biorad1861096Modello T100 per PCR
StuzzicadentiFisherS24559Per il patching di colonie su piastre di agar
Base TrizmaSigmaT1503Componente tampone per l'esecuzione in gel di agarosio
Acqua ultrapuraMillipore SigmaZLXLSD51040MilliQ: acqua ultrapura per la preparazione di terreni e soluzioni e il lavaggio cellulare
Marcatore DNA ad ampio raggioBiobasicM103R-2Determinazione delle dimensioni dei prodotti PCR su un gel di agarosio
Bastoncini di inoculazione in legnoFisher29-801-02Inoculazione di colture con colonie da piastre di agar
Provette per colture da di Componente di reazione Sistema di purificazione dell'acqua

Riferimenti

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