Articolo metodologico

Tecnica per la somministrazione intranasale di aggregati di α-sinucleina

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DOI:

10.3791/66943

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8 novembre 2024

 , 
1Department of Neurology, Graduate School of Medicine, Kyoto University

In questo articolo

Sommario

Il presente protocollo descrive un metodo per la somministrazione intranasale di aggregati di α-sinucleina. Questo metodo fornisce informazioni sulla propagazione della α-sinucleina dalla mucosa olfattiva al bulbo olfattivo nella malattia di Parkinson.

Abstract

La malattia di Parkinson (PD) è una malattia neurodegenerativa caratterizzata dalla presenza di corpi di Lewy, che sono aggregati della α-sinucleina (α-Syn). Recentemente, è stato proposto che la malattia si sviluppi e progredisca attraverso la propagazione simile a quella prionica di aggregati α-Syn dal bulbo olfattivo (OB) o nucleo dorsale del nervo vago. Sebbene l'origine degli aggregati α-Syn nell'OB rimanga poco chiara, la loro propagazione dalla mucosa olfattiva è stata recentemente suggerita. In precedenza abbiamo dimostrato che la somministrazione intranasale di aggregati α-Syn in un modello murino induce la patologia α-Syn nell'ostetricia dei topi. In questo studio, presentiamo un metodo di somministrazione intranasale di aggregati α-Syn che inducono la patologia α-Syn nell'ostetricia dei topi. La somministrazione intranasale di aggregati α-Syn è un metodo molto semplice e diretto e riteniamo che sarà uno strumento utile nella ricerca per chiarire l'origine della patologia α-Syn nell'ostetricia e la via di propagazione di α-Syn attraverso il sistema olfattivo.

Introduzione

La malattia di Parkinson (PD), caratterizzata da sintomi motori come bradicinesia, tremori a riposo e rigidità muscolare, è la seconda malattia neurodegenerativa più comune1. La malattia di Parkinson presenta anche sintomi non motori, tra cui disfunzione olfattiva, deterioramento cognitivo, depressione, allucinazioni, costipazione e ipotensione ortostatica. I suoi segni patologici sono la morte cellulare dopaminergica nella substantia nigra e la presenza di aggregati di α-sinucleina (α-Syn), chiamati corpi di Lewy2.

Da notare che α-Syn è una proteina di 140 aminoacidi che esiste sotto forma di monomero solubile (o tetramero) in condizioni normali. Tuttavia, in condizioni anomale, il monomero solubile viene convertito in aggregati insolubili ad alto peso molecolare, inclusi oligomeri e fibrille. La transizione di α-Syn in oligomeri e fibrille è coinvolta nella tossicità cellulare3.

Studi recenti hanno suggerito la propagazione simile ai prioni di aggregati α-Syn tra i neuroni. Sulla base di numerosi esami post mortem, Braak et al. hanno proposto nel 2003 l'ipotesi che la patologia dei corpi di Lewy si diffonda progressivamente nel cervello in modo alquanto stereotipato (ipotesi di Braak)4,5. Nel 2008, l'esame post mortem di pazienti con PD che hanno ricevuto trapianti di mesencefalo fetale ha rivelato corpi di Lewy in neuroni dopaminergici derivati da tessuti fetali 6,7. Questi studi hanno suggerito che gli aggregati α-Syn potrebbero diffondersi dal cervello malato agli innesti, supportando l'ipotesi di Braak.

A seguito di queste osservazioni, esperimenti che hanno coinvolto colture neuronali primarie e iniezione intracerebrale di aggregati α-Syn nei topi hanno riprodotto la diffusione di aggregati simili a corpi di Lewy, fornendo ulteriori prove della propagazione di α-Syn in modo simile ai prioni 8,9.

Braak et al. hanno dimostrato che la patologia a corpi di Lewy nel PD inizia nel bulbo olfattivo (OB) e/o nel nucleo dorsale del nervo vago (dmX)4. Sulla base dell'ipotesi di Braak, diversi studi hanno riportato la somministrazione di aggregati α-Syn o estratti di corpi di Lewy da cervelli PD nell'ostetricia e nel tratto gastrointestinale di animali da esperimento 10,11,12. Nel 2018, uno studio ha dimostrato che la somministrazione di aggregati di α-Syn nell'OB di topi wild-type ha indotto la propagazione della patologia α-Syn lungo la via olfattiva, con conseguente disfunzione olfattiva13. In precedenza abbiamo inoculato aggregati α-Syn nell'OB di topi transgenici α-Syn e abbiamo scoperto che questo portava all'atrofia dell'ippocampo e alla compromissione della memoria14.

Nel 2022 abbiamo inoculato aggregati di α-Syn nell'OB degli uistitì, un piccolo primate non umano; ciò ha comportato la propagazione della patologia α-Syn lungo la via olfattiva, l'atrofia OB e l'ipometabolismo cerebrale diffusodel glucosio 10.

Tuttavia, se la propagazione degli aggregati α-Syn avviene dall'OB, sorge una domanda critica: con quale meccanismo compaiono inizialmente gli aggregati α-Syn? Saito et al. hanno precedentemente riportato la presenza di corpi di Lewy nella mucosa nasale15. La presenza di aggregati α-Syn è stata rilevata nella mucosa nasale di pazienti con PD e atrofia multisistemica (MSA) utilizzando l'analisi RT-QUIC (Real-time Quaking-Induced Conversion)16. In particolare, l'analisi di campioni di mucosa nasale di pazienti con disturbo del comportamento del sonno (RBD) con movimenti oculari rapidi, che è considerato uno stadio prodromico della PD, ha rivelato un aumento dei livelli di α-Syn17. Questo studio ha suggerito che la patologia α-Syn potrebbe esistere nella mucosa nasale anche dalla fase prodromica del PD.

Sebbene questi risultati suggeriscano un potenziale percorso dalla mucosa nasale all'ostetricia, ci sono state prove sperimentali limitate a sostegno di questo scenario. Per colmare questa lacuna, abbiamo somministrato aggregati α-Syn nella cavità nasale dei topi e studiato la propagazione della patologia α-Syn dalla mucosa nasale all'ostetricia. Il nostro approccio sperimentale ha dimostrato che una somministrazione intranasale a dose singola di aggregati α-Syn in topi wild-type induce la patologia α-Syn nell'OB, fornendo prove sperimentali per la via di propagazione dalla mucosa nasale all'OB.

Protocollo

Per questo studio sono stati utilizzati topi maschi C57BL/6J di 2 mesi. Tutte le procedure sperimentali sono state eseguite secondo le linee guida nazionali. Il Comitato per la Ricerca sugli Animali dell'Università di Kyoto ha concesso l'approvazione etica e il permesso per questo studio (MedKyo 23.544).

1. Somministrazione intranasale di fibrille preformate α-Syn

  1. Preparare la soluzione di fibrille α-Syn di topo in PBS (4 mg/mL) secondo i metodi precedentemente riportati11. Avvolgere il tubo con una pellicola trasparente per evitare contaminazioni.
  2. Sonicare 200 μl di soluzione di fibrille α-Syn per generare fibrille preformate (PFF) α-Syn utilizzando un sonicatore a bagno d'acqua (Tabella dei materiali). Riempire il bagno a ultrasuoni con acqua e aggiungere cubetti di ghiaccio per raffreddare a 4 °C per la sonicazione. Sonicare le fibrille per un totale di 5 minuti con ogni ciclo composto da 30 s di sonicazione seguiti da un intervallo di 30 s (per un totale di cinque cicli).
    NOTA: Utilizzare dispositivi di protezione individuale come guanti monouso, maschera e occhiali di sicurezza per prevenire l'esposizione di α-Syn.
  3. Preparare una pipetta P10 (Tabella dei materiali) con un puntale da 10 μl. Anestetizzare ciascun topo utilizzando una combinazione di medetomidina cloridrato, midazolam e butorfanolo (MMB) mediante iniezione intraperitoneale (i.p.). L'agente anestetico combinato MMB conteneva midazolam (0,3 mg/kg), medetomidina (4 mg/kg) e butorfanolo tartrato (5 mg/kg). Utilizzare 0,005 ml/g per iniezione endovenosa quando si mescolano midazolam (1 mg/mL) 0,3 mL, medetomidina (5 mg/mL) 0,8 mL, butorfanolo tartrato (5 mg/mL) 1 mL e soluzione fisiologica 2,9 mL.
  4. Attendere 10 minuti per assicurarsi che i topi siano stati completamente anestetizzati. Una corretta anestesia può essere confermata se il topo è in decubito laterale e non può raddrizzarsi. Una volta anestetizzato, applicare un unguento oftalmico utilizzando un applicatore di cotone sterile per prevenire la secchezza degli occhi.
    NOTA: Senza anestesia, quando si somministrano dosi nasali, è difficile mantenere i topi supini e somministrare correttamente la soluzione di α-Syn mentre i topi starnutiscono. Per questi motivi, la sedazione era necessaria.
  5. Posizionare il mouse anestetizzato in posizione supina. Posizionare un tovagliolo di carta o materiale simile sotto il corpo, assicurandosi di inclinare leggermente la testa verso il basso (Figura 1A, B). Questo posizionamento impedisce alla soluzione somministrata di α-Syn di fluire rapidamente nei polmoni o nell'esofago, facilitandone la ritenzione nella cavità nasale. Le narici sono visibili nella Figura 1C.
  6. Aspirare 1 μL di soluzione α-Syn (4 mg/mL) in una pipetta P10 e posizionare la punta della pipetta vicino al naso del topo. Formare lentamente una goccia rotonda e tenerla all'estremità del puntale della pipetta (Figura 1D, freccia rossa). La somministrazione intranasale viene eseguita per la narice unilaterale, utilizzare il lato controlaterale come lato di controllo.
  7. Porta la goccia vicino a un lato delle narici del topo e lascia che il topo la inali naturalmente. Osservare l'inalazione e attendere da 30 s a 1 min (Figura 1E).
  8. Ripetere i passaggi 1.6.-1.7. fino a quando non viene somministrato un volume totale di 20 μl di soluzione α-Syn. Dopo tutte le procedure, gettare i guanti e pulire un banco con detergenti commerciali se la superficie è contaminata da α-Syn
    NOTA: L'intera procedura deve essere eseguita in un armadio di sicurezza per prevenire l'inalazione di fibrille α-Syn da parte del personale che esegue la procedura. Un precedente rapporto ha dimostrato che il volume di 25 μL è il più efficiente per la somministrazione di farmaci dal naso al cervello18. Nel presente studio utilizziamo un volume simile di 20 μl. Abbiamo anche utilizzato la stessa concentrazione di PFF per l'iniezione nell'OB nel precedente rapporto10, che è vicina ai 400 μM (5,6 mg/mL) di PFF19.
  9. Somministrare atipamezolo (3 mg/kg; Tabella dei materiali) mediante iniezione i.p. per invertire la medetomidina e facilitare il recupero. Utilizzare 0,005 mL/g per iniezione endovenosa quando si mescola atipamezolo (5 mg/mL) 0,6 mL e soluzione fisiologica 4,4 mL.
    NOTA: Fornire analgesia perché non è completamente chiaro quanto sarebbe stressante la somministrazione intranasale di α-Syn.
  10. Non lasciare il topo incustodito fino a quando non ha riacquistato sufficiente coscienza per mantenere la decubito sternale. Dopo il completo recupero, rimetti il mouse nella gabbia.

2. Preparazione del campione

  1. Sacrificare i topi trattati a 1, 3, 6 e 12 mesi dopo la somministrazione intranasale di fibrille preformate α-Syn.
    1. Mettere i topi nella scatola di induzione, somministrare sevoflurano (>6,5%) e continuare fino a quando non si verifica l'arresto respiratorio per > 60 s. Rimuovere i topi ed eseguire un rapido dissanguamento mediante incisione atriale destra per garantire l'eutanasia.
  2. Inserire un ago da 25G (Tabella dei materiali) nell'apice del cuore. Perfondere il topo a 4 mL/min con 15 mL di PBS e poi 15 mL di PFA al 4% in PBS.
  3. Taglia la testa con le forbici e fai un'incisione di 2 cm nel cuoio capelluto con un bisturi. Incidere l'osso cranico con le forbici sul lato laterale dal basso verso il naso (Figura 2A, B). Per ottenere gli OB, rimuovere completamente l'osso cranico sugli OB (Figura 2B, cerchio giallo).
  4. Capovolgere la testa, recidere i nervi del cervello e quindi rimuovere il cervello con cautela con una pinza (Figura 2C, D). Ottenere il cervello con OB intatti (Figura 2E). Per ottenere le ostetriche intatte, tagliare con cura i nervi olfattivi con una pinza mentre le ostetriche si attaccano all'osso del cranio (Figura 2D, cerchio giallo).
  5. Mettere i campioni di cervello nel PFA al 4% in PBS per una notte a 4 °C. Non lasciare i campioni di cervello per più di 24 ore.
    NOTA: Una fissazione eccessiva ridurrà la colorazione immunoistochimica. Se è necessaria una conservazione a lungo termine, conservare i campioni di cervello in etanolo al 70% o PBS contenente lo 0,1% di azoturo di sodio per mantenere la sterilità.

3. Colorazione immunoistochimica dell'ostetrica

  1. Paraffinizzare i campioni utilizzando un processatore automatico di tessuti (Tabella dei materiali) come descritto di seguito.
    1. Immergere in etanolo al 70% per 120 minuti, quindi immergere in etanolo al 100% per 8 volte per 60 minuti. Quindi, immergere in xilene al 100% per 3 volte per 120 min.
    2. Immergere in paraffina a 60 °C per 120 min e immergere in paraffina a 60 °C per 240 min.
  2. Incorporare i campioni nella paraffina come descritto di seguito.
    1. Incorporare i campioni in paraffina a 60 °C con un centro di inclusione tissutale modulare (Tabella dei materiali). Raffreddateli con ghiaccio.
  3. Tagliare i campioni in sezioni di 8 μm di spessore con un microtomo (Tabella dei materiali)18.
  4. Eseguire la deparaffinazione come descritto di seguito.
    1. Immergere in xilene al 100% per 2 volte per 5 minuti, quindi immergere in etanolo al 100% per 2 volte per 3 minuti.
    2. Immergere in etanolo al 70% per 3 min. Lavare in PBS per 3 min.
  5. Condurre il recupero dell'antigene come descritto di seguito.
    1. Immergere in acido formico al 100% per 15 min. Risciacquare con soluzione salina tamponata con fosfati (PBS) per 2 minuti.
    2. Autoclavare a 120 °C per 10 min. Lasciarlo raffreddare naturalmente.
  6. Immergere in perossido di idrogeno all'1% in metanolo per 10 minuti. Lavare in PBS per 5 min.
  7. Aggiungere 500 μL di latte scremato al 5% in PBS sui vetrini e incubarli per 30 minuti a temperatura ambiente.
  8. Mettere i 500 μl di anticorpo anti-α-Syn anti-fosforilato (p-α-Syn, 1/10000) in PBS sui vetrini e incubarli per una notte a 4 °C. Lavare 2 volte con PBS per 5 minuti ciascuno.
  9. Incubare con polimero universale di immuno-perossidasi, anti-Rabbit (Tabella dei materiali) per 1 ora a 25 °C. Lavare 2 volte con PBS per 5 minuti ciascuno.
  10. Sviluppare utilizzando il kit di colorazione 3,3'-diaminobenzidina (DAB) (Tabella dei materiali) per 5 minuti secondo le istruzioni del produttore.
  11. Immergere in soluzione di ematossilina per 1 minuto (Tabella dei materiali). Decolorare in acqua corrente per 10 min.
  12. Eseguire il montaggio come descritto di seguito.
    1. Immergere in etanolo al 70% per 5 min. Immergere in etanolo al 100% per 2 volte per 5 minuti.
    2. Immergere in xilene al 100% per 2 volte per 5 min. Montare utilizzando un mezzo di inclusione (Tabella dei materiali). Applicare i 100 μl di un mezzo di inclusione sui vetrini e coprire con un vetrino coprioggetti.
  13. Acquisizione di immagini utilizzando un microscopio All-in-One con ingrandimento di 20x e 40x (Tabella dei materiali).

Risultati

La Figura 3 mostra diversi esempi di aggregati α-Syn nell'OB. Nel presente studio, abbiamo somministrato aggregati α-Syn nella narice unilaterale. Le due cavità nasali sono separate dal setto nasale e ogni OB proietta separatamente i neuroni sensoriali olfattivi su ciascuna cavità nasale. Pertanto, l'OB sul lato controlaterale può essere utilizzato come controllo.

La patologia P-α-Syn non è stata osservata nell'ostetrica sul lato trattato dopo 1 e 3 mesi (Figura 3A, B). Aggregati p-α-Syn simili ai neuriti di Lewy sono stati osservati nei glomeruli sul lato trattato dopo 6 e 12 mesi. (Figura 3C, D, F, G). Questi aggregati non sono stati osservati nell'OB sul lato di controllo (Figura 3E).

Possiamo stimare la patologia α-Syn contando gli aggregati α-Syn o esaminando le dimensioni, ecc., utilizzando ImageJ (Table of Materials). Ad esempio, in precedenza abbiamo contato e segnalato il numero di aggregati α-Syn in questo modello20. Nell'OB sul lato trattato, gli aggregati simili ai neuriti di Lewy nell'OB sono aumentati significativamente nell'arco di 12 mesi (ANOVA unidirezionale, seguita dal test di Dunnett, p < 0,01; Figura 3H). Nell'OB sul lato di controllo, ci sono pochi aggregati α-Syn.

Uno studio precedente ha dimostrato che i PFF iniettati nel cervello di topo sono stati degradati entro una settimana e che il α-Syn endogeno di topo è stato convertito in aggregati α-Syn19. Nel presente studio, l'aumento della patologia α-Syn nel tempo indica che la α-Syn endogena di topo è stata convertita in aggregati α-Syn mediante somministrazione intranasale di PFF a dose singola. Questi risultati hanno indicato che la patologia α-Syn potrebbe diffondersi dalla mucosa olfattiva all'ostetricia.

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Figura 1: Metodo di somministrazione della cavità nasale del topo. (A) Il topo è posizionato in posizione supina con la testa leggermente inclinata verso il basso. (B) Le narici del topo sono indicate da punte di freccia gialle. (C, D) La soluzione di fibrille α-Syn viene lasciata cadere nella narice del topo (C, freccia rossa) e rapidamente inalata (D, frecce rosse). Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 2: Schema dei passaggi per ottenere i bulbi olfattivi integri. (A) Usando le forbici, incidere l'osso cranico agittalmente e lateralmente (linea tratteggiata gialla). (B) Rimuovere completamente l'osso cranico sui bulbi olfattivi (OB). (C) Capovolgere la testa e rimuovere con cautela il cervello. Recidere i nervi del cervello. (D) Tagliare i nervi olfattivi attaccati all'osso cranico. (E) L'intero cervello con gli OB intatti. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 3: Aggregati P-α-Syn nei glomeruli del bulbo olfattivo. (A-G) Immunoistochimica P -α-Syn (EP1536Y) dell'OB sul lato trattato 1, 3, 6 e 12 mesi (1 m, 3 m, 6 m e 12 m, rispettivamente) dopo la somministrazione intranasale e (E) sul lato di controllo 12 mesi dopo la somministrazione intranasale. (C, D) Attorno ai glomeruli compaiono aggregati filiformi α-Syn simili a neuriti di Lewy. (F, G) Le immagini ingrandite sono immagini ad alto ingrandimento di p-α-Syn simile al neurite di Lewy 6 e 12 mesi dopo la somministrazione intranasale. (H) La quantità di deposizione di p-α-Syn simile al neurite di Lewy nell'OB sul lato trattato e sul lato di controllo (n = 4-5). I grafici mostrano la media ± SEM. ANOVA unidirezionale seguita dal test di Dunnett; **<0,01. Questa cifra è stata modificata rispetto a un precedente rapporto20. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussione

In uno studio precedente, la somministrazione di aggregati α-Syn nella cavità nasale dei macachi ha indotto la morte delle cellule dopaminergiche e la deposizione di ferro nella substantia nigra, sebbene non siano stati osservati aggregati α-Syn21. È stato riportato che la somministrazione giornaliera di aggregati A53T di α-Syn umano nella cavità nasale di topi transgenici α-Syn promotori di prioni (topi M83) per 28 giorni induce la patologia α-Syn nel cervello e sintomi motori nei topi19,22. Nel presente studio, abbiamo dimostrato che una somministrazione di una singola dose di α-Syn si aggrega nella cavità nasale di topi wild-type indotta la patologia α-Syn nell'ostetricia. Questo semplice metodo potrebbe essere considerato prezioso per studiare la propagazione della α-Syn dalla mucosa nasale all'OB.

Una sonicazione sufficiente delle fibrille α-Syn in questo metodo è fondamentale perché i rapporti precedenti hanno dimostrato che le piccole dimensioni degli aggregati α-Syn frammentati sono le più efficienti per innescare la patologia α-Syn23,24. Una sonicazione insufficiente delle fibrille α-Syn si tradurrà in una scarsa propagazione all'OB. Poiché diversi sonicatori hanno una potenza di sonicazione variabile, è necessaria l'ottimizzazione di questo processo. Anche la postura supina del topo quando la soluzione di α-Syn viene somministrata nelle narici del topo è fondamentale. Se la testa del topo è sollevata, la soluzione di α-Syn fluirà nei polmoni e nell'esofago. Una postura inappropriata può causare morte inaspettata o insufficiente propagazione α-Syn.

Nel presente studio, i.p. ha utilizzato un agente anestetico combinato MMB per l'anestesia. È stato riportato che l'anestesia combinata MMB fornisce una buona sedazione e analgesia e il suo effetto potrebbe essere rapidamente invertito dall'atipamezolo23. Poiché l'anestesia inalatoria richiede la copertura delle narici con una maschera per mantenere l'anestesia, è più difficile somministrare la soluzione di α-Syn per via intranasale. Inoltre, il modello rotenone è stato ampiamente studiato ed è un modello25 molto utile. Tuttavia, si tratta di un modello indotto da farmaci e può avere meccanismi patologici diversi rispetto alla malattia di Parkinson idiopatica (iPD)25. Poiché questo modello ha indotto la propagazione di α-Syn, riteniamo che sia più vicino all'iPD.

Il nostro studio ha anche suggerito che gli aggregati esogeni di α-Syn potrebbero trasmettersi attraverso la mucosa nasale. Pertanto, quando i ricercatori conducono esperimenti utilizzando aggregati α-Syn, è necessario prendere precauzioni per evitare l'inalazione di aggregati α-Syn. Ad esempio, gli aerosol α-Syn potrebbero essere generati durante la fase di sonicazione. Si consiglia l'uso di un sonicatore di tipo sigillato o la sonicazione all'interno di un armadio di sicurezza. Inoltre, i topi possono starnutire, generando potenzialmente aerosol α-Syn. Per mitigare questo rischio, tutte le operazioni devono essere eseguite all'interno di un armadio di sicurezza. Inoltre, i ricercatori dovrebbero utilizzare dispositivi di protezione individuale come guanti monouso, maschere e occhiali di sicurezza per prevenire l'esposizione a α-Syn. Dopo tutte le procedure, i ricercatori devono pulire un banco con detergenti commerciali se la superficie è contaminata da α-Syn. Rapporti precedenti hanno dimostrato che sia i detergenti commerciali che gli SDS hanno staccato gli aggregati dalle superfici contaminate26,27.

In questo studio, le sezioni di paraffina sono state utilizzate per valutare la patologia α-Syn nell'ostetricia, poiché la piccola struttura dell'ostetrica è meglio conservata nelle sezioni di paraffina rispetto a quella nelle sezioni congelate. Questo studio ha dimostrato che la patologia α-Syn è stata indotta nell'ostetricia; tuttavia, la patologia α-Syn osservata era lieve e limitata ed era per lo più rappresentata da aggregati filiformi noti come neuriti di Lewy nei glomeruli.

Va notato che nel presente studio non sono stati osservati apparenti cambiamenti comportamentali nei topi sperimentali. La patologia α-Syn indotta da questo metodo può essere insufficiente a indurre cambiamenti nel fenotipo comportamentale. Sono necessarie ulteriori indagini per chiarire le condizioni specifiche che portano a gravi patologie e cambiamenti comportamentali. In futuro, se potessimo stabilire un modo più efficiente per la propagazione dalla mucosa nasale all'OB, questo semplice metodo fornisce un modo alternativo per valutare la propagazione α-Syn senza tecnica chirurgica.

Inoltre, abbiamo utilizzato l'OB sul lato controlaterale nei topi trattati come controllo. Tuttavia, la propagazione retrograda dal nucleo olfattivo anteriore o dalla corteccia piriforme all'OB controlaterale potrebbe verificarsi in un follow-up a lungo termine. In quel caso, i topi non trattati sono stati utilizzati come controllo.

Sebbene questo semplice metodo fornisca preziose informazioni sulla propagazione di α-Syn dalla mucosa nasale all'ostetricia, sono necessari ulteriori studi per comprendere in modo completo i meccanismi alla base della PD.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno conflitti di interesse da rivelare.

Ringraziamenti

Tutti gli esperimenti sono stati supportati da Rie Hikawa. Estendiamo i nostri ringraziamenti a Yasuko Matsuzawa per le pratiche burocratiche. Questo studio è stato supportato da JSPS KAKENHI (M.S., n. JP19K23779, JP20K16493 e JP20H00663).

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Microscopio a fluorescenza all-in-one BZ-X710KEYENCEN/AMICROSCOPIO all-in-one
Ampicillina Sale di sodioNacalai tesque02739-32
Bioruptor IISonicbio BR2006ASonicbio Sonicatore a bagno d'acqua.
Butorfanolo tartratoMeiji Seika PharmaWAK-52850
Provetta di cellulosaMISUMIUC20-32-100
DeepWellMaximizerTAITECMBR-022UPShaker
DynaCompetent Cells Zip BL21(DE3)BioDynamics Laboratory Inc.DS255Cellula competente
EntellanSigma-Aldrich107961Terreno di montaggio rapido per microscopia
Graefe Forcipe extra fine Curvo seghettatoFST11152-10 forcipe
Forbici fini induriteFST14090-09forbici
Histofine Topo a colorazione semplice MAX-PO (R)Nichirei Bioscience414341Polimero universale di immuno-perossidasi, anti-coniglio
ImageJ ver 1.52pNANAhttps://imagej.net/
innova4200New Brunswick scientific9105085Incubator shaker
Isopropyl-β- D-tiogalattopiranosideNacalai tesque19742-94
LB brodo, LennoxNacalai tesque20066-24
Leica EG 1150 HLeica14 0388 86 108Centro modulare per l'inclusione dei tessuti
Leica TP 1020Leica14 0422 85108Elaboratore automatico di tessuti 
MedetomidinaFuji Film135-17473
Microm HM325 Microtomo rotanteThermo Scientific902100
MidazolamMaruishi Seiyaku4987-211-76210-0
Nuova ematossilina Tipo GMuto65-9197-38Soluzione di ematossilina
Ago alato normale per vena tipo D, 25GTERUMONN2332R25G ago
Optima TLX UltracentrifugeBeckman Couler8043-30-1197Ultracentrifuge
P10 pipettaGilsonFA10002P
ParaffinaLeica39601095
paraformaldeideNacalai tesque30525-89-4
Kit DAB per colorazione perossidasiNacalai tesque25985-50
Kit per il dosaggio delle proteine Pirece BCAThermo Scientific23225Saggio BCA
pRK172Addgene#134504Plasmide
Q-Sepharose Fast Flow.cytiva17051001Resina a scambio ionico

Riferimenti

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