Articolo metodologico

Registrazione di base: una tecnica per analizzare le risposte dei neuroni del gusto in Drosophila

DOI:

10.3791/66665

⸱

1 marzo 2024

 , 
1Department of Molecular, Cellular and Developmental Biology, Yale University, 2Department of Entomology, The Connecticut Agricultural Experiment Station

In questo articolo

Sommario

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Un metodo di registrazione elettrofisiologica raramente utilizzato, la registrazione di base, consente l'analisi di caratteristiche della codifica del gusto che non possono essere esaminate con i metodi di registrazione convenzionali. La registrazione delle basi consente anche l'analisi delle risposte gustative a stimoli idrofobici che non possono essere studiati con metodi elettrofisiologici tradizionali.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli insetti assaporano il mondo esterno attraverso i peli del gusto, o sensilla, che hanno i pori sulla punta. Quando un sensillum entra in contatto con una potenziale fonte di cibo, i composti della fonte di cibo entrano attraverso il poro e attivano i neuroni all'interno. Per oltre 50 anni, queste risposte sono state registrate utilizzando una tecnica chiamata registrazione delle mance. Tuttavia, questo metodo presenta importanti limitazioni, tra cui l'incapacità di misurare l'attività neurale prima o dopo il contatto con lo stimolo e il requisito che i tastanti siano solubili in soluzioni acquose. Descriviamo qui una tecnica che chiamiamo registrazione di base, che supera queste limitazioni. La registrazione delle basi consente di misurare l'attività dei neuroni del gusto prima, durante e dopo lo stimolo. Pertanto, consente un'analisi approfondita delle risposte OFF che si verificano dopo uno stimolo gustativo. Può essere utilizzato per studiare composti idrofobici come i feromoni a catena lunga che hanno una solubilità molto bassa in acqua. In sintesi, la registrazione di base offre i vantaggi dell'elettrofisiologia a singolo sensillum come mezzo per misurare l'attività neuronale - alta risoluzione spaziale e temporale, senza la necessità di strumenti genetici - e supera i limiti chiave della tradizionale tecnica di registrazione della punta.

Introduzione

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gli insetti, comprese le mosche drosofilide, sono dotati di un sofisticato sistema di gusto che consente loro di estrarre informazioni chimiche complesse dall'ambiente circostante. Questo sistema consente loro di discernere la composizione chimica di varie sostanze, distinguendo tra quelle nutrienti e quelle dannose 1,2.

Al centro di questo sistema ci sono strutture specializzate note come peli del gusto o sensilla, posizionate strategicamente su varie parti del corpo. Nelle mosche drosofilidi, questi sensilli si trovano sul labello, che è il principale organo gustativo della testa della mosca 1,2,3,4, nonché sulle zampe e sulle ali 1,2,5,6. Il labello si trova all'estremità della proboscide e contiene due lobi 4,7,8. Ogni lobo è ricoperto da 31 sensilli gustativi classificati come corti, lunghi e intermedi 4,7,8. Questi sensilli ospitano ciascuno 2-4 neuroni gustativi 1,2,9,10. Questi neuroni del gusto esprimono membri di almeno quattro diverse famiglie di geni, vale a dire i geni del recettore gustativo (Gr), del recettore ionotropico (Ir), del borseggiatore (Ppk) e del potenziale del recettore transitorio (Trp) 1,2,11,12,13. Questa diversità di recettori e canali fornisce agli insetti la capacità di riconoscere un'ampia gamma di composti chimici, inclusi segnali non volatili e volatili 1,2,14.

Per oltre 50 anni, gli scienziati hanno quantificato la risposta dei neuroni del gusto e dei loro recettori utilizzando una tecnica chiamata registrazione della punta 3,4,6,8,13,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24 ,25,26,27,28,
29,30,31,32,33,34,35. Tuttavia, questo metodo presenta grosse limitazioni. In primo luogo, l'attività neurale può essere misurata solo durante il contatto con lo stimolo e non prima o dopo il contatto. Questa limitazione preclude la misurazione dell'attività di picco spontaneo e impedisce la misurazione delle risposte OFF. In secondo luogo, possono essere testati solo i sapori solubili in soluzioni acquose.

Queste limitazioni possono essere superate da una tecnica elettrofisiologica alternativa raramente utilizzata chiamata "registrazione di base". Qui descriviamo questa tecnica, che abbiamo adattato da un metodo utilizzato da Marion-Poll e colleghi24, e mostriamo le caratteristiche cruciali della codifica del gusto che ora può comodamente misurare14.

Protocollo

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Il seguente protocollo è conforme a tutte le linee guida per la cura degli animali dell'Università di Yale.

1. Mosche

  1. Mettere 10-15 mosche appena emerse in fiale di coltura standard fresche a 25 °C e 60% di umidità relativa in un ciclo luce-buio di 12:12 ore.
  2. Usa le mosche quando hai 3-7 giorni.

2. Stimoli chemiosensoriali

  1. Ottenere stimoli chemiosensoriali della massima purezza disponibile. Conservarli come raccomandato dal venditore fino all'uso.
  2. Sciogliere gli stimoli chemiosensoriali e diluire alle concentrazioni desiderate in acqua o in un altro solvente desiderato e non tossico come l'olio di paraffina. Agitare le soluzioni preparate per almeno 1 ora nel caso di composti solidi disciolti.

3. Capillare dello stimolo in vetro

  1. Tirare un capillare di vetro per trattenere lo stimolo da un capillare di vetro borosilicato (lunghezza 100 mm, diametro esterno 1 mm, diametro interno 0,58 mm) utilizzando uno strumento estrattore per pipette. Mira a ottenere un diametro della punta compreso tra 3 μm e 10 μm.
  2. Riempire il capillare di vetro con la soluzione di stimolo preferita utilizzando un puntale per pipetta microloader. Fare attenzione a evitare bolle, che possono essere rimosse picchiettando delicatamente.
  3. Se lo stimolo cristallizza sulla punta, pulire o sostituire il capillare di stimolo in vetro.

4. Elettrodi di riferimento e di registrazione

  1. Utilizzare barre di tungsteno (diametro 127 μm e lunghezza 76,2 mm) sia per gli elettrodi di riferimento che per quelli di registrazione. Affilare gli elettrodi di riferimento e di registrazione a circa 1 μm di diametro sulla punta (le forme di questi elettrodi sono raffigurate in Delventhal et al.36) immergendoli ripetutamente per diversi secondi in una soluzione al 10% di KNO3 (~1 M) o in una soluzione al 10% di KOH (1,8 M).
    NOTA: Questa soluzione richiede corrente (0,3-3 mA) per facilitare questo processo.

5. Preparazione della mosca per la registrazione della base

  1. Aspirare una singola mosca dalla fiala in un aspiratore. Estrarre l'aspiratore e intrappolare l'animale mettendo un dito sopra l'estremità.
  2. Espellere la mosca in un puntale per pipette di plastica da 200 μl. Tenendo l'estremità dell'aspiratore nel puntale della pipetta, utilizzare l'estremità per spingere la mosca in avanti, a testa in giù, verso l'estremità stretta del puntale della pipetta.
  3. Tagliare la punta della pipetta a ciascuna estremità (cioè anteriore e posteriore all'animale) usando una lama di rasoio.
  4. Usa argilla o un piccolo pezzo di cotone per spingere ulteriormente la mosca in avanti, finché metà della testa sporge dall'estremità del puntale della pipetta tagliato. Usa una pinza per spingere delicatamente fino a quando il labello nella parte anteriore della testa non è esposto.
  5. Fissare la punta della pipetta tagliata su un vetrino da microscopio in vetro usando l'argilla (Figura 1).
  6. Sotto lo stereomicroscopio, posizionare il labello lateralmente su un vetrino coprioggetti in modo che un lobo, insieme ai suoi 31 sensilli gustativi, sia esposto (Figura 1). Il vetrino coprioggetto mantiene il labello in posizione.

6. Impianto di elettrofisiologia

  1. Selezionare una stanza per la configurazione del carro che abbia temperatura e umidità relativa stabili (<70%) e sia isolata da fonti di rumore elettrico e meccanico, come frigoriferi e centrifughe.
  2. Posizionare il microscopio al centro di un tavolo antivibrante.
  3. Fissare un micromanipolatore manuale al tavolo antivibrante (Figura 2).
  4. Collegare uno stelo in acciaio inossidabile che trattiene l'elettrodo di riferimento in tungsteno al micromanipolatore manuale (Figura 2).
  5. Collegare i manipolatori motorizzati, uno con un supporto per la sonda dell'elettrodo di registrazione e un secondo con un supporto collegato a un albero in acciaio inossidabile per il capillare dello stimolo in vetro, allo stesso tavolo utilizzando i supporti (Figura 2).
  6. Collegare la sonda dell'elettrodo di registrazione a un sistema IDAC (Intelligent Data Acquisition Controller) o a un altro amplificatore/sistema digitalizzatore.
  7. Collegare questo sistema IDAC al computer sulla workstation.
  8. Mettere a terra i manipolatori manuali e motorizzati nella stessa posizione all'interno del carro.
  9. Installare sul computer il software di acquisizione appropriato per il sistema IDAC. Assicurarsi che i driver di acquisizione digitale siano compatibili con il sistema operativo (ad esempio, Windows XP-7, -8 o -10) sul computer.

7. Registrazione dal senso del gusto

  1. Posizionare il vetrino di preparazione sul tavolino del microscopio con un obiettivo a basso ingrandimento (ad es. 10x) in posizione. Spostare il tavolino finché il labello non è a fuoco al centro del campo visivo sia con obiettivi a basso ingrandimento che ad alto ingrandimento (ad es. 50x).
  2. Inserire l'elettrodo di riferimento nell'occhio utilizzando l'obiettivo a basso ingrandimento. Per inserire l'elettrodo di riferimento, puntare l'occhio sul lato opposto al lato opposto al lato con l'elettrodo di registrazione, ad esample, se l'elettrodo di registrazione si avvicina da destra, posizionare l'elettrodo di riferimento nell'occhio sinistro. Utilizzare un micromanipolatore manuale per un inserimento preciso.
  3. Mettere a fuoco la punta del capillare dello stimolo in vetro al centro del campo visivo degli obiettivi a basso e alto ingrandimento utilizzando un micromanipolatore motorizzato (Figura 3).
  4. A basso ingrandimento, avvicinare l'elettrodo di registrazione al labello utilizzando un secondo micromanipolatore motorizzato.
  5. Ad alto ingrandimento, inserire l'elettrodo di registrazione nella base di un sensillum gustativo utilizzando il micromanipolatore motorizzato fino a quando non si sente il suono dell'attività di attivazione neuronale dall'uscita audio del sistema IDAC.
  6. Una volta stabilito un segnale stabile, iniziare a registrare il segnale utilizzando il software fornito con il sistema IDAC (Figura 4A-D). Per avviare la registrazione, premere il pulsante Avvia registrazione.
  7. Portare la punta del vetro dello stimolo capillare per coprire la punta del sensillo gustativo utilizzando il manipolatore motorizzato.
  8. Per terminare lo stimolo, rimuovere il capillare dello stimolo in vetro dal sensillum utilizzando il manipolatore motorizzato.
  9. Segnare manualmente l'inizio e la fine della stimolazione utilizzando un pedale. Il pedale è collegato all'IDAC e la sua comunicazione con il software è facilitata attraverso l'IDAC per segnare l'inizio/fine dello stimolo.

8. Analisi

  1. Utilizza le diverse funzioni del software fornito con il sistema IDAC per ordinare le popolazioni di spike in base all'ampiezza (quando possibile) e analizzare le dinamiche di risposta.
    1. Per contare i picchi, fai clic con il pulsante sinistro del mouse sulla registrazione di interesse, visualizzando una finestra da cui selezionare. Scegliere In picchi, avviando un'altra finestra denominata Converti onde in picchi. Immettere un nome nel campo Nuovo e premere il pulsante OK .
    2. Inserendo il nome nel campo Nuovo nel passaggio 8.1.1 si accede alla vista Istogramma di ampiezza . Scegli l'ampiezza da contare, quindi chiudi questa vista. Fare clic con il pulsante sinistro del mouse per aggiungere un contatore.
    3. Esamina manualmente i picchi per confermare le conclusioni basate sull'analisi con il software.
      NOTA: Il software consente anche l'esportazione dei dati in diversi formati per ulteriori analisi.

Risultati

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La Figura 4A mostra i picchi spontanei che derivano da un sensillo. Si dividono in due classi in base all'ampiezza, con i picchi più grandi derivanti dal neurone che è sensibile ai composti amari e i picchi più piccoli dal neurone che risponde agli zuccheri. La relazione tra ampiezza del picco e specificità funzionale è stata corroborata da esperimenti genetici 4,14,37,38,39 .

La Figura 4B mostra la risposta del neurone sensibile all'amaro del sensillo S5 all'odore di DEET; questa risposta si è verificata senza alcun contatto tra la soluzione di DEET e il sensillo. Un picco sembra essere di ampiezza intermedia e può derivare dalla sovrapposizione di due picchi più piccoli, uno dal neurone dello zucchero e uno dal neurone meccanosensoriale.

La Figura 4C mostra la risposta ON che si verifica in seguito al contatto tra uno stimolo amaro e il sensillo I1, seguita da una risposta OFF che si verifica in seguito alla cessazione del contatto. Non che l'entità della risposta OFF, misurata in picchi/s, sia maggiore della risposta ON.

La Figura 4D mostra una risposta ON e una OFF al composto amaro berberina da un sensillum I1 di un'altra specie di mosca , Drosophila virilis. Uno dei vantaggi di questa tecnica è che può essere eseguita su altre specie, comprese le zanzare, senza la necessità di introdurre transgeni al loro interno.

La Figura 4E illustra due problemi che possono verificarsi durante la registrazione. In primo luogo, se il labello non è adeguatamente fissato, può muoversi, producendo punte dal neurone meccanosensoriale del sensillo. In secondo luogo, l'elettrodo di registrazione può staccarsi dal sensillo, spesso a causa del movimento del labello. In questo caso, il contatto viene perso e l'elettrodo deve essere reinserito per registrare i picchi.

figure-results-1
Figura 1: Preparazione della mosca per la registrazione della base. Un puntale per pipetta rifilato contenente una mosca femmina con il labello posizionato saldamente su un vetrino coprioggetti di vetro. (A) Sia il puntale della pipetta che il vetrino coprioggetti sono tenuti saldamente su cumuli di argilla. (B) Maggiore ingrandimento del labello appoggiato su un vetrino coprioggetti. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 2: Configurazione del rig di elettrofisiologia. (A) Una panoramica che mostra le posizioni di un micromanipolatore manuale per l'elettrodo di riferimento, un micromanipolatore motorizzato per il capillare dello stimolo in vetro e un micromanipolatore motorizzato per l'elettrodo di registrazione. (B) Panoramica che mostra i supporti per l'elettrodo di riferimento, il capillare dello stimolo in vetro e l'elettrodo di registrazione. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 3: Il labello e i sensilli. (A) Il labello al microscopio invertito. Primo piano del labello che mostra il senso gustativo di un lobo del labello. Mostra anche il capillare del vetro dello stimolo vicino a uno dei grandi sensilli noti come L2 (grande tipo 2) e un elettrodo di registrazione alla base di questo sensillo. (B) Accessibilità dei sensilli labellari. Il labello mostra i sensilli facilmente accessibili alla registrazione delle basi e i sensilli meno accessibili a causa della loro posizione nella preparazione che generalmente utilizziamo. Abbreviazioni: A = anteriore; M = mediale; P = posteriore; L = laterale. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 4: Esempio di tracce di picchi spontanei, risposte neuronali amare e registrazione non ottimale. (A) Esempio di traccia di picchi spontanei. I picchi provengono da un neurone sensibile all'amaro (punti rossi) e da un neurone sensibile allo zucchero (punti verdi) in un sensillo I1. Nel disegno del sensillo, i neuroni amaro, zuccherino e meccanosensoriale sono colorati rispettivamente di rosso, verde e nero. (B) Esempio di traccia della risposta del neurone amaro (punti rossi) in un sensillum S5 al vapore di 1 mM di DEET. Si noti che i piccoli picchi di ampiezza provengono dal neurone dello zucchero e dai neuroni meccanosensoriali, che in questo esempio sono difficili da distinguere per ampiezza. Abbreviazione: DEET = N,N-dietil-meta-toluamide. (C) Esempio di traccia di risposte ON e OFF da un neurone amaro nel sensilla I1 a 1 mM di denatonio benzoato. I picchi si osservano prima (attivazione spontanea), durante (risposta ON) e dopo (risposta OFF) contatto con lo stimolo. Abbreviazione: DEN = denatonio benzoato. (D) Esempio di traccia di risposte ON e OFF da un neurone amaro nel sensilla I1 di D. virilis a 0,5 mM di cloruro di berberina. I picchi si osservano prima, durante e dopo il contatto. Abbreviazione: BER = cloruro di berberina. (E) Esempio di traccia di una registrazione non ottimale. Il contatto è stato perso nel mezzo dell'esperimento a causa del movimento del labello. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussione

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Nelle registrazioni di alcuni tipi di sensilli, può essere difficile differenziare i picchi di diversi neuroni. Ad esempio, i neuroni dello zucchero e i neuroni meccanosensoriali dei sensilli S e I producono picchi di ampiezza simile, rendendo difficile distinguerli 4,14. Troviamo che l'uso di un elettrodo di registrazione al tungsteno molto affilato riduce l'attivazione del neurone meccanosensoriale, così come il posizionamento giudizioso dell'elettrodo di registrazione. L'inserimento dell'elettrodo di registrazione nel collare dell'alveolo sensicolare (cioè nella base ma non in profondità) spesso si traduce in una ridotta stimolazione meccanosensoriale. Inoltre, troviamo che se una registrazione ha un alto livello di attivazione del neurone meccanosensoriale, ritirare l'elettrodo di registrazione e posizionarlo in una posizione diversa rispetto al sensillum spesso porta a un livello inferiore di attivazione.

Garantire la stabilità dell'elettrodo di registrazione durante gli esperimenti è un'altra questione critica (vedi Figura 4E). Disturbi meccanici o spostamenti nella posizione dell'elettrodo possono influire negativamente sulla qualità delle registrazioni. Investire tempo e sforzi in una preparazione accurata, come specificato nel protocollo sopra descritto, è la chiave per prevenire la frustrazione che può derivare dal movimento del labello.

Notiamo un altro problema che abbiamo osservato con alcuni composti che producono risposte ON e OFF dai sensilli I della classeI-a 14. A volte, una seconda erogazione di uno stimolo suscita la risposta OFF ma non ON. Il motivo di questa riduzione della risposta ON è sconosciuto.

Un'altra sfida incontrata nella registrazione di base è che non tutti i sensilli sono facilmente accessibili per la registrazione a causa della loro posizione sul labello. Dei 31 sensilli labellari, solo 26 sono convenienti da registrare, presentando una limitazione alla tecnica, come illustrato nella Figura 3B. Tuttavia, in linea di principio, questi sensilli (I8, I9, I10, L9 e S10) possono essere resi accessibili ruotando il tavolino XY meccanico del microscopio Olympus.

Infine, sottolineiamo l'importanza di investire sforzi nella preparazione delle mosche. Una mosca ben preparata ha molte più probabilità di produrre registrazioni affidabili e di alta qualità nel corso dell'esperimento. Inoltre, il saccarosio può essere utilizzato come controllo positivo per garantire la qualità della registrazione; suscita una risposta da tutti i sensilli labellari.

Dichiarazioni

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Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Ringraziamenti

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Ringraziamo Zina Berman per il supporto, Lisa Baik per i commenti sul manoscritto e altri membri del laboratorio Carlson per la discussione. Questo lavoro è stato supportato dalla sovvenzione NIH K01 DC020145 a H.K.M.D; e NIH concede R01 DC02174, R01 DC04729 e R01 DC011697 a J.R.C.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
MicroscopioOlympusBX51WIdotato di un obiettivo 50X (LMPLFLN 50X, Olympus) e oculari 10X.
Tavolo antivibranteTMC63-7590E
Micromanipolatori motorizzatiHarvard Apparatus e Mä rzhä utente Micromanipolatori MicromanipolatorePM 10 Manuale del micromanipolatore
MicromanipolatoriMä rzhä utente MicromanipolatoriMM33 Micromanipolatore
Supporti magneticiENCOModello #625-0930
Riferimento e registrazione PortaelettrodoOckenfels Syntech GmbH
Supporto capillare in vetro StimolusOckenfels Syntech GmbH
Sonda universale a terminazione singolaOckenfels Syntech GmbH
CONTROLLER DI ACQUISIZIONE USB A 4 CANALI, IDAC-4Ockenfels Syntech GmbH
Stimulus ControllersOckenfels Syntech GmbHStimulus Controller CS 55
Personal ComputerDellVostroVerifica la compatibilità con il sistema e il software
di acquisizione digitale Tungsten RodA-M SystemsCat#716000
Foglio di alluminio e/o gabbia di FaradayCapillari
vetro borosilicatoelettromagnetico World Precision Instruments1B100F-4
Estrattore per pipetteStrumento Sutter Modello aziendaleP-97 Estrattore per micropipette fiammeggiante / marrone
Punte per microcaricatori EppendorfE5242956003
SiringaGenerico
coccodrillo
Trasformatori di potenzaSTACO ENERGY PRODUCTSSTACO 3PN221BAssemblato da puntali per pipette P1000, tubi flessibili in plastica e rete
Argillada modellare Pinza
Generica
Tubo di plasticaSaint GobainTygon S3™ E-3603
Fiale di coltura standardArchon ScientificNarrow 1-oz in polistirene vail, ciascuno con 10 mL di terreno di glucosio, precaricati con tappi di acetato di cellulosa Cloruro di
berberina (BER)Sigma-AldrichCat# Y0001149
Denatonium benzoato (DEN)Sigma-AldrichCat# D5765
N,N-dietil-m-toluamide (DEET)Sigma-AldrichCat# Telefono 36542
piezoelettrico in per schermatura dal rumore Stereomicroscopio Olympus VMZ 1x-4x Per la preparazione delle mosche p200 Puntali per pipette Generico da 1 ml Clip a generica

Riferimenti

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Joseph, R. M., Carlson, J. R. Drosophila chemoreceptors: a molecular interface between the chemical world and the brain. Trends Genet. 31 (12), 683-695 (2015).
  2. Montell, C. Drosophila sensory receptors-a set of molecular Swiss Army Knives. Genetics. 217 (1), 1-34 (2021).
  3. Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Molecular logic and evolution of bitter taste in Drosophila. Curr Biol. 30 (1), 17-30 (2020).
  4. Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of bitter taste in Drosophila. Neuron. 69 (2), 258-272 (2011).
  5. He, Z., Luo, Y., Shang, X., Sun, J. S., Carlson, J. R. Chemosensory sensilla of the Drosophila wing express a candidate ionotropic pheromone receptor. PLoS Biol. 17 (5), e2006619(2019).
  6. Ling, F., Dahanukar, A., Weiss, L. A., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. The molecular and cellular basis of taste coding in the legs of Drosophila. J Neurosci. 34 (21), 7148-7164 (2014).
  7. Falk, R., Bleiser-Avivi, N., Atidia, J. Labellar taste organs of Drosophila melanogaster. J Morphol. 150 (2), 327-341 (1976).
  8. Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila. J Neurobiol. 61 (3), 333-342 (2004).
  9. Shanbhag, S. R., Park, S. K., Pikielny, C. W., Steinbrecht, R. A. Gustatory organs of Drosophila melanogaster: fine structure and expression of the putative odorant-binding protein PBPRP2. Cell Tissue Res. 304 (3), 423-437 (2001).
  10. Siddiqi, O., Rodrigues, V. Genetic analysis of a complex chemoreceptor. Basic Life Sci. 16, 347-359 (1980).
  11. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science. 287 (5459), 1830-1834 (2000).
  12. Koh, T. W., et al. The Drosophila IR20a clade of ionotropic receptors are candidate taste and pheromone receptors. Neuron. 83 (4), 850-865 (2014).
  13. Sánchez-Alcañiz, J. A., et al. An expression atlas of variant ionotropic glutamate receptors identifies a molecular basis of carbonation sensing. Nat Commun. 9 (1), 4252(2018).
  14. Dweck, H. K. M., Carlson, J. R. Diverse mechanisms of taste coding in Drosophila. Sci Adv. 9 (46), (2023).
  15. Chyb, S., Dahanukar, A., Wickens, A., Carlson, J. R. Drosophila Gr5a encodes a taste receptor tuned to trehalose. Proc Natl Acad Sci U S A. 100, Suppl 2 14526-14530 (2003).
  16. Dahanukar, A., Lei, Y. T., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. Two Gr genes underlie sugar reception in Drosophila. Neuron. 56 (3), 503-516 (2007).
  17. Delventhal, R., Carlson, J. R. Bitter taste receptors confer diverse functions to neurons. Elife. 5, e11181(2016).
  18. Dweck, H. K. M., Talross, G. J. S., Luo, Y., Ebrahim, S. A. M., Carlson, J. R. Ir56b is an atypical ionotropic receptor that underlies appetitive salt response in Drosophila. Curr Biol. 32 (8), 1776-1787 (2022).
  19. Hiroi, M., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Differentiated response to sugars among labellar chemosensilla in Drosophila. Zoolog Sci. 19 (9), 1009-1018 (2002).
  20. Jeong, Y. T., et al. An odorant-binding protein required for suppression of sweet taste by bitter chemicals. Neuron. 79 (4), 725-737 (2013).
  21. Jiao, Y., Moon, S. J., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for the responses to sucrose, glucose, and maltose identified by mRNA tagging. Proc Natl Acad Sci U S A. 104 (35), 14110-14115 (2007).
  22. Jiao, Y., Moon, S. J., Wang, X., Ren, Q., Montell, C. Gr64f is required in combination with other gustatory receptors for sugar detection in Drosophila. Curr Biol. 18 (22), 1797-1801 (2008).
  23. Kim, S. H., et al. Drosophila TRPA1 channel mediates chemical avoidance in gustatory receptor neurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (18), 8440-8445 (2010).
  24. Lacaille, F., et al. An inhibitory sex pheromone tastes bitter for Drosophila males. PLoS One. 2 (7), e661(2007).
  25. Lee, Y., et al. Gustatory receptors required for avoiding the insecticide L-canavanine. J Neurosci. 32 (4), 1429-1435 (2012).
  26. Lee, Y., Kim, S. H., Montell, C. Avoiding DEET through insect gustatory receptors. Neuron. 67 (4), 555-561 (2010).
  27. Lee, Y., Moon, S. J., Montell, C. Multiple gustatory receptors required for the caffeine response in Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (11), 4495-4500 (2009).
  28. Lee, Y., Moon, S. J., Wang, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor required for strychnine sensation. Chem Senses. 40 (7), 525-533 (2015).
  29. Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. Peripheral coding of bitter taste in Drosophila. J Neurobiol. 56 (2), 139-152 (2003).
  30. Moon, S. J., Köttgen, M., Jiao, Y., Xu, H., Montell, C. A taste receptor required for the caffeine response in vivo. Curr Biol. 16 (18), 1812-1817 (2006).
  31. Moon, S. J., Lee, Y., Jiao, Y., Montell, C. A Drosophila gustatory receptor essential for aversive taste and inhibiting male-to-male courtship. Current Biology. 19, 1623-1627 (2009).
  32. Rimal, S., et al. Mechanism of acetic acid gustatory repulsion in Drosophila. Cell Rep. 26 (6), 1432-1442 (2019).
  33. Shim, J., et al. The full repertoire of Drosophila gustatory receptors for detecting an aversive compound. Nat Commun. 6, 8867(2015).
  34. Xiao, S., Baik, L. S., Shang, X., Carlson, J. R. Meeting a threat of the Anthropocene: Taste avoidance of metal ions by Drosophila. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (25), e2204238119(2022).
  35. Zhang, Y. V., Ni, J., Montell, C. The molecular basis for attractive salt-taste coding in Drosophila. Science. 340 (6138), 1334-1338 (2013).
  36. Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. Electrophysiological recording from Drosophila labellar taste sensilla. J Vis Exp. (84), e51355(2014).
  37. Marella, S., et al. Imaging taste responses in the fly brain reveals a functional map of taste category and behavior. Neuron. 49 (2), 285-295 (2006).
  38. Thorne, N., Amrein, H. Atypical expression of Drosophila gustatory receptor genes in sensory and central neurons. J Comp Neurol. 506 (4), 548-568 (2008).
  39. Wang, Z., Singhvi, A., Kong, P., Scott, K. Taste representations in the Drosophila brain. Cell. 117 (7), 981-991 (2004).

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