Articolo metodologico

Campionamento del danno alla retina di ratto indotto da N-metil-N-nitrosourea e valutazione multi-indice dei cambiamenti patologici

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DOI:

10.3791/67159

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13 settembre 2024

 ,  ,  ,  , 
1School of Nursing, School of Pharmacy, Key Laboratory of Hui Ethnic Medicine Modernization, Ministry of Education, Ningxia Medical University, 2Department of Critical Care Medicine, Hospital of Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo descrive una procedura per il campionamento della retina nel ratto e l'utilizzo della colorazione ematossilina-eosina, del saggio TUNEL e del Western blot per rilevare cambiamenti patologici e apoptosi nella retina dopo l'iniezione intraperitoneale di N-metil-N-nitrosourea.

Abstract

La retinopatia può essere osservata nella maggior parte delle malattie oculari e nelle complicanze tardive del diabete mellito. Il danno e la degenerazione delle cellule epiteliali pigmentate specifiche e delle cellule ottiche sono le caratteristiche principali della retinopatia. Molte medicine tradizionali hanno dimostrato una notevole efficacia clinica nel trattamento della retinopatia. Come ottenere una retina in modo rapido e completo è un passo fondamentale nella ricerca della medicina tradizionale per il trattamento della retinopatia. In questo studio, miriamo a fornire una procedura standardizzata ed esercitabile per il campionamento del danno alla retina di ratto indotto da N-metil-N-nitrosourea (MNU) e la valutazione multi-indice dei cambiamenti patologici. Ai ratti è stato iniettato per via intraperitoneale 60 mg/kg di MNU una volta per indurre danni alla retina e i campioni di retina sono stati ottenuti dopo 7 giorni. Inoltre, abbiamo eseguito la colorazione ematossilina-eosina per valutare i cambiamenti patologici della retina. Determinazione del tasso di apoptosi e della proteina di apoptosi mediante TUNEL e Western blot. Questi protocolli standardizzati per il campionamento retinico e la valutazione delle alterazioni patologiche sono utili per promuovere l'esplorazione del meccanismo della retinopatia e la scoperta di nuove ed efficaci erbe tradizionali.

Introduzione

La retinite pigmentosa (RP) è una malattia ereditaria e accecantedella retina 1. L'incidenza della RP è compresa tra 1/3500 e 1/5000, influenzando la funzione visiva di circa 2,5 milioni di persone nel mondo. È una delle malattie più note che porta alla disabilità visiva negli esseri umani, imponendo un onere significativo all'intera società2. La malattia è caratterizzata dalla graduale perdita della funzione delle cellule epiteliali pigmentate retiniche e dalla progressiva apoptosi dei fotorecettori. Nella fase iniziale, i pazienti sperimentano la cecità notturna, che si manifesta con difetti del campo visivo periferico e alla fine porta alla perdita della visione centrale3. Pertanto, l'inibizione dell'apoptosi dei fotorecettori retinici è il punto di riferimento per la prevenzione e il trattamento della RP.

L'apoptosi delle cellule retiniche è una caratteristica comune della RP umana e degli animali modello4. L'iniezione intraperitoneale di 60 mg/kg di N-metil-N-nitrosourea (MNU) nei ratti per 7 giorni può indurre apoptosi e perdita di cellule fotorecettrici retiniche ed è un modello animale comunemente usato di RP 5,6. L'analisi dei cambiamenti nella struttura patologica, nell'apoptosi cellulare specifica e nell'espressione proteica correlata all'apoptosi del tessuto retinico negli animali modello può fornire dati sperimentali efficaci e supporto teorico nello studio della patogenesi della RP umana e dei farmaci di screening 7,8. Pertanto, la qualità dei campioni retinici determina l'affidabilità dei dati sperimentali. Tuttavia, a causa della particolarità del tessuto oculare, ci sono pochissimi rapporti su come ottenere la retina di ratto9.

Questo documento fornisce una procedura semplice, veloce, standardizzata e operabile per il campionamento della retina nei ratti per superare le carenze di cui sopra. La colorazione ematossilina-eosina (HE), la colorazione terminale con deossiuridina trifosfato-digossigenina (TUNEL) mediata dalla deossiuridina transferasi terminale e il Western blot sono utilizzati per analizzare i cambiamenti patologici nel danno tissutale retinico e nell'apoptosi nei ratti. Tutti i metodi derivano dall'esperienza del nostro gruppo di ricerca con i processi operativi specifici.

Protocollo

Tutti i protocolli e le procedure chirurgiche sono stati approvati dal Comitato Etico della Ningxia Medical University (Numero Etico: N. 2020-Q066). I ratti maschi SPF Sprauge-Dawley (SD), di età compresa tra 7 e 8 settimane e del peso di 200-220 g, sono stati acquistati dalla Ningxia Medical University con il numero di licenza animale SCXK (Ning) 2020-0001. Tutti gli animali sono stati allevati nel Laboratory Animal Center della Ningxia Medical University. La temperatura e l'umidità erano adatte, il ciclo di luce giorno-notte era mantenuto e il cibo e l'acqua erano gratuiti e sufficienti.

1. Preparazione preoperatoria

  1. Preparazione dei materiali
    1. Preparare piastre per ratti, dispositivi per anestesia per inalazione, scatole incorporate, provette per la conservazione congelata, guanti e maschere chirurgiche monouso, flaconi a bocca larga, paraformaldeide al 4%, impacchi di ghiaccio, forbici oftalmiche, pinzette oftalmiche, lame chirurgiche e manici di coltelli, provette per microcentrifuga da 1,5 ml e sterilizzarle in anticipo (vedere la Tabella dei materiali).
  2. Preparazione degli animali
    1. Dividi casualmente 20 ratti SD maschi in gruppo modello (n=10) e gruppo di controllo (n=10). Iniettare i ratti modello per via intraperitoneale con 60 mg/kg di MNU e iniettare i ratti di controllo per via intraperitoneale con lo stesso volume di soluzione fisiologica.
    2. Dopo 7 giorni di iniezione, digiunare i ratti e lasciarli bere liberamente la sera prima del prelievo.
    3. Il giorno successivo, posizionare il ratto supino sul tavolo operatorio e utilizzare una maschera per somministrare l'anestesia utilizzando isoflurano al 4% e 2 L/min di ossigeno. Misura la profondità dell'anestesia pizzicando il centro del piede per osservare le reazioni dei ratti.

2. Campionamento retinico per la rilevazione del fattore proteico

  1. Fissare l'orbita oculare del ratto con la mano sinistra e rimuovere l'occhio con forza moderata con la mano destra utilizzando una pinza oftalmica di flessione. Posizionare il bulbo oculare in posizione sagittale in un piatto di vetro freddo.
  2. Con la mano sinistra che tiene una pinzetta dritta oftalmica per fissare il bulbo oculare e la mano destra che tiene la lama chirurgica, praticare un'incisione longitudinale di 2 mm vicino al sito della lente.
  3. Tagliare la cornea con le forbici oftalmiche lungo l'incisione e staccare delicatamente la lente, il vitreo ed esporre la conchiglia oculare.
  4. Posizionare la parte inferiore dell'oculare sulla punta della provetta per microcentrifuga da 1,5 mL, capovolgere l'oculare sulla provetta ed esporre la retina (la retina è di un giallo tenue).
  5. Rimuovere l'intera retina lungo la parete sclerale del bulbo oculare con una pinzetta di flessione oftalmica, quindi posizionarla in una provetta congelata e conservarla in un serbatoio di azoto liquido per un uso futuro (Figura 1).

3. Prelievo di retina per esame patologico e colorazione cellulare specifica

  1. Con la mano sinistra, usa le pinzette per sollevare l'angolo dell'occhio del topo. Con la mano destra, utilizzare una lama chirurgica per tagliare un'apertura di 4 mm lungo l'angolo dell'occhio del topo.
  2. Usa le pinzette per fissare il bordo del bulbo oculare all'apertura della mano sinistra. Usa le forbici oftalmiche per tagliare i tessuti circostanti lungo il bordo del bulbo oculare prestando attenzione alla pulizia dei tessuti circostanti del bulbo oculare.
  3. Separare i tessuti attorno al nervo ottico al polo posteriore del bulbo oculare con una pinzetta, tagliare il nervo ottico e prestare attenzione a preservarlo. Quindi, rimuovi il bulbo oculare.
  4. Lavare il bulbo oculare rimosso in soluzione salina per rimuovere il sangue rimasto, arrotolarlo su carta da filtro per assorbire l'acqua in eccesso e posizionarlo su carta stagnola fredda.
  5. Fissa l'occhio con una pinzetta oftalmica. Praticare un'incisione longitudinale di 4 mm lungo la giunzione della cornea e della retina con una lama chirurgica.
  6. Rimuovere la cornea con le forbici oftalmiche, fare un taglio circolare lungo l'incisione e rimuovere delicatamente il cristallino e il corpo vitreo.
  7. Posizionare la conchiglia oculare rimanente con un nervo ottico in una scatola da inclusione e fissarla in paraformaldeide al 4%.
  8. Incorporare campioni fissati con paraformaldeide in paraffina e tagliarli in fette da 4 μm per la colorazione HE e la colorazione TUNEL7.

4. Colorazione HE della retina di ratto

  1. Deceratura e idratazione: Mettere le fette nello xilene per 10 minuti, ripetere il processo per altri 10 minuti, seguito da etanolo assoluto per 5 minuti, ripetere il trattamento con etanolo per altri 5 minuti, seguito da un trattamento in alcol al 95% per 5 minuti, quindi in alcol all'85% per 5 minuti e infine in alcol al 75% per 5 minuti.
  2. Colorazione con ematossilina: Sciacquare la fetta con acqua deionizzata per 5 minuti. Utilizzare 100 μL di soluzione colorante di ematossilina e colorare per 5 minuti, risciacquare con acqua deionizzata per 5-10 s. Aggiungere 100 μl di acido cloridrico etanolo all'1% per 30 s, sciacquare con acqua deionizzata per 20 minuti e aggiungere 100 μl di acqua ammoniacale allo 0,2% per 1 minuto. Risciacquare con acqua deionizzata per 5 min.
  3. Colorazione con eosina: utilizzare 100 μL di soluzione colorante con eosina per colorare per 5 minuti e risciacquare con acqua deionizzata per 30 s.
  4. Disidratazione e sigillatura: immergere le fette in alcol al 70% per 5 minuti, poi all'85% di alcol per 5 minuti, seguito da alcol al 90% per 5 minuti ed etanolo assoluto per 5 minuti. Ripetere il trattamento con etanolo assoluto per altri 5 minuti, quindi immergere nello xilene per 5 minuti e ripetere il processo per altri 5 minuti. Infine, sigillare aggiungendo circa 100 μL di resina neutra sulla superficie delle fette e poi coprirla con un vetro di copertura.
  5. Imaging dei vetrini: posizionare le fette colorate sul microscopio, regolare la messa a fuoco del microscopio fino a quando l'immagine non è chiaramente visibile, impostare l'ingrandimento a 400x e acquisire l'immagine.
  6. Misurare lo spessore retinico totale e lo spessore retinico esterno: misurare lo spessore retinico totale e lo spessore retinico esterno (spessore dello strato nucleare esterno e dello strato dei fotorecettori) e calcolare la percentuale di spessore retinico esterno
    Spessore retinico esterno (%) = (spessore retinico esterno/spessore retinico totale) x 100.

5. Determinazione del tasso di apoptosi delle cellule fotorecettrici retiniche con metodo TUNEL

  1. Deceratura e idratazione: Mettere le fette nello xilene per 10 minuti, ripetere il processo per altri 10 minuti, quindi immergerle in etanolo assoluto per 5 minuti e ripetere questo passaggio per altri 5 minuti. Eseguire la disidratazione immergendo alcol al 95% per 5 minuti, alcol al 90% per 5 minuti, alcol all'80% per 5 minuti, alcol al 70% per 5 minuti e risciacquare con acqua deionizzata per 5 minuti.
  2. Risciacquare con una soluzione di cloruro di sodio allo 0,85% per 5 minuti e PBS per 5 minuti. Fissare con paraformaldeide utilizzando paraformaldeide al 4% per 15 min. Risciacquare con PBS per 5 minuti e ripetere il processo per altri 5 minuti.
  3. Incubazione ed equilibrio7: Incubare con 20 μg/mL di soluzione di proteinasi K per la digestione per 15 minuti, equilibrare nel tampone di equilibrio per 10 minuti e incubare con tampone deossinucleotidiltransferasi terminale ricombinante (rTdT) a 37 °C per 60 minuti.
  4. Reazione di arresto: aggiungere 100 μl della soluzione standard di citrato (2x soluzione SSC) per 15 min. Risciacquare con PBS per 5 minuti e ripetere il processo per altri 5 minuti.
  5. Colorante nucleare: aggiungere 100 μl di reagente 4 ′, 6-diamidina-2-fenindl (DAPI) per 5 minuti. Lavare con acqua deionizzata per 5 minuti e ripetere il processo per altri 5 minuti.
  6. Sigillare: Pulire lo xilene in eccesso intorno alle fette e sigillare aggiungendo circa 100 μL di resina neutra sulla superficie delle fette, quindi coprirla con un vetro di copertura.
  7. Microscopia: posizionare le fette colorate sul microscopio, regolare la messa a fuoco del microscopio per una chiara visibilità, impostare l'ingrandimento su 400x e acquisire l'immagine. Osservare la fluorescenza verde a 520 ± 20 nm utilizzando un filtro a fluorescenza standard. Osservare il blu DAPI a 460 nm.
  8. Calcola il tasso di apoptosi: misura i valori di fluorescenza verde e i valori di fluorescenza blu dello strato esterno del nucleo retinico. Calcola il tasso di apoptosi come
    Velocità di cella di apoptosi = valore di fluorescenza verde/valore di fluorescenza blu x 100.

6. Analisi Western blot 10

  1. Trattamento tampone di lisi: Tritare e omogeneizzare una retina congelata con 50 μL di tampone di lisi fredda (1 mL di tampone di lisi contenente 5 μL di inibitore della fosfatasi, 1 μL di inibitore della proteasi e 5 μL di PMSF da 100 mM).
  2. Soggetto a una sonicazione a 28 kHz per 5 s su un bagno di ghiaccio; Ripeti 3 volte. Centrifugare a 4 °C per 5 minuti a 10.000 x g per rimuovere i detriti cellulari. Conserva il surnatante.
  3. em>6.3Quantificazione delle proteine: Determinare la concentrazione proteica utilizzando un kit di reagenti per il dosaggio delle proteine BCA.
  4. em>6.4Elettroforesi: caricare un campione di proteina da 50 μg e separare su elettroforesi su gel di poliacrilammide dodecil solfato di sodio al 12% (SDS-PAGE).
  5. Trasferimento su membrana: Trasferimento elettroforetico su membrane in PVDF utilizzando un sistema di trasferimento elettroforetico.
  6. Suddividere le membrane: suddividere le membrane e analizzare ogni proteina di interesse, β-actina e GAPDH da un singolo trasferimento.
  7. Bloccaggio: Bloccare le membrane per 1 ora in TBST contenente il 5% di latte scremato a temperatura ambiente.
  8. Incubare l'anticorpo primario: incubare con l'anticorpo primario della caspasi-9 scissa (diluizione 1:200), della caspasi-3 scissa (diluizione 1:200), della caspasi-7 scissa (diluizione 1:200) e della β-actina (diluizione 1:1000) per una notte a 4 °C. Lavare le membrane con TBST per 5 minuti, ripetere 3 volte.
  9. Incubare il secondo anticorpo: Incubare con anticorpi secondari coniugati con perossidasi di rafano (1:2000) per 2 ore a temperatura ambiente. Lavare le membrane con TBST per 5 minuti, ripetere 3 volte.
  10. Esposizione: visualizzare le proteine marcate utilizzando il substrato Western blot e, infine, esporre le membrane per visualizzare le bande proteiche in una modalità di esposizione automatica.
  11. Calcola il contenuto proteico7 misurando la densità della banda proteica.

7. Analisi statistica

  1. Analizza i dati utilizzando il software SPSS 19.0 e presentali come media ± deviazione standard. Eseguire analisi statistiche dei valori osservati utilizzando l'analisi unidirezionale della varianza. Prendi p< 0,05 come statisticamente significativo.

Risultati

Dopo la colorazione HE, tutti gli strati retinici dei ratti nel gruppo di controllo avevano una struttura tissutale chiara, una disposizione ordinata delle cellule e una colorazione uniforme, mentre la struttura retinica dei ratti nel gruppo modello era significativamente danneggiata, lo strato retinico esterno era più sottile, lo strato nucleare esterno era quasi completamente integrato con lo strato centrale interno, la disposizione delle cellule nello strato era estremamente disordinata, Il numero di strati cellulari è stato significativamente ridotto e lo spessore dello strato cellulare fotosensibile e dello strato nucleare esterno è stato significativamente più sottile. Lo spessore dello strato retinico esterno nel gruppo di controllo e nel gruppo modello era rispettivamente del 48% e del 23% (p < 0,01; Figura 2).

Il metodo TUNEL ha mostrato che non sono state rilevate cellule apoptotiche nel gruppo di controllo, ma c'erano alcune cellule apoptotiche nello strato nucleare esterno dei ratti nel gruppo modello (p < 0,01) e il rapporto TUNEL-positivo era del 9,6% (Figura 3).

La famiglia delle proteine delle caspasi è una delle principali famiglie che eseguono l'apoptosi. Tra questi, la caspasi 3 scissata, la caspasi 7 e la caspasi 9 sono indicatori classici utilizzati per valutare l'apoptosi cellulare7. I risultati del Western blot hanno mostrato che, rispetto al gruppo di controllo, l'espressione della caspasi 3, della caspasi 7 e della caspasi 9 nella retina del gruppo modello era significativamente aumentata (p<0,01; Figura 4). Ciò indica che l'MNU può chiaramente causare l'apoptosi cellulare nella retina.

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Figura 1: Il flusso di lavoro sperimentale. Dopo l'iniezione intraperitoneale di MNU per 7 giorni (7d), è stata prelevata la retina di ratti anestetizzati per la colorazione HE e TUNEL. Abbreviazioni: MNU = N-metil-N-nitrosourea; HE = ematossilina-eosina; TUNEL = marcatura terminale del nick-end deossiuridina trifosfato-digossigenina mediata dalla deossinucleotidil transferasi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 2: Immagini istopatologiche rappresentative della colorazione dell'HE il giorno 7 dopo l'iniezione di MNU. (A) Colorazione dell'HE 7 giorni (7g) dopo la somministrazione di MNU. (B) Rapporto retinico esterno. I dati sono presentati come media ± SD (n=6). Le analisi statistiche dei valori osservati sono state eseguite utilizzando l'analisi unidirezionale della varianza. ** p < 0,01 rispetto al controllo. Abbreviazioni: GCL = strato di cellule ganglionari; IPL = strato plessiforme interno; INL = il livello del kernel; OPL = strato plessiforme esterno; ONL = strato nucleare esterno; PRL = strato fotorecettore; MNU = N-metil-N-nitrosourea; HE = ematossilina-eosina. n = 6. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 3: Il test TUNEL mostra l'apoptosi dei fotorecettori indotta da MNU nei ratti. (A) A 7 giorni (7g) dopo l'iniezione di MNU, le cellule TUNEL-positive (verdi) sono state presentate nell'ONL nei ratti trattati con MNU. (B) Rapporto TUNEL-positivo. I dati sono presentati come media ± SD (n=6). Le analisi statistiche dei valori osservati sono state eseguite utilizzando l'analisi unidirezionale della varianza. ** p < 0,01 rispetto al controllo. Abbreviazioni: GCL = strato di cellule ganglionari; IPL = strato plessiforme interno; INL = il livello del kernel; OPL = strato plessiforme esterno; ONL = strato nucleare esterno; PRL = strato fotorecettore; MNU = N-metil-N-nitrosourea; TUNEL = marcatura terminale del nick-end deossiuridina trifosfato-digossigenina mediata dalla deossinucleotidil transferasi. n = 6. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 4: Espressione della caspasi scissa 3, della caspasi scissa 7 e della caspasi 9 scissa nella retina di ratto il giorno 7 dopo l'iniezione di MNU. (A) Dati rappresentativi per l'espressione della caspasi scissata. (B) Rapporto della caspasi scissa 3/β-actina. (C) Rapporto della caspasi scissa 7/β-actina. (D) Rapporto della caspasi scissa 9/β-actina. I dati sono presentati come media ± SD (n=6). Le analisi statistiche dei valori osservati sono state eseguite utilizzando l'analisi unidirezionale della varianza. ** p < 0,01 rispetto al controllo. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

Discussione

La RP è una malattia retinica comune nelle cliniche. L'insorgenza, la gravità e la progressione della RP sono correlate ai geni e alle modalità genetiche e sono influenzate dall'ambiente 8,11. La RP comprende la RP familiare e la RP occasionale, di cui la RP familiare rappresenta circa il 60% dei pazienti. Attraverso il tracciamento della storia genetica familiare, finora sono stati identificati 83 geni correlati alla RP, mentre la RP occasionale rappresenta circa il 40%, il che significa che questo tipo di paziente non ha una storia familiare e ha un modello genetico irregolare2. Sebbene l'apoptosi delle cellule fotorecettoriali retiniche, che causa la perdita della funzione visiva nei pazienti con RP, sia un riconoscimento generale, il meccanismo alla base della morte dei fotorecettori nella RP rimane poco chiaro 12,13,14. A causa dell'accesso limitato al tessuto retinico umano, che si ottiene principalmente durante la vitrectomia, l'estrazione di tessuto retinico da animali modello è ancora un metodo comune nella ricerca di base di RP 14,15.

La retina è una membrana trasparente situata nello strato interno del bulbo dell'occhio, con la cavità vitreale all'interno e la membrana coroide vicina all'esterno. La retina inizia dal bordo seghettato nella parte anteriore e termina al disco ottico nella parte posteriore. È la parte iniziale della formazione della visione16. I campioni retinici di animali modello sono utilizzati principalmente per l'analisi PCR retinica, il rilevamento di Western blot, l'osservazione patologica della struttura dei tessuti, la colorazione immunoistochimica, l'esame di immunofluorescenza, la valutazione della densità microvascolare, l'isolamento cellulare e la coltura, ecc.17,18. I requisiti del campionamento retinico per diversi indici di test sono diversi. Il campionamento retinico per il rilevamento del fattore proteico negli animali modello e il campionamento retinico per le sezioni incluse in paraffina sono tecniche operative comuni per lo screening dei farmaci per RP8. Tuttavia, a causa della struttura molto fine e complessa del bulbo oculare dell'animale modello, il processo di rimozione dei tessuti interferenti nell'occhio e l'ottenimento di campioni retinici è complicato. Durante il processo di campionamento, possono verificarsi perdita di tessuto retinico, contaminazione, degradazione delle proteine e distacco della retina. Questi fattori avranno un impatto sulla qualità e sulla quantità dell'estrazione delle proteine retiniche, nonché sull'effetto della colorazione della sezione e sui risultati del rilevamento degli indicatori sperimentali. Pertanto, è necessaria un'appropriata procedura di campionamento della retina.

È fondamentale semplificare il complesso e cogliere l'anello chiave del prelievo al fine di migliorare la tecnica del prelievo retinico negli animali modello. La rapida esposizione della retina e la rimozione completa della retina per quanto possibile sono i passaggi chiave del campionamento retinico per il rilevamento del fattore proteico nei ratti modello. In questo studio, i bulbi oculari sono stati estratti direttamente dopo l'anestesia per risparmiare il tempo di campionamento. Un trucco per esporre la retina è quello di girare la conchiglia oculare su un tubo da 1,5 ml, che era economico e pratico e poteva staccare completamente la retina dalla parete sclerale. Questa procedura operativa è semplice, veloce, economica e favorevole alla pratica operativa sperimentale del personale, quindi può essere completata in 5 minuti. Nel processo di campionamento della retina per l'esame patologico e la colorazione cellulare specifica, il mantenimento della freschezza e dell'integrità strutturale della retina è un passaggio fondamentale per ottenere una colorazione di alta qualità. La perfusione con formaldeide dall'atrio sinistro e quindi ottenere la retina è uno dei metodi che i ricercatori usano spesso, ma richiede molto tempo e la formaldeide ha un cattivo odore e porta disagio all'operatore19. In questo studio, il tessuto intorno al bulbo oculare viene separato in un anello dopo l'anestesia per mantenerne l'integrità. Dopo che il nervo ottico è stato tagliato e trattenuto, separare il tessuto attorno ad esso al polo posteriore del bulbo oculare e rimuovere il bulbo oculare. Diverse parti del bulbo oculare sono state localizzate con precisione con il nervo ottico. Infine, con il supporto del contenuto dell'occhio, è stata praticata l'incisione, la cornea è stata tagliata in un anello, il cristallino e il vitreo sono stati staccati ed è stata ottenuta la coppa oculare che collega il nervo ottico (la retina si trova sulla parete sclerale all'interno della conchiglia oculare). In questo processo, l'operazione dovrebbe essere delicata per mantenere l'integrità della retina. La procedura operativa non solo migliora notevolmente la velocità di raccolta dei materiali, ma può anche mantenere la struttura e la forma normali complete del bulbo oculare e può essere localizzata con precisione nelle diverse parti del bulbo oculare dopo aver estratto il bulbo oculare. Dopo un'abile operazione, l'operazione può essere completata in 8 minuti. Utilizzando i metodi di campionamento retinico di cui sopra, il nostro gruppo di ricerca ha ottenuto risultati relativamente ideali per il rilevamento del fattore proteico, risultati di colorazione HE e risultati di colorazione TUNEL.

Sebbene l'attuale metodo di campionamento della retina presenti alcuni vantaggi, deve ancora essere migliorato. Nel processo di campionamento della retina per il rilevamento del fattore proteico, dopo aver esposto la retina, c'è anche il rischio di dissezione o perdita di retina incompleta quando si preleva la retina piegando le pinzette a causa del punto di supporto limitato delle pinzette. Pertanto, è necessario migliorare gli strumenti per la dissezione retinica. D'altra parte, nel processo di estrazione della retina per l'esame patologico e la colorazione cellulare specifica, dopo aver isolato il bulbo oculare, durante il processo di stripping del cristallino e del vitreo, la parete del bulbo oculare collasserà a causa della perdita di supporto dall'occhio, che è facile da causare lo stripping della retina. Pertanto, l'operazione deve essere veloce, delicata e di forza adeguata e l'operatore deve esercitarsi frequentemente. Pertanto, le nostre procedure di campionamento della retina devono ancora essere migliorate al fine di promuovere in misura maggiore la ricerca sull'effetto protettivo e sul meccanismo della medicina tradizionale contro la RP.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dal Progetto di Ricerca Scientifica del Dipartimento di Istruzione Superiore di Ningxia (NYG2022029).

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Amersham ImagerGE680
Persolfato di ammonio  Boster Biological Technology Co., LtdA8090
Bilancia analiticaBCA Mettler ToledoME104E
Ken Gen Biotecnologia. Co. LtdKGP902
caspasi scissionata-3 anticorpoCell Signaling Technology#9664
caspasi scissionata-7 anticorpoCell Signaling Technology#8438
caspasi scissionata-9 anticorpoCell Signaling Technology#9507
DeadEnd Fluorometric TUNEL SystemPromegaG3250
Glycine  Boster Biological Technology Co., LtdAR1200
Capra Anti-Coniglio IgG H & L (HRP)Bioss Anticorpibs-80295G-HRP
Siero di capraBiosharpBL210A
Frantoio ad alta velocitàThermo Fisher ScientificAG22331
Membrane di trasferimento Immobilon-P SQMerck Millipore. LtdISEQ00010
IsofluranoRWD Life ScienceR510-22-10
MetanoloChengdu Kelong Chemical Co., Ltd20230108
Lettore di micropiastreThermo Fisher Scientific1510
MicroscopioOlympusIX73
Vetrino per microscopioCitotest Labware Manufacturing Co., Ltd7105P-G
Mini-PROTEAN TetraBIO-RAD1658001
N-Metil-N-Nitrosoureasigma-AldrichN4766... 100G
FornoShanghai Yuejin Medical Equipment Co., LtdDHG-8145
Pagina Pre-soluzione (30%)Doublehelix Biology Science and Technology Co., LtdL3202A
PageRuler Prestained Protein Ladder ThermoFisher Scientific26617
PBS tamponeBiosharpG4202
SDS-PAGE Tampone di caricamento delle proteine (5& Volte;)Beyotime BiotechnologyP0015
Latte scremato in polvereBioFroxx1172GR500
Sprague Dawley rattiNingxia Medical UniversitySCXK (Ning) 2020-0001
TEMED  Boster Biological Technology Co., LtdAR1165
Kit di estrazione totale delle proteine  Ken Gen Biotecnologia. Co. LtdKGP2100
Modulo Trans-BlotBIO-RAD1703935
Tris base  Boster Biological Technology Co., LtdAR1162
PinzettaChangde BKMAM Biotechnology Co., LtdTecnologia
β-actina#4970
Kit di quantizzazione delle proteine di segnalazione cellulare 130302027

Riferimenti

  1. Cehajic-Kapetanovic, J., et al. Association of a novel intronic variant in RPGR with hypomorphic phenotype of X-linked retinitis pigmentosa. JAMA Ophthalmol. 138 (11), 1151-1158 (2020).
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