Descriviamo un protocollo di funzionamento del cuore di ratto isolato ex vivo per testare le strategie di conservazione del cuore del donatore. Questo documento descrive il protocollo per l'uso nelle celle frigorifere statiche dei cuori dei donatori di roditori; Tuttavia, il protocollo può essere utilizzato anche per i cuori dei donatori ottenuti dopo la donazione dopo la morte circolatoria e la morte cerebrale.
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Articolo metodologico
Utilizzo di un modello di cuore di ratto funzionante isolato per testare le strategie di conservazione del cuore del donatore
In questo articolo
Sommario
Abstract
L'ottimizzazione delle soluzioni di conservazione del cuore del donatore ha svolto un ruolo chiave nella riduzione del danno da ischemia-riperfusione nei cuori dei donatori durante il prelievo, il trasporto e il trapianto di organi. Precedenti lavori del nostro laboratorio hanno dimostrato che l'aggiunta di gliceril trinitrato ed eritropoietina alle soluzioni di conservazione del cuore del donatore potrebbe migliorare significativamente il recupero funzionale cardiaco dopo una prolungata conservazione a freddo e nella donazione dopo la morte circolatoria dei cuori. Questo protocollo di integrazione è stato implementato nell'uso clinico nelle unità di trapianto in Australia, Belgio e Regno Unito. Qui, delineiamo un protocollo per testare le strategie di integrazione utilizzando un circuito di perfusione del cuore di ratto funzionante isolato (IWRH) ex vivo . Utilizzando questa metodologia, le strategie di integrazione possono essere testate nel contesto della conservazione statica a freddo prolungata, della donazione dopo la morte cerebrale e della donazione dopo la morte circolatoria della conservazione del cuore del donatore. Il recupero funzionale cardiaco, misurato dal flusso aortico, dal flusso coronarico, dalla gittata cardiaca, dalla pressione del polso e dalla frequenza cardiaca, può essere utilizzato per determinare se una particolare strategia di conservazione può ridurre al minimo il danno da ischemia-riperfusione del cuore del donatore.
Introduzione
Il successo di un trapianto di cuore può essere notevolmente influenzato dal metodo di conservazione utilizzato per il cuore del donatore. I cuori dei donatori sono soggetti a insulti ischemici durante il processo di prelievo, trasporto e trapianto degli organi. Il grado di danno ischemico all'organo del donatore può essere mitigato selezionando un'appropriata strategia di conservazione del cuore del donatore. La conservazione statica a freddo (CSS) rimane il metodo più fattibile e comune per la conservazione del cuore del donatore; tuttavia, la CSS potrebbe non essere necessariamente l'opzione migliore per tutti i percorsi di donazione del cuore. Ad esempio, i cuori prelevati tramite la via della donazione dopo la morte circolatoria (DCD) vengono mantenuti e valutati per la vitalità utilizzando la perfusione meccanica normotermica, mentre i cuori prelevati tramite la via della donazione dopo la morte cerebrale (DBD) possono essere preservati utilizzando la CSS o la perfusione meccanica ipotermica. Un altro fattore determinante per la strategia di conservazione utilizzata è la quantità di ischemia calda (per DCD) o di ischemia fredda (per DBD) a cui il cuore è sottoposto durante l'approvvigionamento e il trasporto degli organi.
Molti centri utilizzano un'integrazione farmacologica aggiuntiva della soluzione di conservazione del cuore per aumentare la tolleranza ischemica e migliorare la funzione cardiaca post-trapianto. Gli studi sui roditori del nostro laboratorio hanno dimostrato che l'integrazione della cardioplegia con eritropoietina e gliceril trinitrato è stata in grado di migliorare significativamente il recupero funzionale cardiaco dopo una prolungata conservazione a freddo del cuore del donatore 1,2. Questi studi sono poi passati a studi suini sulla conservazione del cuore del donatore e hanno fornito le basi precliniche che hanno portato all'incorporazione dell'eritropoietina e del gliceril trinitrato nella soluzione cardioplegica dei cuori prelevati tramite una via DCD utilizzando la perfusione meccanica normotermica 3,4,5. Attualmente, l'integrazione con eritropoietina e gliceril trinitrato è utilizzata anche nelle unità di trapianto australiane per i recuperi cardiaci clinici DBD che incorporano CSS. L'obiettivo generale del protocollo di perfusione del cuore di ratto funzionante isolato (IWRH) descritto di seguito è quello di testare le strategie di conservazione del cuore del donatore in un ambiente di laboratorio e testarne l'efficacia nel preservare la funzione cardiaca del donatore dopo la riperfusione. Il protocollo isolato funzionante del cuore di ratto descritto è stato utilizzato per oltre due decenni all'interno del nostro laboratorio e si è dimostrato estremamente utile nello screening di potenziali integratori e/o strategie che possono migliorare la conservazione del cuore del donatore 2,7,8,9.
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Protocollo
Tutti gli animali hanno ricevuto cure umanitarie in conformità con le linee guida del National Health and Medical Research Council (Australia). Tutte le procedure sugli animali sono state approvate dal Comitato Etico Animale del Garvan Institute of Medical Research (Sydney, Australia).
1. Preparazione del tampone Krebs-Henseleit (KH)
- Preparare 2 L di una soluzione madre 20x di tampone KH contenente 2,36 M NaCl, 0,094 M KCl, 0,024 M MgSO4, 0,024 M KH2PO4. Aliquotare in provette da 50 mL e conservare a -20 °C.
- Prima dell'esperimento, preparare due fiasche Erlenmyer da 2 L di 1x tampone KH contenente 1900 mL di acqua deionizzata, 100 mL di 20x tampone KH di riserva, 4,20 g di NaHCO3 (25 mM) e 3,96 g di glucosio (11 mM).
- Porre i palloni tampone in un bagno d'acqua a 37 °C e gasare la soluzione con carbogeno (95% di ossigeno, 5% di anidride carbonica, portata impostata a 2 L/min) tramite pietre porose (filtro di ingresso slip-on) per 5 minuti, quindi aggiungere 2,8 mL di 1 M CaCl2 (1,4 mM). Continuare a far bollire la soluzione per almeno 1 ora prima dell'inizio dell'esperimento. L'uso di una pietra porosa favorisce un'aerazione uniforme del tampone.
- Mettere un piccolo volume (~50 mL) di tampone in un piatto rotondo di metallo a -20 °C per raffreddare e formare uno strato di tampone ghiacciato.
2. Preparazione del circuito di perfusione
- Assicurarsi che tutti i tubi e la vetreria siano puliti e non presentino crescita/contaminazione visibile.
- Impostare le altezze delle camere di vetro in modo che corrispondano alle pressioni di perfusione richieste basate su 1 cm H2O equivalenti a 1,36 mmHg: Langendorff-cuore 100 cm (circa 75 mmHg), precarico di lavoro da lato a cuore 15 cm (circa 11 mmHg), cuore-camera di postcarico 100 cm (circa 75 mmHg).
- Iniziare la circolazione dell'acqua calda intorno al circuito almeno 10 minuti prima della perfusione cardiaca.
- Posizionare i filtri in microfibra (1,2 μm) nei portafiltri e fissarli saldamente.
- Adescare il circuito con tampone KH, assicurandosi che tutta l'aria venga rimossa, e utilizzare un morsetto per tubi di controllo del flusso per regolare il flusso sul lato Langendorff (Figura 1A, B) a ~50 mL/min. Il flusso più lento facilita l'incannulamento aortico e impedisce che il cuore si stacchi prima della legatura. Posizionare un termometro all'interno del circuito tramite un connettore per tubi a forma di T per monitorare la temperatura del tampone a ~37 °C.
3. Configurazione del software Lab Chart (analisi dei dati)
- Assicurarsi che Powerlab (sistema di acquisizione dati) e il flussometro siano accesi e collegati al computer prima di aprire il software di analisi dei dati.
- Apri un nuovo file.
- Imposta la raccolta dei dati selezionando il menu a discesa Impostazioni e selezionando Impostazioni canale. Selezionare Pressione aortica, Flusso aortico e Frequenza cardiaca (Figura 2A).
- Configurare ciascun canale con le impostazioni mostrate nella Figura 2B.
4. Preparazione dell'animale per l'isolamento del cuore di ratto
NOTA: La metodologia per l'isolamento e la perfusione del cuore di ratto per cuori non DBD e non DCD per la conservazione statica a freddo è descritta di seguito. I metodi per la strumentazione cardiaca sul circuito di perfusione sono relativamente simili, indipendentemente dal metodo di donazione utilizzato. Le differenze nel protocollo per la donazione di cuore di ratto DBD e DCD si verificano principalmente dal momento in cui l'anestesia animale ha avuto effetto fino a quando il cuore viene asportato dall'animale.
- Pesare l'animale, assicurandosi che il suo peso sia di >330 g. L'intervallo di peso ideale per i ratti maschi è di 330-420 g.
- Somministrare un'iniezione intraperitoneale di ketamina (80 mg/kg) e xilazina (10 mg/kg). Garantire un adeguato piano chirurgico di anestesia basato sull'assenza di un riflesso del pedale (riflesso del pizzicamento delle dita) e del riflesso del battito delle palpebre.
- Posizionare l'animale in posizione supina, fissando gli arti con del nastro adesivo. Somministrare ossigeno all'animale attraverso un cono nasale.
- Avere il contenitore metallico per granita di ghiaccio tampone KH e un piccolo contenitore metallico con ghiaccio alla stazione di dissezione. Immergere una garza di 7,5 cm x 7,5 cm nel tampone KH e posizionarla sul contenitore con ghiaccio.
- Una volta confermato un adeguato piano chirurgico di anestesia, radere la pelle nel sito dell'incisione chirurgica e pulire la pelle con asettico come betadine o alcol al 70%. Praticare un'incisione laterale attraverso l'addome (laparotomia) e spostare lo stomaco e l'intestino lateralmente per consentire l'accesso alla vena renale sinistra. Iniettare 1500 UI di eparina e applicare pressione sul sito di iniezione fino a quando l'emorragia non si ferma. Attendere 1-2 minuti affinché l'eparina circoli prima di continuare con il recupero del cuore.
- Aprire la cavità toracica tagliando la gabbia toracica su entrambi i lati e tagliando il diaframma. Tenere e sollevare con cautela il blocco cuore-polmone mentre si taglia lungo l'aorta discendente, assicurandosi che l'arco aortico rimanga intatto. Ciò consentirà di mantenere una lunghezza sufficiente dell'aorta per l'incannulamento.
- Il ratto viene soppresso mediante la rimozione del cuore e dei polmoni mentre è sotto anestesia. Immergere il blocco cuore-polmone nella fanghiglia di ghiaccio tampone KH per consentire al cuore di arrestarsi.
5. Incannulare il cuore sul circuito di perfusione cardiaca funzionante isolato
- Trasferire il blocco cuore-polmone in una garza con ghiaccio. Sezionare il grasso in eccesso intorno all'aorta, tagliare l'aorta in modo da lasciare una lunghezza di 3-5 mm per l'incannulamento e praticare una piccola incisione di ~1-2 mm nell'arteria polmonare. Ciò consentirà un percorso per l'effluente coronarico.
- Posizionare il blocco cuore-polmone tagliato (mentre è ancora sul ghiaccio) direttamente sotto le cannule. Regolare il flusso dal lato di Langendorff utilizzando un morsetto per tubi di controllo del flusso per facilitare l'incannulamento aortico. Incannulare con cura l'aorta sulla cannula sinistra, tenerla con una pinza nera e legarla con una sutura di seta 2-0.
- Aumentare il flusso dalla perfusione di Langendorff aprendo completamente il morsetto del tubo di controllo del flusso. Aprire il morsetto di postcarico. Assicurarsi che ci sia un flusso continuo dalla camera Langendorff. Inizia a monitorare l'attività cardiaca con il software.
NOTA: se il valore del flusso aortico sul display del flussometro è di <10 ml/min, assicurarsi che l'arteriotomia polmonare sia di dimensioni sufficienti. Un traccia/valore basso del flusso aortico potrebbe anche indicare che la cannula aortica è stata inserita troppo in profondità. - Regolare il blocco cuore-polmone in modo che la superficie anteriore dei polmoni sia rivolta verso l'operatore. Legare il lobo polmonare sinistro con una sutura di seta 2-0 e tagliare il tessuto polmonare sinistro in eccesso. Legare i lobi polmonari rimanenti in una sola passata con una sutura di seta 2-0 e tagliare il tessuto. Ruota il cuore in modo che i polmoni legati siano rivolti verso la parte posteriore.
- Usando piccole forbici Vannas, tagliare un bordo di 2-3 mm dell'appendice atriale sinistra, assicurandosi di ottenere una piccola apertura negli atri. Incannulare con cura l'appendice atriale sinistra alla cannula sinistra, tenerla con una pinza nera e legarla con una sutura di seta 2-0. La Figura 3A mostra il posizionamento di entrambe le cannule.
- Regolare la camicia d'acqua della camera cardiaca in modo che il cuore si trovi al centro della camera.
- Aprire il trasduttore di pressione in aria e azzerare il trasduttore di pressione nel software selezionando il menu a discesa Pressione aortica > Bridge Amp > Zero. Fare clic su OK.
- Perfondere il cuore in modalità Langendorff per 10 min. Assicurarsi che il flusso aortico di Langendoff misuri tra 10 e 20 ml/min (ideale 20 ml/min).
- Prima di cambiare la modalità di lavoro, assicurarsi che la pietra porosa (filtro di ingresso slip-on) del serbatoio tampone Langendorff KH sia collocata nel serbatoio tampone KH funzionante.
- Passa il cuore in modalità di lavoro chiudendo il grande morsetto che porta alla cannula aortica e aprendo il flusso che porta all'appendice atriale sinistra. Aprire il rubinetto a tre direzioni che porta dal lavoro perfusare. Trasferire il tubo di ritorno comune (riportando il tampone KH al serbatoio) dal serbatoio di Langendorff al serbatoio di lavoro.
- Perfondere il cuore in modalità di lavoro per 15 min. I valori del flusso aortico devono idealmente essere di >30 mL/min al termine di 15 minuti di perfusione. Una volta che il cuore si è stabilizzato, inizia a registrare i dati nel software di analisi dei dati.
- Misurare l'effluente coronarico (flusso coronarico) a 1 min, 5 min, 10 min e 15 min.
NOTA: I valori di flusso coronarico devono essere compresi tra 10 e 20 mL/min. Un flusso coronarico superiore a 22 mL/min indica generalmente una perdita originata da un vaso polmonare slegato. La frequenza cardiaca dovrebbe essere compresa tra 200 e 300 bpm. Gli effluenti coronarici possono essere raccolti per l'analisi a valle dei marcatori di lesione tissutale (ad esempio, troponina-I, rilascio di lattato deidrogenasi).
6. Somministrazione di cardioplegia per la conservazione statica fredda del cuore
- Riempire la camera cardioplegica (posizionata a un'altezza di 60 cm per produrre una pressione di perfusione di circa 40 mmHg) con 50 ml di soluzione di conservazione cardiaca designata (con o senza supplementazione).
- Abbassare la camicia d'acqua e chiudere il rubinetto a tre vie sul lato della modalità di lavoro.
- Arrestare il flusso verso la cannula atriale sinistra chiudendo il morsetto.
- Aprire il flusso alla cannula aortica.
- Chiudere la pinza dal lato Langendoff e sul postcarico.
- Aprire la pinza dalla linea di cardioplegia ed eliminare 15 ml di cardioplegia dalla linea di pressione. Chiudere il rubinetto in corrispondenza della linea di pressione.
- Consentire al cuore di essere lavato con la cardioplegia attraverso la cannula aortica e raccogliere l'effluente coronarico. Eseguire la cardioplegia per 3 minuti e registrare il volume di cardioplegia somministrata.
- Interrompere la registrazione dei dati nel software e salvare il file.
- Dopo 3 minuti, chiudere la pinza cardioplegica e la piccola pinza blu che porta alla cannula aortica.
- Posizionare un morsetto per bulldog sulla cannula aortica e un secondo morsetto per bulldog sulla cannula sinistra. Scollegare il blocco cuore-cannula dal circuito e posizionarlo in un becher contenente cardioplegia in una ghiacciaia (Figura 3B, C).
- Conservare il cuore in frigorifero per 6 ore (o il tempo di conservazione a freddo desiderato).
7. Riperfusione cardiaca dopo conservazione statica a freddo
- Preparare il tampone KH come indicato nella sezione 1.
- Adescare il circuito di perfusione come da sezione 2.
- Aprire il file salvato dalla perfusione basale.
- Rimuovere con cautela il blocco cuore-cannula dalla ghiacciaia e fissarlo al circuito di perfusione. Prima di ricollegare la cannula aortica, utilizzare una siringa smussata da 18 G riempita con tampone KH per rimuovere l'aria dalla cannula. Collegare prima la cannula aortica, aprire il tubo clamp sul lato Langendorff e assicurarsi che il tubo di postcarico clamp è aperto.
- Ricollegare la cannula atriale sinistra, assicurandosi che l'aria sia stata rimossa dalla cannula prima di collegarla al circuito di perfusione. Tenere il lato di lavoro clamp chiuso fino al momento di passare dalla modalità Langendorff alla modalità di lavoro.
- Perfondere il cuore in modalità Langendorff per 15 min. Assicurarsi di iniziare a registrare i dati all'inizio della riperfusione di Langendorff.
- Prima di passare alla modalità di lavoro, posizionare entrambe le pietre gorgoglianti nel tampone KH, aprire il rubinetto a 3 vie sul lato di lavoro e trasferire il tubo di ritorno comune nel serbatoio di lavoro.
- Chiudere il morsetto Langendorff bianco, aprire il morsetto laterale di lavoro bianco e perfondere il cuore per 30 minuti. Misurare e raccogliere gli effluenti coronarici in punti temporali designati per l'analisi a valle (ad esempio, marcatori di lesioni cardiache). Assicurati di interrompere-riavviare la registrazione del software per avviare un nuovo segmento (o in alternativa, aggiungi un commento).
- A circa 15 minuti di riperfusione in modalità di lavoro, chiudere il rubinetto a tre direzioni.
- Al termine della riperfusione, salvare il file di dati, interrompere il flusso attraverso il circuito e scollegare il blocco cardiaco. Raccogliere campioni del ventricolo sinistro per l'elaborazione istologica e/o il congelamento rapido per studi futuri (ad esempio, estrazione di proteine per studi di western blot).
- Rimuovere i filtri dai portafiltri, scaricare il tampone dal circuito e sciacquare due volte con 5 L di acqua distillata.
NOTA: Sebbene non sia necessario, è utile preriscaldare l'acqua distillata in un grande contenitore all'interno del bagnomaria.
8. Analisi del recupero funzionale
- Apri il file LabChart.
- Evidenzia una regione di almeno 30 secondi di registrazione, quindi fai clic su Comando > Aggiungi selezione dati OPPURE Aggiungi più dati ai dati. Questo aggiungerà i parametri desiderati a un file DataPad all'interno del software.
- Seleziona il menu a discesa Finestra > DataPad.
- Evidenzia e copia i valori di recupero da DataPad in un foglio di calcolo per l'analisi funzionale del recupero. Calcolare il recupero funzionale come percentuale del rispettivo valore basale 1,6,7.
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Risultati
I risultati della perfusione di base determineranno se l'esperimento iniziale (pre-conservazione) ha avuto successo. Il flusso aortico visualizzato durante la modalità Langendorff deve essere compreso tra 14 e 22 mL/min. Il flusso di Langendorff viene visualizzato come valore negativo sul flussometro a causa della perfusione retrograda dell'aorta. Un esempio di una traccia di Langendorff accettabile è mostrato nella Figura 4A.
Una volta passato alla modalità di la...
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Discussione
Data la natura sensibile della funzione basale del cuore, è necessario prestare attenzione a mantenere il rig di perfusione pulito e con componenti compatibili. Ad esempio, è necessario utilizzare il tubo in PVC corretto. Alcuni materiali per tubi, come il silicone, possono contribuire a ridurre il flusso aortico e la contrattilità, che possono essere dovute alla perdita di ossigeno attraverso il tubo. Sebbene siano disponibili in commercio circuiti di perfusione cardiaca di ratto isolat...
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Dichiarazioni
Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.
Ringraziamenti
Gli studi qui descritti sono stati finanziati da sovvenzioni assegnate a P.S. Macdonald dal National Health and Medical Research Council Australia, dalla St Vincent's Clinic Foundation e dal NSW Health Cardiovascular Research Capacity Senior Investigator Grant.
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| 1,5 mL incolore Provetta Eppendorff, 1000 per scatola | Bio Strategy Pty Ltd | 0030.125.150 | |
| 15 mL cent/provette (S) Sleeve/25 PP ctn/500 | Sigma-aldrich Pty Ltd | CLS430791-500ea | |
| BP Kit trasduttore/cavo | ADInstruments | MLT1199 | Data Acquisition |
| Bridge | ADInstruments | FE221 | Acquisizione dati |
| Carbogen 555G2 | BOC | BOC002 | |
| Checktemp1 termometro | Hanna Instruments | HI98509 | Rig Costruzione |
| Morsetto Pinch 1/4-7/16 PK 12 | Thomas Scientific | 2848Y40 | Rig |
| Costruzione Morsetto con stelo di prolunga Med. | Thomas Scientific | 8847T08 | Morsetto per costruzione rig |
| con stelo di prolunga mq. | Thomas Scientific | 8847T02 | Clip per la costruzione del rig |
| , recipiente, 60 g Coerente di pressione | Scientific | 14121 | apparecchiature chirurgiche |
| Thomas Scientific | 8847E25 | Costruzione del rig | |
| Covidien Sofsilk 2-0 pretagliato nero Scatola da 45 cm da 24 | forniture mediche specialistiche | S195 | Materiali di consumo chirurgici |
| su misura 250 ml Degasatore incamiciato | Vetreria soffiata personalizzata Pty Ltd | N/A | Costruzione di impianti di perforazione Serbatoio |
| da 750 ml su misura | Vetreria soffiata personalizzata Pty Ltd | Costruzione di | impianti di perforazione |
| D-(+)-glucosio anidro SigmaUltra | Sigma-aldrich Pty Ltd | G7528-1Kg | Per realizzare Krebs Buffer |
| Dual Channel Console | ADInstruments | TS402 | Acquisizione dati |
| Palloni Erlenmyer 2 L | |||
| Filtro Microfibra tipo GF/C fibra di vetro 47 mm, 100 | Bio-strategy Pty Ltd | 1822047 | |
| Pinze, 15 cm, 0,3 mm, CRVD | Coherent Scientific | 14114 | Attrezzatura chirurgica |
| Morsetti a quattro punte con braccio lungo 9 mm x 115 mm per contenere oggetti di diametro 2-70 mm. Circolatore | Met-App Australia Pty Ltd | 1352 | rivestito |
| vinile. Controllo digitale a stato solido. (1020 Watt/240 Volt) | Thermoline Scientific | TU3 | Rig Construction |
| Eparina 5000 U/5 mL scatola 50 Pfizer 02112115 | Clffird Hallam Healthcare Pty Ltd | 1258693 | Farmaci |
| Ilio Xilazil, 20 Inj 50 mL | Cenvet Australia Pty Ltd | X5010 | Anestetico |
| Johns Hopkins Bulldog Clamp | Coerente, Scientifico | CS-WPI-14117 | |
| Ketamina 100 mg/50 mL | Provet (NSW) Pty Ltd | KETAI1 | Anestetico |
| Solfato di magnesio eptaidrato AR 500 g Chemsupply | Bio Strategy Pty Ltd | MA048-500g | Per realizzare Krebs Buffer |
| Adattatore incernierato maschio/femmina | Thomas Scientific | 8847V08 | Rig Construction |
| Masterflex L/S Testa Easy-Load per tubi di precisione, PPS, rotore | CRSJohn Morris | 1015164 | Rig Construction |
| Forbici Metzenbaum, curve da 11,5 cm | Coherent Scientific | WPI-501748 | per attrezzature chirurgiche |
| , 14,5 cm diritte | Coherent Scientific | WPI-501252 | per apparecchiature chirurgiche |
| F/2-HEADS SS | John Morris | 1014414 | Viti di montaggio per teste della pompa |
| Connettore aperto | Thomas Scientific | 8847E05 | Costruzione di impianti di perforazione |
| Paraformadeide | Sigma-Aldrich | P6148-500G | Elaborazione dei campioni |
| Cloruro di potassio (AnalaR NORMAPUR) 500 g | VWR Chemicals | 26764.26 | Per fare il tampone Krebs |
| fosfato di potassio monobasico | Sigma-Aldrich Pty Ltd | P5379-500g | Per realizzare Krebs Buffer |
| Powerlab 2/26, registratore a 2 canali + software Labchart | ADInstruments | ML826 | Computer Hardware e Software |
| Sensore di flusso in linea XN di precisione, 3,2 mm (1/8")ID ME4PXN-KR37 XF | ADInstruments | ME4PXN | Rig Construction |
| Bisturi con manico monouso #11 pkt/10 | BSN Medical (Aust) Pty Ltd | 73252-36 | |
| Guarnizione in silicone per Swinnex 47 mm 5/PK | Merck Millipore | SX0004701 | Rig Costruzione |
| O-Ring in silicone 5-329 10/PK | Merck Millipore | XX1104707 | Rig |
| Costruzione Morsetto per buretta singola | Thomas Scientific | 8847T32 | Costruzione |
| Rig Ingresso slip-on Dimensione dei pori del filtro 10 & micro; m (gorgogliatore) | Sigma-aldrich | 59277 | Costruzione Rig Sm |
| . 360 Connettore di rotazione | Thomas Scientific | 8847E35 | Costruzione Rig |
| Bicarbonato di sodio | Sigma-Aldrich Pty Ltd | S6297 - 250g | Per fare Krebs Buffer |
| Swinnex Filter Holder, 47 mm | Merck Millipore | SX0004700 | Rig Costruzione |
| siringhe 1 mL scatola/100 | Becton Dickinson Pty Ltd | 302100 | |
| Morsetti a tre punte con braccio lungo 9 mm di diametro x 125 mm e vite gemella per il supporto di 5-80 mm | Met-App Australia Pty Ltd | 1356 | la costruzione di rig |
| TS410 | ADInstruments | TS410 | Tubi di acquisizione dati |
| PVC 6,35 mm ID x 9,52 mm OD 50 piedi Rotolo 15,24 m, trasparente, DEHP senza ftalati, per uso alimentare soddisfa REAC | Thermo Fisher | NAL 8701-0600 | Costruzione dell'impianto di perforazione |
| Tubo PVC 7,94 mm ID x 11,1 mm OD 50 piedi Rotolo 15,24 m, trasparente, DEHP senza ftalati, commestibile conforme a REAC | Thermo Fisher | NAL 8701-0900 | Rig Construction Tubi |
| PVC 9,52 mm ID x 12,7 mm OD 100ft Roll Thermo | Fisher | NAL 8701-4120 | Rig Construction |
| Forbici Vannas, 8,5 cm, dritte, lame da 7 mm | Attrezzatura | ||
| chirurgica coerente scientifica WPI-500-086Bagno d'acqua 30 litri con vassoio sospeso | Thermoline Scientific | TLWB-30 | Rig Construction |
Riferimenti
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Ristampe e permessi
