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Articolo metodologico

Esplorare il muscolo Longissimus: svelare la sua correlazione con la qualità della carne nei tori Bos indicus e incrociati

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DOI:

10.3791/66764

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12 luglio 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1School of Veterinary Medicine and Animal Science, São Paulo State University, Botucatu (São Paulo), 2School of Agricultural and Veterinary Sciences, São Paulo State University, Jaboticabal (São Paulo)

In questo articolo

Sommario

Abbiamo studiato il tessuto muscolare scheletrico in Bos indicus e tori incrociati per spiegare le differenze nei tratti di qualità della carne. La forza di taglio di Warner-Bratzler (WBSF) è risultata compresa tra 4,7 kg e 4,2 kg. Le isoforme della catena pesante della miosina hanno rivelato differenze tra gli animali e l'indice di frammentazione delle miofibrille ha fornito ulteriori informazioni sulle variazioni di dolorabilità (WBSF).

Abstract

Questo studio ha studiato il tessuto muscolare nei tori Bos indicus e incrociati per spiegare le differenze nei tratti di qualità della carne. Vengono descritti i caratteri della carcassa, i parametri di qualità della carne e le indagini biochimiche e molecolari delle proteine miofibrillari. Sono stati delineati i metodi per valutare il pH, il grasso intramuscolare (IMF), il colore della carne (L*, a*, b*), le perdite d'acqua, la tenerezza e i saggi di biologia molecolare. Vengono descritte le procedure specifiche che descrivono in dettaglio la calibrazione, la preparazione del campione e l'analisi dei dati per ciascun metodo. Queste includono tecniche come la spettroscopia infrarossa per il contenuto di IMF, la valutazione oggettiva della dolorabilità e la separazione elettroforetica delle isoforme di MyHC.

I parametri del colore sono stati evidenziati come potenziali strumenti per prevedere la tenerezza della carne bovina, un tratto qualitativo cruciale che influenza le decisioni dei consumatori. Lo studio ha utilizzato il metodo della forza di taglio di Warner-Bratzler (WBSF), rivelando valori di 4,68 e 4,23 kg rispettivamente per Nellore e Angus-Nellore (P < 0,01). Le perdite totali di cottura e le analisi biochimiche, compreso l'indice di frammentazione delle miofibrille (MFI), hanno fornito informazioni sulle variazioni di dolorabilità. Sono stati studiati i tipi di fibre muscolari, in particolare le isoforme della catena pesante della miosina (MyHC), con una notevole assenza dell'isoforma MyHC-IIb negli animali Zebù studiati. La relazione tra MyHC-I e tenerezza della carne ha rivelato risultati divergenti in letteratura, evidenziando la complessità di questa associazione. Nel complesso, lo studio fornisce informazioni complete sui fattori che influenzano la qualità della carne nei tori Bos indicus e incrociati (Bos taurus × Bos indicus), offrendo informazioni preziose per l'industria della carne bovina.

Introduzione

Il Brasile ha la più grande mandria di bovini commerciali a livello globale, con circa 220 milioni di capi e si classifica come il secondo produttore di carne, con una produzione di oltre 9 milioni di tonnellate di carcasse equivalenti all'anno. Il settore della produzione di bovini da carne contribuisce in modo significativo al sistema agricolo nazionale, con un fatturato annuo totale che supera i 55 miliardi di R$. Dal 2004, il Brasile è stato un attore chiave nel commercio globale di carne, esportando in oltre 180 paesi, che rappresentano ~50% del commercio mondiale di carne2.

La tenerezza della carne si distingue come l'attributo di qualità fondamentale che influenza la soddisfazione del consumatore e il consumo di carne3. Utilizzando metodi biochimici e oggettivi per misurare la tenerezza della carne, i ricercatori mirano a fornire preziose informazioni su fattori come la genetica animale, le tecniche di lavorazione e le condizioni di conservazione, migliorando in ultima analisi la qualità e la consistenza dei prodotti a base di carne per i consumatori. Tali informazioni sono utili perché la tenerezza della carne ha acquisito una maggiore importanza nel processo decisionale dei consumatori durante gli acquisti. Inoltre, la valutazione della tenerezza della carne fornisce informazioni preziose per il controllo della qualità nelle industrie di produzione e trasformazione della carne. Monitorando costantemente la tenerezza, i produttori possono garantire che i prodotti a base di carne soddisfino gli standard e le specifiche desiderate. In questo contesto, i produttori brasiliani di bovini da carne stanno progressivamente abbracciando sistemi di allevamento intensivo con animali incrociati per aumentare il fatturato del capitale. Questo sistema rappresenta circa il 10% delle tonnellate di carcasse prodotte annualmente in Brasile 4,5.

La crescente domanda di una migliore qualità della carne da parte dei consumatori ha spinto i produttori di bovini da carne a incrociare con razze europee, principalmente Aberdeen Angus6. Questa strategia mira a produrre ibridi F1 Angus-Nellore, noti per le prestazioni superiori, le caratteristiche desiderabili della carcassa e la migliore qualità della carne rispetto agli animali zebù puri 7,8. Nelle regioni tropicali del Brasile, è pratica comune utilizzare animali non castrati (tori) di maturità avanzata negli allevamenti di finissaggio, compromettendo potenzialmente attributi di qualità della carne come colore, marmorizzazione e tenerezza. In particolare, un'indagine rivela che il 95% degli animali finiti negli allevamenti brasiliani sono maschi, con il 73% di Nellore, seguito dal 22% di animali incrociati e dal 5% di altri genotipi 9,10.

Comprendere i meccanismi biochimici alla base della tenerezza della carne è fondamentale per migliorare la qualità della carne. Un aspetto chiave è la proteolisi post mortem, che influisce sull'integrità strutturale delle fibre muscolari11. L'indice di frammentazione delle miofibrille (MFI) è un test biochimico ampiamente utilizzato che quantifica l'entità della degradazione delle miofibrille, fornendo informazioni sulla tenerezza della carne12. Il metodo MFI prevede la misurazione della frammentazione delle proteine miofibrillari, che è direttamente correlata alla tenerezza della carne. Questo test integra le tradizionali valutazioni della qualità della carne e offre una comprensione più approfondita dei processi biochimici che contribuiscono alle variazioni della tenerezza della carne.

In questo contesto, il presente studio ha studiato il muscolo scheletrico di Bos indicus rispetto ai tori incrociati (Bos taurus × Bos indicus) finiti in feedlot, con l'obiettivo di spiegare le differenze nei caratteri di qualità della carne.

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Protocollo

Tutte le procedure con gli animali sono state conformi agli standard etici di ricerca stabiliti dal Comitato Etico per l'Uso degli Animali (CEUA) della "Universidade Estadual Paulista Júlio de Mesquita Filho" - UNESP Botucatu Campus, ai sensi del protocollo 0171/2018.

1. Animali da esperimento

  1. Finisci 30 tori Nellore (Bos indicus) e 30 tori F1 Angus-Nellore (Bos taurus × Bos indicus), di età compresa tra 20 e 24 mesi, in un allevamento. Alloggiare entrambi i gruppi di animali in recinti collettivi di 5 m x 6 m con pavimento in cemento e dotati di abbeveratoi a conchiglia, che ospitano fino a cinque animali per recinto. Assicurarsi che tutti gli animali appartengano allo stesso gruppo di gestione (nati e cresciuti nella stessa fattoria) e siano sottoposti allo stesso periodo di allevamento.
    NOTA: In questo studio, i tori Nellore avevano un peso corporeo iniziale medio di 370,7 kg mentre i tori Angus-Nellore F1 avevano un peso corporeo iniziale medio di 380,8 ± 17 kg.
  2. Dieta del mangime
    1. Assicurati che la dieta finale sia composta dall'11,3% di foraggio grezzo (fieno di Tifton e bagassa di canna da zucchero) e dall'88,7% di concentrati (chicchi di mais secchi macinati, farina di soia, cereali di distillazione umidi di mais, mangime secco a base di glutine di mais e nucleo minerale). Nutrire gli animali per 120 giorni e fornire le diete ad libitum due volte al giorno (alle 10:00 e alle 16:00).
  3. Massacro
    1. Registrare il peso corporeo finale (BWf) alla fine del periodo sperimentale. Processare tutti gli animali in un macello vicino, rispettando le procedure di ispezione standard. Prima della macellazione, assicurarsi che gli animali siano sottoposti a un digiuno minimo di 16 ore, astenendosi sia dal mangime che dall'acqua.
      NOTA: I tori F1 Angus-Nellore hanno mostrato un peso corporeo finale di 615,09 ± 57,53 kg, mentre i tori Nellore avevano un peso di 545,47 ± 11,45 kg.
  4. Valutazione dei caratteri della carcassa
    1. Pesare inizialmente le carcasse di manzo e sottoporle a un periodo di raffreddamento a 2-4 °C per 48 ore. Le misurazioni includono il peso della carcassa calda (HCW), l'area dell'occhio delle costole (REA) e lo spessore del grasso dorsale (BFT) all'interfaccia 12°/13° costola , come raccomandato13. Determinare il REA utilizzando il metodo della griglia con una griglia piccola (18 cm x 13 cm) e misurare il BFT in millimetri utilizzando un calibro.
      1. Misura il REA in ogni carcassa utilizzando una griglia reticolata (la stessa utilizzata nel sistema di classificazione USDA Yield Grade), divisa in quadrati di 1 cm² con un punto al centro. Aggiungi tutti i quadrati all'interno del perimetro di tracciatura del ribeye e quelli lungo il contorno del tracciato che passa per il punto centrale.
      2. Misurare il BFT in una posizione specifica sul sito di valutazione in qualsiasi punto tra la 12ae la 13a costola. Per determinare questa posizione, misurare la lunghezza dell'occhio della costola; quindi, partendo dal bordo mediale "A", determinare un punto a tre quarti lungo l'occhio della costola e a metà strada "B". Prendere un calibro attraverso questo punto e ad angolo retto rispetto alla costola specificata fino all'interfaccia tra il grasso sottocutaneo e il grasso intermuscolare. Misurare il grasso sottocutaneo posizionando il calibro ad angolo retto rispetto alla linea del grasso sottocutaneo, dal punto di interfaccia (Figura supplementare S1).
  5. Campionamento
    1. Prelevare il campione di Longissimus thoracis (LT) dalla semicarcassa sinistra (porzione di ± 12,0 cm di carne), tra l'11° e la 13° costola in direzione cranica. In laboratorio, sezionare i campioni di carne in bistecche di 2,54 cm.
  6. Invecchiamento
    1. Valutare i tratti qualitativi della carne dopo un periodo di frollatura umida di 14 giorni a una temperatura di 0-2 °C in un incubatore a domanda biologica di ossigeno (BOD). Utilizzare bistecche di 2,54 cm di spessore per l'analisi del colore della carne, del pH, del grasso intramuscolare, della perdita di spurgo, della capacità di ritenzione idrica, della tenerezza oggettiva e delle perdite di cottura. Confezionare le bistecche separatamente in sacchetti di plastica per l'alto vuoto e la bassa permeabilità all'ossigeno e al raggiungimento del tempo di frollatura, conservarle congelate a -20 °C fino al momento dell'analisi. Scongelare i campioni di carne bovina a 4 °C per 24 ore ed esporli all'ossigeno per 30 minuti a 4 °C (tempo di fioritura).

2. pH della carne

  1. Misurare il pH della carne utilizzando un pHmetro digitale dotato di sonda di penetrazione. Calibrarlo con tamponi pH 4,0 e 7,0 a una temperatura ambiente di 25 °C. Misurare il pH della carne in tre punti del campione di muscolo LT. Registrare manualmente le letture dei dati e successivamente esportare il foglio dati; calcolare la media delle tre letture per il pH della carne.

3. Grasso intramuscolare

NOTA: Il contenuto di grasso intramuscolare (IMF) è stato determinato utilizzando la spettroscopia nel vicino infrarosso (NIR)14 e il metodo gravimetrico15.

  1. Rimuovere il grasso sottocutaneo dal muscolo LT utilizzando un bisturi. Quindi, macinare e omogeneizzare la bistecca per 5 minuti utilizzando un mixer, incorporando circa 180 g del campione. Posizionare il campione in una tazza, posizionarlo all'interno della camera del campione ed eseguire la scansione secondaria di varie zone del campione di prova ruotando la coppa del campione; Unisci le zone per ottenere il risultato finale.
  2. Effettuare tre letture per ogni campione. Dopo l'omogeneizzazione, posizionare i campioni nella piastra per la lettura successiva. Impostare l'apparecchio sulla trasmissione NIR, con un monocromatore a reticolo mobile che scansiona la regione da 850 nm a 1050 nm.
  3. Esporta la scheda tecnica e quindi calcola la lettura media di tre per l'FMI. Esprimere i risultati in percentuale, utilizzando la formula: [(media IMF ÷ peso del campione) × 100].
  4. Combinare omogeneizzare i campioni di muscolo LT (3,0 g) con una soluzione di cloroformio/metanolo-metanolo/cloroformio (2:1) per 2 minuti e sottoporli a centrifugazione (700 × g; 10 minuti; 20 °C) per separare le fasi idrofila (superiore), solida (media) e idrofobica (inferiore).
  5. Filtrare la fase idrofobica ottenuta dopo la centrifugazione utilizzando una carta da filtro su un imbuto con leggera aspirazione. Trasferire il filtrato (fase inferiore; lipidi in cloroformio) in un pallone etichettato come fase lipidica e trasferire almeno 5 mm di filtrato in un becher prepesato dopo averlo lasciato riposare per alcuni minuti. Quindi, registrare il volume dello strato di cloroformio (almeno 150 ml) e aspirare lo strato alcolico.
    1. Omogeneizzare 100 g di aliquote del campione di tessuto fresco o congelato per 2 minuti con una miscela di 100 mL di cloroformio e 200 mL di metanolo. Aggiungere 100 ml di cloroformio alla miscela, frullare per 30 s, aggiungere 100 ml di acqua distillata e frullare per altri 30 s.
    2. Filtrare l'omogeneizzato con carta da filtro su un imbuto con una leggera aspirazione. Applicare pressione con il fondo di un becher quando il residuo diventa asciutto per garantire il massimo recupero del solvente.
    3. Trasferire il filtrato in un cilindro graduato da 500 mL e lasciarlo riposare per qualche minuto per consentire la separazione e la chiarifica. Registrare il volume dello strato di cloroformio (almeno 150 ml) e aspirare lo strato alcolico.
    4. Assicurati di rimuovere completamente lo strato superiore; Lo strato di cloroformio contiene il lipide purificato. Per l'estrazione quantitativa dei lipidi, recuperare il lipide intrappolato nel residuo tissutale miscelando il residuo e la carta da filtro con 100 ml di cloroformio.
    5. Filtrare il composto attraverso l'imbuto e sciacquare la caraffa del frullatore e i residui con un totale di 50 ml di cloroformio. Mescolare questo filtrato con il filtrato originale prima di rimuovere lo strato alcolico.
      NOTA: La filtrazione è tipicamente rapida; Applicare pressione con il fondo di un becher sul residuo secco per garantire il massimo recupero del solvente.
  6. Essiccare i campioni in forno, raffreddarli in essiccatore per almeno 24 ore, metterli in forno a 110 °C fino alla completa evaporazione del solvente, raffreddarli ulteriormente in essiccatore per una notte e infine pesarli nuovamente.
  7. Determinare il contenuto di IMF calcolando la differenza tra il peso iniziale e quello finale del becher.

4. Colore della carne

  1. Calibrare il dispositivo utilizzando una piastra standard nera e una bianca. Posizionare la piastra di calibrazione del bianco vicino al centro della piastra. Quando si esegue una calibrazione, utilizzare l'area vicino al centro della piastra. La calibrazione è completa dopo che la spia lampeggia tre volte.
  2. Effettuare le misurazioni dopo 30 minuti a 4 °C (tempo di fioritura). Ottenere letture del colore da tre diverse posizioni sul campione di muscolo LT, evitando accuratamente il tessuto connettivo e il grasso.
  3. A temperatura ambiente (20 °C), calcolare una media da queste misurazioni, come raccomandato16.

5. Perdite d'acqua

  1. Valutare la perdita di spurgo (PL) per tutti i campioni. Determinare il PL delle sezioni di lombo di manzo misurando la varianza tra il peso iniziale prima del congelamento e il peso finale dopo il congelamento/scongelamento.
    NOTA: Non valutare il PL dei lombi di manzo di controllo mai congelati.
  2. Misurare la capacità di ritenzione idrica (WHC) in base alla differenza di peso di un campione di carne (circa 1,0 g) prima e dopo essere stato sottoposto a una pressione di 10 kg per 5 minuti17.

6. Tenerezza oggettiva della carne

NOTA: La misurazione della forza di taglio di Warner-Bratzler (WBSF) è stata condotta come descritto18,19.

  1. Posizionare i campioni su una griglia fissata ad un refrattario di vetro e cuocerli in un forno elettrico industriale fino a raggiungere una temperatura finale di 71 °C. Dopo la cottura, raffreddare, pesare e conservare in frigorifero i campioni a 4 °C per 24 ore.
  2. Determinare le perdite di cottura (CL) utilizzando la formula figure-protocol-1.
    1. Determinare la perdita di gocciolamento pesando il refrattario prima e dopo la cottura del campione. A tal fine, posizionare i campioni su una griglia sopra un vetro refrattario per consentire il drenaggio dei succhi di carne e del grasso durante la cottura.
    2. Determinare la perdita per evaporazione pesando solo il campione prima e dopo la cottura.
    3. Registrare i pesi crudi e cotti e calcolare la percentuale di DL come il peso del gocciolamento dopo la cottura diviso per il peso del campione di carne scongelata.
    4. Calcolare la percentuale di perdita per evaporazione (EVP) utilizzando la formula [100 - (peso dopo la cottura) ÷ peso grezzo × 100].
  3. Per la determinazione del WBSF, sezionare otto nuclei con un diametro di 1,27 cm utilizzando un analizzatore di texture, dotati di una lama Warner-Bratzler Shear Force da 3,07 mm e di un tagliente a forma di V (angolo di 60°).
    1. Riportare i risultati come media di sei valori per campione, in chilogrammi (kg), dopo aver escluso gli estremi bassi e alti19.

7. Saggio biochimico

NOTA: La proteolisi post mortem è stata valutata stimando l'indice di frammentazione delle miofibrille (MFI), seguendo la procedura originale delineata da Culler et al.20 e adattata per i bovini Bos indicus da Borges et al.21.

  1. Omogeneizzare frammenti di circa 3 g di campioni LT (tessuto muscolare e tessuto connettivo privi di grasso) in una soluzione tampone contenente 100 mM di cloruro di potassio, 20 mM di fosfato di potassio a pH 7, 1 mM di acido etilendiamminotetraacetico (EDTA), 1 mM di cloruro di magnesio e 1 mM di sodio azide a 2 °C, seguita da centrifugazione (1.000 × g per 15 minuti a 4 °C).
    1. Risospendere il sedimento in 10 volumi (v/p) di mezzo isolante utilizzando un'asta di agitazione, quindi sedimentarlo nuovamente a 1.000 × g per 15 minuti e decantare il surnatante.
    2. Risospendere il sedimento in 2,5 volumi (v/p) di mezzo isolante e separare il tessuto connettivo e i detriti facendolo passare attraverso un filtro in polietilene (18 mesh). Utilizzare altri 2,5 volumi (v/p) per consentire alle miofibrille di passare attraverso il colino.
    3. Determinare la concentrazione proteica della sospensione di miofibrille utilizzando il metodo del biureto di Gornall et al.22. Diluire un'aliquota della sospensione di miofibrille con un mezzo isolante a una concentrazione proteica compresa tra 0,5 ± 0,05 mg/mL.
    4. Misurare immediatamente l'assorbanza di questa sospensione a 540 nm. Determinare l'MFI utilizzando la spettrofotometria a 540 nm. Moltiplicare l'assorbanza per 200 per ottenere l'MFI per ogni campione (e riportarlo come indice senza unità di misura).

8. Saggio di biologia molecolare

NOTA: Per l'analisi della catena pesante della miosina (MyHC), la proteina più abbondante nel muscolo scheletrico bovino, i campioni di LT di entrambi i gruppi sono stati processati seguendo il protocollo descritto in letteratura23,24.

  1. Ottenere la separazione elettroforetica utilizzando un gel SDS-PAGE a gradiente (7-10%) e un gel di impilamento al 4%. Applicare 25 μl di ciascun campione sul gel ed eseguirlo a 70 V, 28 mA e 4 °C per 1 ora, seguito da una corsa a 180 V, 12 mA e 4 °C per 29 ore.
  2. Utilizzare due diversi tamponi nelle corse: il tampone gel superiore comprendente glicina, base tris(idrossimetil)amminometano, sodio dodecil solfato (SDS) e acqua distillata, mentre il tampone gel inferiore è identico al tampone superiore, con l'aggiunta di mercaptoetanolo.
  3. Colorare i gel con Coomassie Blue e catturare le immagini utilizzando un software appropriato.
  4. Identificare le isoforme di MyHC (MyHC-I, MyHC-IIa, MyHC-IIx/d) in base ai loro pesi molecolari (223.900, 224.243 e 223.875 kDa, rispettivamente). Condurre analisi semi-quantitative mediante densitometria delle bande corrispondenti a ciascuna isoforma, utilizzando software appropriati.
  5. Utilizzare il muscolo soleo di ratto e il muscolo estensore lungo delle dita (EDL) come controlli positivi per classificare le isoforme di MyHC, riservando un pozzetto in ciascun gel per il caricamento di 40 μL del campione processato.
  6. Per tutti i dati, eseguire l'analisi della varianza (ANOVA) mediante il test F, utilizzando il seguente modello:
    Yij = μ + ti + Ɛij
    dove Yij è il valore osservato dell'unità sperimentale riferita al trattamento i nella ripetizione j; μ è l'effetto generale della media; t è l'effetto del trattamento (gruppo genetico) e ε è l'errore sperimentale.
  7. Confronta le medie utilizzando il test t di Student e adotta il valore P < 0,05 come probabilità critica.

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Risultati

La Tabella 1 mostra i tratti della carcassa dei due gruppi genetici indagati in questo studio. In particolare, sono state identificate differenze (P < 0,01) in HCW, REA e BFT, con animali incrociati che mostravano valori maggiori, suggerendo un effetto eterosi.

Variabile¹NelloreF1 Angus x NelloreSEMValore P

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Discussione

Durante la valutazione della carcassa, è fondamentale misurare con precisione i caratteri di crescita e qualità dopo un periodo di raffreddamento di 48 ore per ottenere dati coerenti e comparabili. I due modelli biologici hanno mostrato tratti divergenti della carcassa, in particolare HCW, REA e BFT, che sono coerenti con i risultati riportati in altri studi. L'HCW medio dei tori Nellore è in linea con le preferenze del mercato brasiliano, che dà la priorità a una maggiore produzione di carne per unità animale con un min...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare. I finanziatori non hanno avuto alcun ruolo nella progettazione dello studio, nella raccolta e nell'analisi dei dati, nella decisione di pubblicare o nella preparazione del manoscritto.

Ringraziamenti

Questa ricerca è stata finanziata da FAPESP (sovvenzioni 2023/05002-3; 2023/02662-2 e 2024/09871-9), CAPES (codice finanziario 001), CNPq (304158/2022-4) e da PROPE (sovvenzione IEPe-RC numero 149) della Scuola di Medicina Veterinaria e Scienze Animali dell'Università Statale di San Paolo.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
AcetoneMerk, Darmstadt, GermaniaCAS 67-64-1 | Soluzioni 100014utilizzate per le separazioni elettroforetiche
Anticorpo anti-MYH-1Merk, Darmstadt, GermaniaMABT846Soleo di ratto
Anticorpo anti-miosinaAbcam, Massachusetts, Stati Unitiab37484Catena pesante della miosina
Anticorpo anti-miosina-2 (MYH2)Merk, Darmstadt, GermaniaMABT840Incubatore a domanda biologica di ossigeno (BOD) per estensore delle dita lunghe (EDL)
TECNAL, Sã o Paulo, BrasileTE-371/240LInvecchiamento della carne
Cloroformio; reagente analitico assolutoSigma-Aldrich, Missouri, Stati Uniti67-66-3Grasso intramuscolare
CIELab sistemaKonica Minolta Sensing, Tokyo, GiapponeCR-400 colorimetroColore della carne
Coomassie BlueSigma-Aldrich, Missouri, Stati UnitiC.I. 42655)Catena pesante di miosina
Elettrico fornoVenâ ncio Aires, Rio Grande do Sul, BrasileTenerezza della carne
EtanoloMerk, Darmstadt, Germania64-17-5soluzioni utilizzate per le separazioni elettroforetiche
Acido etilendiamminotetraaceticoSigma-Aldrich, Missouri, Stati Uniti60-00-4Proteolisi post-mortem
Fiasche di vetroSigma-Aldrich, Missouri, StatiSoluzioni utilizzate per il separazioni elettroforetiche
GlycineSigma-Aldrich, Missouri, Stati UnitiG6761Spettroscopia a infrarossi a catena pesante della miosina
- FoodScanFoss NIRSystems, Madson, Stati UnitiFoodScan™ 2Grasso intramuscolare
Cloruro di magnesioSigma-Aldrich, Missouri, Stati Uniti  7786-30-3Proteolisi post-mortem
MercaptoetanolSigma-Aldrich, Missouri, Stati UnitiM6250Miosina a catena pesante
Metanolo, reagente analitico assolutoSigma-Aldrich, Missouri, Stati Uniti67-56-1Misuratore di pH del grasso intramuscolare
LineLab, Sã o Paulo, BrasileAKLA 71980Carne pH
PlusOne 2-D Quant KitGE HealthcareCodice prodotto 80-6483-56Proteolisi post-mortem
PolipropileneSigma-Aldrich, Missouri, Stati UnitiSoluzioni utilizzate per le separazioni elettroforetiche
Cloruro di potassioSigma-Aldrich, Missouri, Stati Uniti7447-40-7Proteolisi
post-mortemFosfato di potassioSigma-Aldrich, Missouri, Stati UnitiP0662Proteolisi post-mortem
R softwareVienna, Austriaversione 3.6.2Analisi dei dati
Sodio azideSigma-Aldrich, Missouri, Stati Uniti26628-22-8Proteolisi post-mortem
Sodio dodecil solfato ( SDS)Sigma-Aldrich, Missouri, Stati Uniti822050Spettrofotometro a catena pesante di miosina
Perkin Elmer, Shelton, Stati UnitiPerkin Elmer
Lambda 25 UV/Vis		Sistema di analisi statistica per proteolisi post-mortem
SAS, Cary, North Carolina, Stati Unitiversione 9.1,Analisi dei dati
Analizzatore di textureAMETEK Brookfield, Massachusetts, Regno Unito
Stati		CTXTenerezza della carne
Tris(idrossimetil)aminometanoSigma-Aldrich, Missouri, Stati Uniti77-86-1Catena pesante di miosina
UltrafreezerIndrel Scientific, Londrina, Paraná, Brasile.INDREL IULT 335 D - LCDStoccaggio campioni
Acqua ultrapuraElga PURELAB Soluzioni di sistema ultra ionicheutilizzate per le separazioni elettroforetiche
miscelatore ad alto taglioMarconi – MA102/E, Piracicaba, Sã o Paulo, BrasileProteolisi post-mortem
Uniti Ultra-Turrax

Riferimenti

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