Articolo metodologico

Conservazione di biomodelli suini per lo studio dell'anatomia umana comparata

DOI:

10.3791/66646

⸱

30 maggio 2025

 ,  ,  ,  , 
1Departamento de Ciencias Básicas Médicas, Facultad de Ciencias de la Salud, Universidad Icesi, 2Departamento de Salud Pública y Medicina Comunitaria, Facultad de Ciencias de la Salud, Universidad Icesi, 3Translational Research Laboratory in Critical Care Medicine (TransLab-CCM), Universidad Icesi

In questo articolo

Sommario

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Questo articolo presenta un protocollo per la conservazione dei biomodelli suini. Il metodo proposto prevede l'utilizzo di una soluzione cilena modificata con una concentrazione ridotta di formalina. Il processo di conservazione consiste nella somministrazione della soluzione attraverso il repletion e l'immersione del campione, seguita dalla deformolizzazione e dall'ammorbidimento dei tessuti con glicerina.

Abstract

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L'insegnamento dell'anatomia umana nell'educazione medica deve affrontare sfide, che richiedono alternative efficaci per gli studenti per esplorare praticamente la complessità anatomica. I biomodelli suini, con le loro somiglianze anatomiche con gli esseri umani, offrono una soluzione promettente. Questo articolo presenta un protocollo dettagliato per la conservazione dei biomodelli suini, rispondendo alla necessità di metodi accessibili ed efficienti negli studi di anatomia comparata. Questo protocollo propone l'uso di una soluzione cilena modificata per la conservazione di biomodelli, impiegando tecniche di formalizzazione attraverso il repletion e l'immersione. Successivamente, la deformalizzazione si ottiene utilizzando la soluzione cilena modificata senza formaldeide, seguita da un processo di ammorbidimento della glicerina. Data la scarsità di letteratura sulle tecniche di conservazione e l'assenza di una procedura o di un test standardizzato per valutare la conservazione dei tessuti, suggeriamo di valutare la qualità dei tessuti in base a misure di resistenza ed elasticità. I nostri risultati indicano un livello qualitativamente elevato di conservazione dei tessuti nei nostri campioni. Inoltre, questi biomodelli sono attualmente utilizzati con successo per studi di morfologia e nell'insegnamento dell'anatomia umana comparata agli studenti di medicina.

Introduzione

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L'insegnamento dell'anatomia nelle scuole di medicina incontra spesso ostacoli, come le difficoltà di accesso ai corpi umani per la dissezione e la mancanza di strutture adeguate. Queste limitazioni sottolineano la necessità di alternative efficaci che consentano agli studenti di esplorare la complessità anatomica in modo pratico e realistico. In questo contesto, i biomodelli suini sono emersi come un'alternativa promettente grazie alle loro somiglianze anatomiche con gli esseri umani, offrendo un mezzo accessibile ed efficiente per l'apprendimento e l'insegnamento dell'anatomia1.

Le tecniche di conservazione anatomica mirano a mantenere l'integrità dei tessuti biologici riducendo al minimo i danni. Queste tecniche sono state impiegate per scopi educativi, accademici e di ricerca nello studio dell'anatomia umana e veterinaria. Numerose sostanze sono state testate per preservare il più a lungo possibile corpi, organi e tessuti nel loro stato naturale2. Tuttavia, la conservazione e la conservazione dei campioni anatomici rimane impegnativa, in particolare per quelli destinati agli studi morfologici, dove è richiesta un'elevata conservazione dei tessuti3.

Anche se le soluzioni tradizionalmente utilizzate sono ampiamente disponibili, i limiti nella pratica quotidiana sono evidenti. La formalina, una delle sostanze più comunemente utilizzate, presenta diversi svantaggi documentati per la conservazione dei tessuti. Questi includono il suo odore irritante, l'elevata tossicità, i rischi associati di cancro e mutagenicità per i conduttori e i cambiamenti organolettici che induce nei tessuti, come rigidità e scolorimento. Questi cambiamenti possono alterare la percezione delle proprietà fisiologiche dei tessuti quando studiati dopo la fissazione, ostacolando potenzialmente studi morfologici precisi e accurati4. Gli studi hanno dimostrato che la fissazione con alte concentrazioni di formalina determina un maggiore grado di rigidità tissutale5. Alternative, come la tecnica di imbalsamazione di Thiel, hanno dimostrato risultati promettenti con una migliore conservazione della colorazione originale e flessibilità dei tessuti6. Tuttavia, questa tecnica è più costosa rispetto ad altre soluzioni7. Queste sfide rappresentano un'opportunità per progettare e testare nuove tecniche di conservazione a prezzi accessibili che consentano comunque un insegnamento dell'anatomia di alta qualità.

Lo scopo di questo protocollo è quello di descrivere la metodologia impiegata presso il Laboratorio di Anatomia dell'Universidad Icesi di Cali, Colombia, per la conservazione di biomodelli suini utilizzati come strumenti educativi per lo studio comparativo dell'anatomia umana.

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Protocollo

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La tecnica descritta è stata sviluppata nel pieno rispetto delle linee guida del Comitato Etico Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali in Sperimentazione (CIECUAE) dell'Universidad Icesi, in conformità alla Legge 84 del 1989 e alla Delibera del Rettoratore n. 847 del 9 luglio 2012. Ciò garantisce sia l'integrità scientifica che il benessere degli animali utilizzati, riducendo al minimo la loro sofferenza. Per questo studio sono stati utilizzati suini Landrace maschi, di 3 mesi di età e del peso di 15-20 kg. I reagenti e le attrezzature necessarie sono elencati nella Tabella dei Materiali.

1. Biomodello suino

  1. Sacrificio dell'animale
    1. Condurre una valutazione veterinaria generale e mettere in quarantena l'esemplare di suino selezionato per 24 ore. Se l'animale non presenta alcun sintomo durante questo periodo, procedere con l'eutanasia.
  2. Anestesia
    1. Somministrare l'anestesia per via intramuscolare utilizzando ketamina + xilazina + atropina a dosi di 10 mg/kg, 0,5 mg/kg e 0,04 mg/kg, rispettivamente (seguendo protocolli istituzionalmente approvati).
      NOTA: Garantire un'anestesia profonda. Valutare la profondità dell'anestesia attraverso l'esame fisico. L'anestesia profonda è indicata da una pupilla dilatata e centrata, assenza del riflesso palpebrale, depressione del riflesso corneale e diminuzione della frequenza respiratoria, della frequenza cardiaca e della pressione sanguigna.
  3. Eutanasia
    1. Somministrare 5 mL di Pentobarbital/Difenilidantoina sodica (390/50 mg/mL) per via endovenosa. Dopo aver somministrato l'agente per l'eutanasia, auscultare i parametri fisiologici dell'animale per la specie Suis Scrofa : HR, 60-90; FR, 8-18; e T° 37-39°C8.
    2. Monitorare la frequenza cardiaca fino a quando non diminuisce gradualmente e si ferma completamente. Osservare cambiamenti immediati come il rilassamento dello sfintere, le membrane cianotiche e l'assenza di risposta agli stimoli corporei. Considerare l'eutanasia completa dopo 5 minuti di auscultazione cardiaca senza rilevare un battito cardiaco.
  4. Stoccaggio e trasporto
    1. Trasporta il biomodello suino dalla sala operatoria al laboratorio di anatomia entro mezz'ora dall'eutanasia per prevenire la decomposizione e la proliferazione microbica, ottimizzando così la conservazione del biomodello.

2. Soluzione conservante a base di soluzione cilena

  1. Preparazione della soluzione cilena modificata
    1. Utilizzare una soluzione cilena modificata contenente etanolo, glicerina, formaldeide, cloruro di benzalconio, essenza aromatica di caffè e acqua distillata. Assicurarsi che la soluzione abbia un pH di 7,0.
    2. Preparare la soluzione conservante in un serbatoio da 50 L. Per prima cosa, aggiungere 10,6 L di acqua distillata al serbatoio. Successivamente, aggiungi 7,6 L di etanolo al 96%, 5 L di glicerina, 0,5 L di cloruro di benzalconio al 50% e 0,1 L di essenza aromatica di caffè.
      NOTA: Fare riferimento alla Tabella 1 per le concentrazioni e i volumi richiesti di ciascun componente necessari per preparare 25 L della soluzione cilena modificata.

3. Somministrazione della soluzione conservante cilena modificata

NOTA: Una volta preparata la soluzione conservante, somministrarla attraverso il rifornimento e l'immersione.

  1. Somministrazione mediante repletion della soluzione conservante cilena modificata
    NOTA: Per questa procedura utilizzare indumenti di biosicurezza: una semimaschera riutilizzabile con filtri A1P2, occhiali di biosicurezza, un camice chirurgico monouso a maniche lunghe, un berretto chirurgico, leggings e guanti in nitrile.
    1. Approccio chirurgico
      1. Praticare un'incisione lungo la linea alba (utilizzando un manico di bisturi 4, lama 22) dal processo xifoideo alla regione pubica.
      2. Identificare il tessuto cellulare sottocutaneo e le fibre muscolari del muscolo retto dell'addome.
        NOTA: Al momento dell'incisione, identificare lo scarso tessuto adiposo aderente alla pelle, noto come tessuto cellulare sottocutaneo, e le fibre muscolari del muscolo retto dell'addome situate più in profondità9.
      3. Tagliare con cura per accedere al peritoneo, assicurandone l'apertura alla cavità addominale senza ferire il fegato e l'intestino, che saranno esposti immediatamente.
      4. Ritrarre le anse intestinali sul lato destro della cavità addominale. Identificare il peritoneo parietale sovrastante il rene sinistro e i vasi renali. Usa queste strutture vascolari per localizzare l'aorta addominale.
      5. Trova l'emergere del peduncolo renale sinistro. Rimuovere il peritoneo che copre l'aorta 5 cm sopra l'arteria renale.
      6. Dopo aver esposto il peduncolo renale sinistro, mobilizzare le anse intestinali e incidere il peritoneo che copre l'ilo. Sezionare anteroposteriormente per identificare prima la vena renale, che è più grande e situata anteriormente.
      7. Localizzare l'arteria renale posteriormente, seguendo la sua traiettoria fino alla sua origine nell'aorta addominale. Infine, identificare la pelvi renale, la struttura più posteriore dell'ilo9.
      8. Sezionare con cura la parte posteriore dell'aorta. Utilizzare seta 0/0 per legare l'aorta con un nodo sopra il livello dell'arteria renale e un altro nodo 5 cm sopra.
      9. Bloccare immediatamente l'aorta con due pinze Kelly su entrambe le estremità del segmento aortico isolato.
      10. Incidere la parete aortica con la punta delle forbici Metzembaum, praticando un taglio di circa 0,3 cm nella parete anteriore dell'aorta, facendo attenzione a non perforarla.
      11. Annodare l'estremità distale mentre si rimuove il morsetto Kelly per inserire un ago smussato a forma di L da 3,2 mm nel lume arterioso. Rimuovere il morsetto Kelly prossimale e avviare la perfusione della soluzione conservante cilena modificata.
    2. Perfusione aortica della soluzione conservante cilena modificata
    3. Procedere con la perfusione della soluzione conservante cilena modificata.
      NOTA: Somministrare 0,25 L/kg con una pressione di 10 libbre utilizzando una pompa di perfusione.
    4. Fine della perfusione
      1. Una volta completata la perfusione della soluzione conservante, rimuovere la cannula di perfusione e annodare il sito di inserimento con seta 0/0 per prevenire il reflusso della soluzione conservante. Chiudere l'addome suturando l'incisione in corrispondenza della linea alba con seta 0/0.
        NOTA: Per valutare se è stata raggiunta un'adeguata perfusione, controllare gli indicatori acuti di saturazione: estensione degli arti superiori e inferiori, pletora cervicale e toracica e deflusso della soluzione attraverso le narici. Il tempo di perfusione approssimativo è di 2 ore.
  2. Somministrazione per immersione
    NOTA: Per questa procedura utilizzare indumenti di biosicurezza: una semimaschera riutilizzabile con filtri A1P2, occhiali di biosicurezza, un camice chirurgico monouso a maniche lunghe, un berretto chirurgico, leggings e guanti in nitrile.
    1. Somministrazione per immersione della soluzione conservante cilena modificata
      1. Conservare il campione suino in un serbatoio da 300 L riempito con la stessa soluzione conservante descritta nella fase 2.
        NOTA: Assicurarsi che il biomodello sia completamente immerso utilizzando circa 150 L di soluzione. Dopo l'immersione, conservare il biomodello a 20 °C per 6 mesi. Gli indicatori di un'adeguata conservazione includono l'assenza di segni di decomposizione (ad esempio, edema corporeo, gonfiore, cattivo odore, lividità e friabilità dei tessuti).

4. Soluzione di deformazione, basata su soluzione cilena

  1. Preparazione della soluzione di deformolizzazione
    1. Utilizzare una soluzione cilena modificata contenente etanolo, glicerina, cloruro di benzalconio, essenza aromatica di caffè e acqua distillata. Assicurarsi che la soluzione abbia un pH di 7,0.
  2. Preparare la soluzione di deformazione, in un serbatoio da 50 L. Per prima cosa, aggiungi 11,1 L di acqua distillata, poi 7,8 L di etanolo al 96%, 5 L di glicerina, 1 L di cloruro di benzalconio al 50% e 0,1 L di essenza aromatica di caffè.
    NOTA: Fare riferimento alla Tabella 2 per le concentrazioni e i volumi richiesti di ciascun componente necessari per preparare 25 L della soluzione cilena modificata priva di formaldeide.

5. Deformatizzazione

NOTA: Per questa procedura utilizzare indumenti di biosicurezza: una semimaschera riutilizzabile con filtri A1P2, occhiali di biosicurezza, un camice chirurgico monouso a maniche lunghe, un berretto chirurgico, leggings e guanti in nitrile.

  1. Somministrazione per immersione della soluzione conservante cilena modificata esente da formaldeide
    1. Al termine del periodo di conservazione in immersione di 6 mesi, trasferire il biomodello in un serbatoio da 300 L riempito con soluzione conservante cilena modificata priva di formaldeide. Conservare il biomodello per 4 settimane.
      NOTA: Assicurarsi che il biomodello sia completamente immerso utilizzando circa 150 L di soluzione.

6. Ammorbidente della glicerina

  1. Subito dopo il processo di deformazione, immergere il biomodello in soluzioni con concentrazioni crescenti di glicerina diluita in acqua: 50%, 70% e 90% glicerina. Mantenere il biomodello in ogni concentrazione per una settimana.

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Risultati

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L'obiettivo di questo protocollo è quello di presentare una tecnica efficace e praticabile che consenta la conservazione di biomodelli suini per l'insegnamento comparativo dell'anatomia umana. Attualmente non esistono metodi o test standardizzati per valutare la conservazione del modello. Pertanto, la conservazione complessiva del modello è stata valutata utilizzando indicatori di replezione della soluzione e segni di decomposizione dopo il completamento del protocollo sui campioni. Inoltre, per valutare oggettivamente l...

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Discussione

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Tradizionalmente, gli studi anatomici si sono basati su cadaveri umani; Tuttavia, le sfide nell'acquisizione di questi campioni hanno portato all'esplorazione di metodi alternativi. I biomodelli suini si sono dimostrati strumenti preziosi per lo studio dell'anatomia umana, offrendo somiglianze anatomiche che facilitano l'apprendimento e la sua estrapolazione alle applicazioni mediche nell'uomo 12,13,14,15.

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Dichiarazioni

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Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse.

Ringraziamenti

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La gratitudine va al Dipartimento di Scienze Mediche di Base e all'Ufficio Ricerca dell'Universidad Icesi per il loro sostegno in questa ricerca.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Cloruro di benzalconioProté cnica Ingenierí aPROQUAT BC 50/80Numero CAS. 68424-85-1
EtanoloNon applicabileNon applicabileEtanolo 96%
FormaldeideAlbor quí micosNon applicabileFormaldeide
GlicerinaNon applicabileNon applicabileGlicerina
Pompadi iniezione Disá nchezSpecial Injector YA-02Pompa di iniezione
Kelly pinzeNon applicabileNon applicabileKelly forcipe
MetzembaumNon applicabileNon applicabileForbici Metzembaum
AgoDisá nchezL canuleL canule
BisturiNon applicabileNon applicabileManico del bisturi 4/ Lama del bisturi 22
Sutura  SetaNon applicabileSuturaSeta 0/0

Riferimenti

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  1. Gonzalez, L. M., Moeser, A. J., Blikslager, A. T. Porcine models of digestive disease: the future of large animal translational research. Transl Res. 166 (1), 12-27 (2015).
  2. Guerra, J. A. B. Historia de la preservación de cadáveres humanos. Morfolia. 1, 3(2009).
  3. Balta, J. Y., Cronin, M., Cryan, J. F., O'Mahony, S. M. Human preservation techniques in anatomy: A 21st century medical education perspective. Clin Anat. 28 (6), 725-734 (2015).
  4. Bernardini, L., Barbosa, E., Charão, M. F., Brucker, N. Formaldehyde toxicity reports from in vitro and in vivo studies: A review and updated data. Drug Chem Toxicol. 45 (3), 972-984 (2022).
  5. Theeuwes, H. P., van Riel, M., Lange, J. F., Kleinrensink, G. J. A new model for training on human specimens in surgical-anatomical skills labs. Anat Physiol Biochem Int J. 3 (1), 0013-0017 (2017).
  6. Rakuša, M., Šaherl, L. K. Thiel embalming method used for anatomy dissection as an educational tool in teaching human anatomy, in research, and in training in comparison of different methods for long term preservation. Folia Morphol. 82 (3), 449-456 (2023).
  7. Hammer, N., et al. Comparison of modified Thiel embalming and ethanol-glycerin fixation in an anatomy environment: Potentials and limitations of two complementary techniques. Anat Sci Educ. 8 (1), 74-85 (2015).
  8. Jackson, P. G. G., Cockcroft, P. D., Elmhurst, S. Clinical examination of farm animals: Wiley Online Library. , (2002).
  9. Delaney, C. P. Netter's surgical anatomy and approaches. E-Book: Netter's Surgical Anatomy and Approaches E-Book. , Elsevier Health Sciences. (2020).
  10. Agache, P. G., Monneur, C., Leveque, J. L., De Rigal, J. Mechanical properties and Young's modulus of human skin in vivo. Arch Dermatol Res. 269, 221-232 (1980).
  11. McKee, C. T., Last, J. A., Russell, P., Murphy, C. J. Indentation versus tensile measurements of Young's modulus for soft biological tissues. Tissue Eng Part B Rev. 17 (3), 155-164 (2011).
  12. Echarte, O. Z. Evaluación del nuevo dispositivo Surgicric para cricotiroidotomía de emergencia en un modelo porcino. Rev Electr AnestesiaR. 8 (12), 2(2016).
  13. Vargas, D., et al. Caracterización de las arterias coronarias en corazón de porcino como modelo anatómico didáctico en estudiantes del área de la salud. Morfolia. 12 (1), 56-74 (2020).
  14. Fernández-Trujillo, L., et al. El biomodelo porcino en la investigación médica traslacional: del biomodelo al humano en trasplante pulmonar. Biomédica. 39 (2), 300-313 (2019).
  15. Villate, M. A. M., Méndez, J. D. B., Echeverry, J. E. P. Anatomía quirúrgica del ojo: Revisión anatómica del ojo humano y comparación con el ojo porcino. Morfolia. 8 (3), 21-44 (2016).
  16. Kocbek, L., Rakuša, M. Thiel's embalming method: Review of the literature and our institute's experience. Acta Med Biotechnol. 10 (2), 34-42 (2017).
  17. Guerrero Guzmán, C. C., et al. Restoration and conservation of anatomic pieces. Anat Cell Biol. 52 (3), 255-261 (2019).
  18. Balta, J. Y., Lamb, C., Soames, R. W. A pilot study comparing the use of Thiel- and formalin-embalmed cadavers in the teaching of human anatomy. Anat Sci Educ. 8 (1), 86-91 (2015).
  19. Hayashi, S., et al. History and future of human cadaver preservation for surgical training: From formalin to saturated salt solution method. Anat Sci Int. 91, 1-7 (2016).

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