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Articolo metodologico

Estrazione assistita da microonde di composti fenolici e antiossidanti per applicazioni cosmetiche utilizzando la tecnologia a base di polioli

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DOI:

10.3791/67033

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23 agosto 2024

 ,  ,  , 
1School of Cosmetic Science, Mae Fah Laung University, 2College of Public Health Sciences, Chulalongkorn University

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo descrive in dettaglio l'utilizzo di un metodo di estrazione a microonde a base di polioli per l'estrazione di composti fenolici e antiossidanti naturali, che rappresenta un approccio pratico ed ecosostenibile allo sviluppo di estratti pronti all'uso.

Abstract

L'utilizzo di polioli come solventi verdi per l'estrazione di composti bioattivi da materiali vegetali ha attirato l'attenzione grazie alla loro sicurezza e al loro comportamento inerte con sostanze chimiche bioattive vegetali. Questo studio esplora l'estrazione sostenibile di composti fenolici e antiossidanti naturali dal silverskin del caffè utilizzando il metodo dell'estrazione assistita da microonde (MAE) con solventi a base di polioli: glicerina, glicole propilenico (PG), glicole butilenico (BG), metilpropandiolo (MPD), isopentildiolo (IPD), glicole pentilenico, 1,2-esandiolo e glicole esilenico (HG). È stata condotta un'analisi comparativa sulle estrazioni convenzionali e non convenzionali con solventi, concentrandosi sul loro impatto sui composti bioattivi del MAE, comprendendo parametri come il contenuto fenolico totale (TPC), il contenuto totale di flavonoidi (TFC) e le attività antiossidanti come il saggio di eliminazione dei radicali 1,1-difenil-2-pirilidrazil (DPPH), il saggio di eliminazione dei radicali 2,2'-azino-bis(-3-etilbenzotiazolina-6-acido solfonico) (ABTS) e il saggio del potere antiossidante riducente ferrico (FRAP). I valori più elevati sono stati osservati per TPC con estrazione acquosa-1,2-esandiolo (campione da 52,0 ± 3,0 mg GAE/g), TFC con estrazione acquosa-1,2-esandiolo (campione da 20,0 ± 1,7 mg QE/g), DPPH con estrazione acquosa da HG (campione da 13,6 ± 0,3 mg TE/g), ABTS con estrazione acquosa di glicole pentilenico (campione da 8,2 ± 0,1 mg TE/g) e FRAP con estrazione acquosa da HG (campione da 21,1 ± 1,3 mg Fe (II) E/g). Questa ricerca mira a far progredire la tecnologia di estrazione ecologica attraverso componenti vegetali naturali, promuovendo la sostenibilità riducendo al minimo l'uso di sostanze chimiche pericolose e riducendo il consumo di tempo ed energia, con potenziali applicazioni nei cosmetici.

Introduzione

Al giorno d'oggi, c'è una tendenza globale verso la consapevolezza ambientale nell'industria della bellezza, che porta i produttori a concentrarsi sulla tecnologia verde per l'estrazione di componenti vegetali utilizzando alternative sostenibili1. In genere, i solventi tradizionali come l'etanolo, il metanolo e l'esano vengono utilizzati per estrarre componenti fenolici vegetali e antiossidanti naturali2. Tuttavia, la presenza di residui di solventi all'interno degli estratti vegetali rappresenta un potenziale rischio per la salute umana, inducendo irritazione della pelle e degli occhi3, in particolare per quanto riguarda la loro applicazione prevista nei cosmetici. Di conseguenza, è difficile eliminare tali residui di solvente dagli estratti, un processo che richiede un notevole investimento in tempo, energia e risorse umane4. Recentemente, l'acqua surriscaldata, i liquidi ionici, i solventi eutettici profondi e i solventi bioderivati sono emersi come approcci promettenti per l'estrazione con solventi ecologici5. Tuttavia, il loro utilizzo è ancora limitato dalla separazione dei prodotti nei processi a base acquosa. Per affrontare queste sfide, lo sviluppo di estratti pronti all'uso emerge come una soluzione praticabile6.

I polioli sono spesso utilizzati nelle formulazioni cosmetiche come umettanti a causa della loro buona polarità e capacità di trattenere l'umidità dall'ambiente7. Inoltre, polioli come glicerina, glicole propilenico, glicole butilenico, metilpropandiolo, isopentildiolo, glicole pentilenico, 1,2-esandiolo e glicole esilenico possono essere utilizzati per le estrazioni vegetali. Sono considerati solventi non tossici, biodegradabili, ecologici, non reattivi e sicuri per l'uso nell'estrazione delle piante8. Inoltre, i polioli possono resistere al calore generato durante l'estrazione assistita da microonde (MAE) grazie ai loro punti di ebollizione elevati e alla polarità9. Questi polioli sono generalmente riconosciuti come sostanze chimiche sicure (GRAS) dalla Food and Drug Administration (FDA) degli Stati Uniti. A differenza dei solventi convenzionali come l'etanolo o il metanolo, che possono richiedere una rimozione rigorosa dall'estratto a causa dei loro effetti potenzialmente dannosi, i polioli offrono il vantaggio di ridurre al minimo l'energia, il tempo e i costi associati ai processi di rimozione dei solventi10. Ciò non solo semplifica il processo di estrazione, ma migliora anche l'efficienza e la sostenibilità complessive del metodo di estrazione. Precedenti ricerche hanno impiegato polioli come il glicole propilenico e il glicole butilenico come solventi nell'estrazione di composti bioattivi dai fiori di Camellia sinensis 10 e dalla polpa di caffè11, rivelando un potenziale significativo per il loro ruolo come solventi alternativi sostenibili nel processo di estrazione delle piante. Pertanto, il continuo sviluppo e l'ottimizzazione di un sistema solvente poliolo-acqua ha il potenziale per progressi significativi nella chimica verde e nelle pratiche industriali sostenibili.

Generalmente, i composti bioattivi presenti nelle piante sono sintetizzati come metaboliti secondari. Questi composti possono essere classificati in tre gruppi principali: terpeni e terpenoidi, alcaloidi e composti fenolici12. Vari metodi di estrazione vengono utilizzati in diverse condizioni per isolare specifici composti bioattivi dalle piante. I composti bioattivi da materiali vegetali possono essere estratti utilizzando tecniche convenzionali o non convenzionali. I metodi tradizionali includono la macerazione, l'estrazione a riflusso e l'idrodistillazione, mentre i metodi non convenzionali consistono nell'estrazione assistita da ultrasuoni, nell'estrazione assistita da enzimi, nell'estrazione assistita da microonde (MAE), nell'estrazione pulsata assistita da campo elettrico, nell'estrazione di fluidi supercritici e nell'estrazione di liquidi pressurizzati13. Questi metodi non convenzionali sono progettati per migliorare la sicurezza utilizzando solventi e ausiliari più sicuri, migliorando l'efficienza energetica, prevenendo la degradazione dei componenti bioattivi e riducendo l'inquinamento ambientale14.

Inoltre, il MAE è tra le sofisticate tecnologie verdi per l'estrazione di composti bioattivi dalle piante. Le procedure di estrazione convenzionali richiedono una notevole quantità di tempo, energia e temperature elevate, che nel tempo potrebbero degradare i composti bioattivi sensibili al calore13. A differenza delle estrazioni termiche convenzionali, il MAE facilita l'estrazione di composti bioattivi generando un riscaldamento localizzato all'interno del campione, interrompendo le strutture cellulari e migliorando il trasferimento di massa, aumentando così l'efficienza dell'estrazione dei composti. Il calore viene trasferito dall'interno delle cellule vegetali tramite microonde, che operano sulle molecole d'acqua all'interno dei componenti della pianta13. Inoltre, MAE ha fatto progressi per migliorare l'estrazione e la separazione dei composti attivi, aumentando la resa del prodotto, migliorando l'efficienza dell'estrazione, richiedendo meno sostanze chimiche e risparmiando tempo ed energia prevenendo la distruzione dei composti bioattivi15.

Questa ricerca si concentra sull'estrazione di composti fenolici vegetali e antiossidanti naturali attraverso l'estrazione assistita da microonde (MAE) utilizzando diversi tipi di polioli come solventi. Vengono determinati il contenuto fenolico totale (TPC), il contenuto totale di flavonoidi (TFC) e le attività antiossidanti (DPPH, ABTS e FRAP) degli estratti di MAE a base di polioli. Inoltre, il MAE a base di polioli viene confrontato con il MAE utilizzando solventi convenzionali come acqua ed etanolo. Si prevede che questa ricerca contribuirà allo sviluppo di una tecnologia di estrazione sostenibile dal punto di vista ambientale per i componenti naturali, promuovendo la sostenibilità riducendo la dipendenza da sostanze chimiche pericolose, accorciando i tempi di lavorazione e riducendo al minimo il consumo di energia nella produzione di materie prime per potenziali applicazioni nell'industria cosmetica.

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Protocollo

I dettagli dei reagenti e delle attrezzature utilizzate in questo studio sono elencati nella tabella dei materiali.

1. Preparazione sperimentale

  1. Preparazione del campione di piante
    1. Raccogliere il caffè fresco silverskin (Coffea arabica) e asciugarlo a 60 °C in un essiccatoio a vaschette per 72 h11.
    2. Macinare il caffè essiccato silverskin (CS) in una polvere fine utilizzando un macinino e conservarlo a temperatura ambiente per ulteriori analisi11.
      NOTA: In questo studio, il CS fresco (C. arabica) è stato raccolto da Baan Doi Chang, distretto di Mae Suai, Chiang Rai, Thailandia. Il CS è un sottoprodotto ottenuto durante il processo di decorticazione che rimuove lo strato di pergamena dai chicchi di caffè essiccati dopo che le ciliegie sono state lavorate per rimuovere gli strati esterni di frutta16.
  2. Prodotti chimici
    1. Utilizzare reagenti chimici di qualità analitica, ad eccezione dei solventi nell'esperimento.
      NOTA: Nell'esperimento sono stati utilizzati solventi di grado cosmetico.
    2. Utilizzare i solventi (acqua, etanolo, glicerina, glicole propilenico, glicole butilenico, glicole esilenico, isopentildiolo, 1-2 esandiolo, glicole pentilenico e metilpropandiolo) per l'estrazione di CS con MAE.

2. Processo di estrazione

  1. Preparazione del campione e del solvente
    1. Preparare il campione e i solventi per la procedura MAE secondo un protocollo9 precedentemente riportato con alcune modifiche.
    2. Preparare ciascun solvente al 60% di concentrazione diluendo 60 ml di ciascun solvente con acqua distillata e regolando il volume a 100 ml per estrazioni in triplice copia.
      NOTA: Utilizzare acqua distillata al 100% per l'estrazione dell'acqua.
    3. Pesare 0,67 g di CS e miscelare con 20 mL di ciascun solvente di estrazione in un rapporto 1:30 in un contenitore di reazione (Figura 1A) per MAE.
      NOTA: La quantità massima solido-liquido per ciascun recipiente è di 2 g di campione e 20 ml di solvente.
    4. Aggiungere una barra di agitazione magnetica a ciascun recipiente per garantire una distribuzione uniforme del calore e del solvente all'interno del campione, migliorando l'efficienza del processo di estrazione e promuovendo una migliore resa di estrazione.
      NOTA: Se al processo di estrazione vengono applicati solventi non polari, è possibile utilizzare barre di agitazione in teflon al posto delle barre di agitazione magnetiche per fornire un riscaldamento efficace attraverso il sistema a microonde.
    5. Chiudere saldamente ogni recipiente con un attrezzo speciale (Figura 2) e posizionare tutti i recipienti nella camera MAE (Figura 1B).
  2. Impostazione dello strumento e della procedura di estrazione assistita da microonde
    1. Eseguire la procedura di estrazione secondo il protocollo di riferimento con alcune modifiche9.
    2. Aprire lo schermo del monitor per impostare il metodo facendo clic sull'icona della cassetta degli attrezzi nella barra in alto e selezionando il rotore SK eT nella sezione accessori (Figura 3A, B).
    3. Selezionare la velocità di agitazione delle barre di agitazione facendo clic sulla sezione dell'agitatore e digitando 20% (Figura 4A).
      NOTA: La velocità di agitazione può essere selezionata da 0% a 100%.
    4. Fare clic sul settore della serratura della porta e impostarlo in modo che si attivi a temperature superiori a 80 °C (Figura 4B).
      NOTA: Questa impostazione garantisce la chiusura automatica della porta della camera quando la temperatura interna supera gli 80 °C.
    5. Fare clic sull'icona della tabella nella barra superiore (Figura 5A) e impostare il gradiente di temperatura (T1) su una durata di estrazione di 10 minuti, la potenza delle microonde su 1800 W e la temperatura su 120 °C.
    6. Attivare l'agitatore facendo clic sul pulsante dell'agitatore fino a quando non appare la luce verde.
    7. Impostare la velocità della ventola del ventilatore al livello 3 (massimo) (Figura 5B).
    8. Per mantenere il tempo di estrazione, selezionare la temperatura di estrazione desiderata (T2) impostando la durata di estrazione su 15 min, la potenza del microonde su 1800 W e la temperatura su 120 °C.
    9. Impostare la velocità dell'agitatore e della ventola come indicato nelle sezioni 2.2.6 e 2.2.7 (Figura 5A, B).
      NOTA: La temperatura massima e la potenza del microonde sono 260 °C e 1800 W.
    10. Impostare il tempo di raffreddamento facendo clic sul pulsante di raffreddamento nell'angolo in basso a sinistra dello schermo e selezionando la durata di 10 minuti (Figura 6).
    11. Salva il metodo facendo clic sull'icona di salvataggio nell'angolo in alto a destra dello schermo (Figura 7A).
    12. Assicurarsi che dopo aver salvato le condizioni del metodo, il grafico delle condizioni di estrazione venga visualizzato sullo schermo con il pulsante di riproduzione nell'angolo in basso a destra (Figura 7B).
    13. Avviare il processo di estrazione scegliendo il numero di recipienti utilizzati (Figura 7C).
      NOTA: È possibile utilizzare fino a 15 recipienti in un'estrazione e, se viene utilizzato il numero desiderato di recipienti, assicurarsi che i recipienti siano posizionati in modo equilibrato nella camera.
    14. Dopo l'estrazione, centrifugare gli estratti a 4 °C, 9072 x g, per 15 minuti, utilizzando una centrifuga refrigerata.
    15. Raccogliere il surnatante con una pipetta di vetro da 10 ml (Figura 8) e conservarlo a -20 °C nel congelatore per ulteriori studi.
      NOTA: A seconda della dimensione delle particelle e della densità del residuo vegetale, gli estratti richiederanno tempi di centrifugazione più lunghi (20-30 min).

3. Determinazione dei composti fenolici

  1. Determinazione del contenuto fenolico totale
    1. Determinare il contenuto fenolico totale degli estratti di CS facendo riferimento al protocollo con alcune modifiche17.
    2. Preparare una diluizione di 10 volte dei campioni diluendo con acqua distillata.
    3. Miscelare 10 μl del campione diluito con 20 μl di reagente di Folin-Ciocalteu non diluito e lasciarli reagire per 3 minuti.
    4. Quindi, aggiungere 100 μl di soluzione di Na2CO3 al 7,5% alla miscela in ciascun pozzetto di una piastra a 96 pozzetti.
    5. Preparare concentrazioni diverse per l'intervallo di concentrazione standard dell'acido gallico (vedere la Tabella 1 e la Tabella 2) diluendo con acqua distillata.
    6. Mescolarli con 20 μl di reagente di Folin-Ciocalteu e lasciarli reagire per 3 minuti.
    7. Quindi, aggiungere 100 μl di soluzione di Na2CO3 al 7,5% alla miscela in ciascun pozzetto di una piastra a 96 pozzetti.
    8. Incubare la reazione per 30 minuti al buio a temperatura ambiente.
    9. Misurare l'assorbanza della soluzione di reazione a 765 nm utilizzando un lettore di micropiastre (Figura 9A).
    10. Tracciare la curva di calibrazione standard utilizzando le concentrazioni dello standard e l'assorbanza a 765 nm (Figura 10A).
    11. Esprimere i risultati in mg di acido gallico equivalente (GAE) per g di campione e calcolare utilizzando la seguente equazione18:
      NOTA: mg di acido gallico equivalente (GAE) per g di campione = [((A765 - c) / m)) in μg di acido gallico equivalente × Volume totale nel pozzetto di reazione (mL) x Diluizione × peso del campione secco (1 g) x Volume risultante dell'estratto (mL)] / [(Volume del campione aggiunto in ciascun pozzetto (mL) x Peso effettivo del campione secco (g) × fattore di conversione da μg a mg (1000)]
      dove, c = intercetta y, m = pendenza
  2. Determinazione del contenuto totale di flavonoidi
    1. Determinare il contenuto totale di flavonoidi dell'estratto di CS secondo il protocollo con alcune modifiche17.
    2. Preparare una diluizione di 5 volte dei campioni diluendo con acqua distillata.
    3. Aggiungere 50 μl del campione diluito a 15 μl di NaNO2 al 5% e incubare al buio per 5 minuti.
    4. Miscelare 15 μL di soluzione di AlCl3 al 10% con la reazione e mantenerla a temperatura ambiente per 6 minuti.
    5. Quindi, aggiungere 100 μl di soluzione di NaOH 1 M alla reazione e incubare per altri 10 minuti.
    6. Misurare l'assorbanza della miscela a 510 nm (Figura 9B).
    7. Preparare diverse concentrazioni di quercetina nell'intervallo standard (vedere la Tabella 3 e 4) aggiungendole a 15 μL di NaNO2 al 5% e incubando al buio per 5 minuti.
    8. Mescolare 15 μL di soluzione di AlCl3 al 10% con la reazione e mantenere a temperatura ambiente per 6 minuti.
    9. Aggiungere 100 μl di soluzione di NaOH 1 M alla reazione e incubare ulteriormente per 10 minuti.
    10. Determinare l'assorbanza dello standard a 510 nm (Figura 9B).
    11. Tracciare la curva di calibrazione standard utilizzando le concentrazioni dello standard e l'assorbanza a 510 nm (Figura 10B).
    12. Esprimere i risultati in mg di quercetina equivalente (QE) per g del campione, calcolati con l'equazione19 come segue:
      NOTA: mg di quercetina equivalente (QE) per g di campione = [((A510 - c) / m)) in μg di quercetina equivalente × Volume totale nel pozzetto di reazione (mL) x Diluizione × peso del campione secco (1 g) x Volume risultante dell'estratto (mL)] / [(Volume del campione aggiunto in ciascun pozzetto (mL) x Peso effettivo del campione secco (g) × fattore di conversione da μg a mg (1000)]
      dove, c = intercetta y, m = pendenza

4. Determinazione delle attività antiossidanti

  1. Saggio di scavenging dei radicali 1,1-difenil-2-picryl-idrazil (DPPH)
    1. Determinare l'attività di eliminazione dei radicali DPPH dell'estratto di CS secondo il protocollo con alcune modifiche17.
    2. Preparare una diluizione di 10 volte dei campioni diluendoli con acqua distillata.
    3. Miscelare 20 μl dei campioni diluiti con 135 μl di soluzione DPPH 0,1 mM.
    4. Preparare diverse concentrazioni dell'intervallo di concentrazione standard di Trolox (vedere le Tabelle 5 e 6) mescolando con 135 μL di soluzione 0,1 mM di DPPH.
    5. Incubare la miscela al buio a temperatura ambiente per 30 minuti.
    6. Misurare l'assorbanza della risultante a 517 nm (Figura 9C).
    7. Tracciare la curva di calibrazione standard utilizzando le concentrazioni dello standard e la % di inibizione (Figura 10C).
    8. Calcolare la % di inibizione del test DPPH come segue:
      % Inibizione = [(assorbanza del controllo − assorbanza del campione)/ assorbanza del controllo] × 100
    9. Esprimere i risultati in mg della capacità antiossidante equivalente di Trolox per g di campione, calcolata con la seguente equazione20:
      NOTA: mg di Trolox equivalente (TE) per g di campione = [((% inibizione-c) / m) in μg Trolox equivalente × Volume totale nel pozzetto di reazione (mL) x Diluizione × peso del campione secco (1 g) x Volume risultante dell'estratto (mL)] / [(Volume del campione aggiunto in ciascun pozzetto (mL) x Peso effettivo del campione secco (g) × fattore di conversione da μg a mg (1000)]
      dove, c = intercetta y, m = pendenza
  2. Saggio di eliminazione dei radicali dell'acido 2,2′-Azino-Bis-3-Etilbenztiazolina-6-Solfonico (ABTS)
    1. Determinare l'attività di scavenging dei radicali ABTS dell'estratto di CS utilizzando il protocollo dal riferimento con alcune modifiche17.
    2. Preparare la soluzione madre ABTS·+ mescolando 7 mM di ABTS e 2,45 mM di persolfato di potassio (1:2) e incubare al buio a temperatura ambiente per 16 ore.
    3. Preparare la soluzione di lavoro mescolando 5 mL di soluzione madre ABTS·+ con 100 mL di acqua deionizzata.
    4. Miscelare 160 μl di soluzione di lavoro ABTS·+ con 10 μl del campione diluito 10 volte o dello standard Trolox a diverse concentrazioni (vedere Tabella 7 e Tabella 8).
    5. Incubare la reazione al buio a temperatura ambiente per 30 minuti.
    6. Determinare l'assorbanza della miscela a 734 nm (Figura 9D).
    7. Tracciare la curva di calibrazione standard utilizzando le concentrazioni dello standard e la % di inibizione (Figura 10D).
    8. Calcolare la % di inibizione del test ABTS utilizzando la seguente formula:
      % Inibizione = [(assorbanza del controllo - assorbanza del campione) / assorbanza del controllo] × 100.
      1. Esprimere i risultati in mg della capacità antiossidante equivalente di Trolox per g di campione, calcolata utilizzando la seguente equazione21:
        NOTA: mg di equivalente trolox (TE) per g di campione = [((% inibizione - c) / m)) in μg Trolox equivalente × Volume totale nel pozzetto di reazione (mL) x Diluizione × peso del campione secco (1 g) x Volume risultante dell'estratto (mL)] / [(Volume del campione aggiunto in ciascun pozzetto (mL) x Peso effettivo del campione secco (g) × fattore di conversione da μg a mg (1000)]
        dove, c = intercetta y, m = pendenza
  3. Dosaggio del potere antiossidante riducente ferrico (FRAP)
    1. Determinare l'attività antiossidante ferrico-riducente dell'estratto di CS secondo il protocollo con alcune modifiche17.
    2. Preparare il reagente FRAP utilizzando un tampone acetato 30 mM a pH 3,6, che è una miscela di 10 mM di soluzione TPTZ in 40 mM di HCl e 20 mM di FeCl3,6H 2O in un rapporto di 10:1:1.
    3. Mettere il reagente FRAP in un flacone ambrato fino al momento del bisogno.
      NOTA: Assicurarsi che il reagente FRAP sia marrone. Se contaminato da ioni metallici o altri composti reattivi, il reagente diventerà viola e dovrà essere scartato. Utilizzare solo reagenti preparati al momento.
    4. Preparare una diluizione di 5 volte dei campioni diluendoli con acqua distillata.
    5. Aggiungere 10 μl del campione diluito o 20 μl di FeSO4.7H 2O a diverse concentrazioni standard (Tabella 9 e Tabella 10) a 180 μl della soluzione FRAP.
    6. Incubare la reazione a temperatura ambiente per 4 min.
    7. Valutare l'assorbanza della miscela a 593 nm (Figura 9E).
    8. Tracciare la curva di calibrazione standard utilizzando le concentrazioni dello standard e l'assorbanza a 593 nm (Figura 10E).
    9. Esprimere i risultati in mg di FeSO4 per g di campione, calcolati utilizzando la seguente equazione21:
      NOTA: mg di FeSO4 equivalente [Fe (II) E) per g di campione = [((A593 - c) / m)) in μg FeSO4 equivalente × Volume totale nel pozzetto di reazione (mL) x Diluizione × peso del campione secco (1 g) x Volume risultante dell'estratto (mL)] / [(Volume del campione aggiunto in ciascun pozzetto (mL) x Peso effettivo del campione secco (g) × fattore di conversione da μg a mg (1000)]
      dove, c = intercetta y, m = pendenza
  4. Eseguire tutti i saggi (TPC, TFC, DPPH, ABTS e FRAP) di ciascun campione in triplice copia. In questo studio, l'acqua è stata utilizzata come bianco per la maggior parte dei saggi, ad eccezione del DPPH, dove l'etanolo è servito come bianco per affrontare l'assorbanza di fondo.

5. Analisi statistica

  1. Utilizzare il software SPSS per effettuare un'analisi statistica dei dati sperimentali.
  2. Condurre il test di normalità utilizzando il test di Shapiro-Wilk.
  3. Confronta le sostanze bioattive e le attività antiossidanti dell'estratto di MAE CS a base di polioli e degli estratti di MAE CS a base di solventi convenzionali utilizzando l'ANOVA unidirezionale con i test a gamma multipla di Duncan.
  4. Esprimi tutti i dati come media ± SD (n = 3) e definisci il livello di significatività a p < 0,05.

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Risultati

Effetto dei solventi polioli e dei solventi convenzionali sul contenuto fenolico totale, sul contenuto totale di flavonoidi, sui dosaggi antiossidanti DPPH, FRAP e ABTS
La polarità del solvente deve essere compatibile con quella delle molecole attive mirate per migliorare l'efficienza di estrazione delle sostanze bioattive dalle piante22. Gli esperimenti sono stati condotti utilizzando vari solventi (acqua, etanolo, glicerina, glicole propilenico, glicole butilenico, metilpropa...

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Discussione

Vari fattori giocano un ruolo cruciale nell'implementazione di successo del MAE, come il contenuto fitochimico dei componenti della pianta, la durata dell'estrazione, la temperatura, la potenza delle microonde, il rapporto solido-liquido e la concentrazione del solvente13. Le piante mostrano tipicamente profili variabili di sostanze fitochimiche; Pertanto, la selezione di piante naturali ricche di antiossidanti e composti fenolici è essenziale23. Inoltre, i diversi costitue...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo studio è stato finanziato dall'Università Mae Fah Luang. Gli autori ringraziano il Tea and Coffee Institute dell'Università di Mae Fah Luang per aver facilitato il collegamento tra i ricercatori e gli agricoltori locali per quanto riguarda l'acquisizione di campioni di caffè silverskin.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
1,2-esandioloChanjao Longevity Co., Ltd.
2,2 -Azino-bis 3 etilbenzotiazolina-6-solfonico acido sale diammonico (ABTS)SigmaA1888
2,2-Difenil-1-pirilidrazil (DPPH)SigmaD9132
2,4,6-Tri(2-piridil)-s-triazina (TPTZ)Sigma93285
2-Bilancia digitaleOhausPioneer
4-Bilancia digitaleDenverSI-234
Acido 6-idrossi-2,5,7,8 tetrametilcromano -2-carbossilico (Trolox)Sigma238813
piastra a 96 pozzettiSPL Life Science
Etanolo assolutoRCI Labscan64175
Acido aceticoRCI Labscan64197
Cloruro di alluminioLoba Chemie898
Automatico pipettaLabnetBiopett
Glicole butilenicoChanjao Longevity Co., Ltd.
Ethos X estrazione avanzata a microondeMilestone Srl, Sorisole, Italia
Solfato ferrosoAjex Finechem3850
Reagente di Folin-CiocalteuLoba Chemie3870
Congelatore SFSanyoC697(GYN)
Acido gallicoSigma398225
GrinderOu Hardware Products Co., Ltd
Glicole esilenicoChanjao Longevity Co., Ltd.
Acido cloridrico (37%)RCI LabscanAR1107
Cloruro di ferro (III)Loba Chemie3820
IsopentyldiolChanjao Longevity Co., Ltd.
MetanoloRCI Labscan67561
Metilpropandiolo Chanjao Longevity Co., Ltd.
Pentyleneglycol Chanjao Longevity Co., Ltd.
Potassio persolfatoLoba Chemie5420
Glicole propilenicoChanjao Longevity Co., Ltd.
QuercetinaSigmaQ4951
Centrifuga refrigerataHettich
Acetato di sodioLoba Chemie5758
Carbonato di sodioLoba Chemie5810
Idrossido di sodioRCI LabscanAR1325
Nitrito di sodioLoba Chemie5954
Lettore di micropiastre SPECTROstar NanoBMG- LABTECH
SPSS softwareIBM SPSS Statistics 20
Essiccatore a vaschetteFrancia EtuvesXUE343
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Riferimenti

  1. Wawoczny, A., Gillner, D. The most potent natural pharmaceuticals, cosmetics, and food ingredients isolated from plants with deep eutectic solvents. J Agric Food Chem. 71 (29), 10877-10900 (2023).
  2. Syukur, M., Prahasiwi, M. S., Yuliani, S., Purwaningsih, Y., Indriyanti, E. Profiling of active compounds of extract ethanol, n-hexane, ethyl acetate and fraction ethanol of star anise (Illicium verum hook. F.) and determination of total flavonoids, total phenolics and their potential as antioxidants. Sci Technol Indones. 8 (2), 219-226 (2023).
  3. Supjaroenporn, C., Khongcharoen, P., Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Studying the optimization, characterization, and antioxidant activities of phenolic extracts extracted from Rhus chinensis Mill. Leaf using microwave-assisted extraction system with glycerol as a green solvent. Curr Bioact Compd. 20 (3), 68-82 (2024).
  4. Gasser, M. S., Abdel Rahman, R. O. Sustainability of solvent extraction techniques in pollution prevention and control. Handbook of advanced approaches towards pollution prevention and control. , Elsevier. 33-66 (2021).
  5. Płotka-Wasylka, J., Rutkowska, M., Owczarek, K., Tobiszewski, M., Namieśnik, J. Extraction with environmentally friendly solvents. TrAC, Trends Anal Chem. 91, 12-25 (2017).
  6. Queffelec, J., Beraud, W., Torres, M. D., Domínguez, H. Advances in obtaining ready-to-use extracts with natural solvents. Sustain Chem Pharm. 38, 101478(2024).
  7. Can Karaca, A., Erdem, I. G., Ak, M. M. Effects of polyols on gelation kinetics, gel hardness, and drying properties of alginates subjected to internal gelation. LWT. 92, 297-303 (2018).
  8. Nastasi, J. R., Daygon, V. D., Kontogiorgos, V., Fitzgerald, M. A. Qualitative analysis of polyphenols in glycerol plant extracts using untargeted metabolomics. Metabolites. 13 (4), 566(2023).
  9. Khat-Udomkiri, N., Gatnawa, G., Boonlerd, N., Myo, H. Valorization of Camellia sinensis flowers in cosmetic and pharmaceutical applications: Optimization of microwave-assisted glycerin extraction. Waste Biomass Valori. 15, 323-335 (2023).
  10. Myo, H., Yaowiwat, N., Pongkorpsakol, P., Aonbangkhen, C., Khat-Udomkiri, N. Butylene glycol used as a sustainable solvent for extracting bioactive compounds from Camellia sinensis flowers with ultrasound-assisted extraction. ACS omega. 8 (5), 4976-4987 (2023).
  11. Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Optimization of ultrasound-assisted extraction of bioactive compounds from coffee pulp using propylene glycol as a solvent and their antioxidant activities. Ultrason Sonochem. 89, 106127(2022).
  12. Twaij, B. M., Hasan, M. N. Bioactive secondary metabolites from plant sources: Types, synthesis, and their therapeutic uses. Int J Plant Biol. 13 (1), 4-14 (2022).
  13. Bitwell, C., Sen, I. S., Luke, C., Kakoma, M. K. A review of modern and conventional extraction techniques and their applications for extracting phytochemicals from plants. Sci Afr. 19, e01585(2023).
  14. Chakrabortty, S., et al. Recent advances in food biotechnology. Kumar, A., Patruni, K., Singh, V. , Springer Nature Singapore. Singapore. 353-370 (2022).
  15. Fan, L., et al. Mechanochemical assisted extraction as a green approach in preparation of bioactive components extraction from natural products - A review. Trends Food Sci Technol. 129, 98-110 (2022).
  16. Bessada, S. M., C Alves, R., Pp Oliveira, M. B. Coffee silverskin: A review on potential cosmetic applications. Cosmetics. 5 (1), 5(2018).
  17. Myo, H., Nantarat, N., Khat-Udomkiri, N. Changes in bioactive compounds of coffee pulp through fermentation-based biotransformation using Lactobacillus plantarum TISTR 543 and its antioxidant activities. Fermentation. 7 (4), 292(2021).
  18. Molole, G. J., Gure, A., Abdissa, N. Determination of total phenolic content and antioxidant activity of Commiphora mollis (oliv). Engl. Resin. BMC Chem. 16 (1), 48(2022).
  19. Barku, V., Opoku-Boahen, Y., Owusu-Ansah, E., Mensah, E. Antioxidant activity and the estimation of total phenolic and flavonoid contents of the root extract of Amaranthus spinosus. Asian J Plant Sci Res. 3 (1), 69-74 (2013).
  20. Samarasiri, M., Chandrasiri, T., Wijesinghe, D., Gunawardena, S. Antioxidant capacity and total phenolic content variations against Morinda citrifolia L. fruit juice production methods. Int J Food Eng. 5, 293-299 (2019).
  21. Rumpf, J., Burger, R., Schulze, M. Statistical evaluation of DPPH, ABTS, FRAP, and Folin-Ciocalteu assays to assess the antioxidant capacity of lignins. Int J Biol Macromol. 233, 123470(2023).
  22. Lainez-Cerón, E., Ramírez-Corona, N., Jiménez-Munguía, M. T., Palou, E., López-Malo, A. Extraction of bioactive compounds from plants by means of new environmentally friendly solvents. Research and technological advances in food science. , Academic Press. 301-332 (2022).
  23. Yu, M., Gouvinhas, I., Rocha, J., Barros, A. I. R. N. A. Phytochemical and antioxidant analysis of medicinal and food plants towards bioactive food and pharmaceutical resources. Sci Rep. 11 (1), 10041(2021).
  24. Lefebvre, T., Destandau, E., Lesellier, E. Selective extraction of bioactive compounds from plants using recent extraction techniques: A review. J Chromatogr A. 1635, 461770(2021).
  25. Nandasiri, R., Eskin, N. M., Thiyam-Höllander, U. Antioxidative polyphenols of canola meal extracted by high pressure: Impact of temperature and solvents. J Food Sci. 84 (11), 3117-3128 (2019).
  26. Jha, A. K., Sit, N. Extraction of bioactive compounds from plant materials using combination of various novel methods: A review. Trends Food Sci Technol. 119, 579-591 (2022).
  27. Czarnecki, M. A., et al. Solvent effect on the competition between weak and strong interactions in phenol solutions studied by near-infrared spectroscopy and DFT calculations. Phys Chem Chem Phys. 23 (35), 19188-19194 (2021).
  28. Lu, W., Mackie, C. J., Xu, B., Head-Gordon, M., Ahmed, M. A computational and experimental view of hydrogen bonding in glycerol water clusters. J Phys Chem A. 126 (10), 1701-1710 (2022).
  29. Fan, C., Liu, Y., Sebbah, T., Cao, X. A theoretical study on terpene-based natural deep eutectic solvent: Relationship between viscosity and hydrogen-bonding interactions. Glob Chall. 5 (3), 2000103(2021).
  30. Liese, S., Schlaich, A., Netz, R. R. Dielectric constant of aqueous solutions of proteins and organic polymers from molecular dynamics simulations. J Chem Phys. 156 (22), 224903(2022).
  31. Noreland, E., Gestblom, B., Sjöblom, J. Dielectric relaxation studies of 1-hexanol and 1, 2-hexanediol in heptane. J Solution Chem. 18, 303-312 (1989).
  32. Wohlfarth, C. Permittivity (dielectric constant) of liquids. CRC Handbook of Chemistry and Physics. 6, http://webdelprofesor.ula.ve/ciencias/isolda/libros/handbook.pdf (1994).
  33. Dean, J. R. Extraction techniques for environmental analysis. , John Wiley & Sons. (2022).
  34. Nour, A. H., Oluwaseun, A. R., Nour, A. H., Omer, M. S., Ahmed, N. Microwave-assisted extraction of bioactive compounds. Microwave heating. Electromagnetic fields causing thermal and non-thermal effects. , https://www.intechopen.com/books/10089 1-31 (2021).
  35. David, F., Ochiai, N., Sandra, P. Stir bar sorptive extraction: A versatile, sensitive and robust technique for targeted and untargeted analyses. Evolution of solid-phase microextraction technology. , https://www.intechopen.com/books/10089. (2023).
  36. López-Fernández, O., et al. Determination of polyphenols using liquid chromatography-tandem mass spectrometry technique (LC-MS/MS): A review. Antioxidants. 9 (6), 479(2020).

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