È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Un approccio chirurgico per lo schiacciamento del nervo ottico in un modello di coniglio

1.9K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/67415

⸱

8 luglio 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Spencer Center for Vision Research, Byers Eye Institute, Department of Ophthalmology, Stanford University, 2Department of Ophthalmology, Technical University of Munich, Hospital rechts der Isar, 3Department of Bioengineering, Stanford University, 4Department of Comparative Medicine, Stanford University, 5Glaucoma Center of Excellence, Wilmer Eye Institute, Johns Hopkins University

In questo articolo

Sommario

Questo documento presenta istruzioni dettagliate per eseguire lo schiacciamento del nervo ottico in un modello di coniglio utilizzando tecniche chirurgiche oftalmiche standard.

Abstract

Lo schiacciamento del nervo ottico (ONC) è una tecnica sperimentale utilizzata per modellare e studiare i meccanismi delle neuropatie ottiche e i potenziali interventi terapeutici. Gli studi ONC hanno utilizzato prevalentemente modelli di roditori; Tuttavia, questi modelli mostrano notevoli differenze anatomiche e fisiologiche rispetto agli esseri umani, limitando potenzialmente la traducibilità. Qui, descriviamo la tecnica chirurgica per ottenere il modello ONC nei conigli, una specie con dimensioni del globo più simili agli occhi umani. La tecnica chirurgica sviluppata utilizza tecniche chirurgiche oftalmiche utilizzate negli strabismo e negli interventi oculoplastici e non richiede la creazione di finestre ossee o canthotomie. Il modello è stato convalidato attraverso valutazioni della risposta pupillare in diverse condizioni di illuminazione e potenziali evocati visivi (VED) prima e dopo l'ONC. I risultati hanno dimostrato una significativa diminuzione sia della risposta pupillare che dell'ampiezza della VEP negli occhi ONC, rispetto agli occhi controlaterali non trattati, indicando la perdita della funzione visiva dopo la lesione, come previsto. Questa tecnica chirurgica può fornire modelli per esplorare le lesioni del nervo ottico e testare potenziali strategie terapeutiche, con implicazioni più ampie per la comprensione e il trattamento delle malattie neurodegenerative oculari.

Introduzione

La tecnica di schiacciamento del nervo ottico (ONC) è un approccio sperimentale per la generazione di modelli di lesione controllata del nervo ottico necessari per studiare le neuropatie ottiche 1,2,3. Inducendo un danno localizzato al nervo ottico, che porta a lesioni assonali e degenerazione delle cellule gangliari retiniche, il modello ONC simula alcune delle caratteristiche patologiche di varie neuropatie ottiche, come la neuropatia ottica traumatica e il glaucoma 4,5,6,7. Questo modello controllato consente quindi un'esplorazione dettagliata dei meccanismi alla base del danno nervoso, della degenerazione e della potenziale rigenerazione nell'ambito dell'oftalmologia e delle neuroscienze 8,9,10,11,12,13,14.

L'applicazione della tecnica ONC e la ricerca associata sono state ampiamente applicate utilizzando modelli di roditori, con i loro vantaggi in termini di dimensioni, facilità di manipolazione e bassi costi di manutenzione. Inoltre, i roditori offrono una vasta gamma di strumenti di manipolazione genetica, essenziali per la terapia genica e gli interventi molecolari 12,14,15. Nonostante questi benefici, le significative differenze anatomiche e fisiologiche tra roditori e esseri umani hanno potenziali limitazioni nella traducibilità. Le tecniche di trattamento sviluppate nei roditori potrebbero non essere trasferite all'uomo a causa della grande discrepanza nelle dimensioni degli occhi (lunghezza assiale del ratto 6,3 mm16 rispetto a 22,5 mm nell'uomo). Gli occhi di coniglio imitano più accuratamente le dimensioni dell'occhio umano (lunghezza assiale del coniglio 15,3 mm17,18), fornendo così un modello migliore per lo sviluppo di tecniche chirurgiche e studi di farmacocinetica rispetto ai roditori. I conigli sono stati utilizzati nei modelli ONC, ma i rapporti attuali non descrivono adeguatamente la tecnica chirurgica e/o utilizzano la cantotomia o le finestre ossee 19,20,21,22,23,24,25. Ci sono differenze anatomiche tra conigli e occhi umani, vale a dire la presenza di nervo mielinizzato, la retina relativamente avascolare e la mancanza di lamina cribrosa collagenosa, che limitano la piena traducibilità; Ciononostante, il coniglio può ancora servire come trampolino di lancio per un'eventuale traduzione umana.

Sebbene le tecniche ONC siano state riportate in modelli animali più grandi come suini 4,6, capre 5,9 e primati non umani 5,26, la complessità della procedura e/o il costo di questi modelli ne limitano l'applicabilità. Pertanto, il coniglio offre una via di mezzo che è sia economica che ha un occhio abbastanza grande.

Per rispondere a questa esigenza, il nostro studio introduce una tecnica chirurgica ONC perfezionata per i modelli di coniglio. Applicando la tecnica ONC nei conigli, miriamo a colmare l'attuale divario nei modelli animali, migliorare la nostra comprensione delle lesioni del nervo ottico e delle malattie neurodegenerative e sviluppare nuove strategie terapeutiche.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

In questa ricerca sono stati utilizzati conigli bianchi neozelandesi (4,4 - 4,8 kg). La progettazione degli esperimenti sugli animali ha aderito alle linee guida ARVO per l'uso degli animali nella ricerca oftalmica e visiva. Il Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali dell'Università di Stanford ha esaminato e concesso l'approvazione per questi esperimenti (numero di protocollo: APLAC-33781).

1. ONC

  1. Anestetizzare il coniglio (n = 4) seguendo le linee guida del Centro Servizi Veterinari (VSC) per garantire che il coniglio sia adeguatamente sedato e indolore durante tutta la procedura. Somministrare brevemente ketamina (30 mg/kg) e xilazina (3 mg/kg) per via sottocutanea.
    NOTA: Il piano chirurgico dell'anestesia è confermato dalla valutazione di più parametri di profondità dell'anestesia, tra cui il pizzicamento delle dita dei piedi e il tono della mascella.
  2. All'inizio della procedura, somministrare buprenorfina a rilascio prolungato (0,15 mg/kg) per via sottocutanea per analgesia e citrato maropitante (2 mg/kg) per un recupero più agevole. Monitora i segni vitali dell'animale e la profondità dell'anestetico ogni 5-15 minuti per garantire la salute.
  3. Fornisci una fonte di calore come un termoforo elettrico o una coperta d'acqua circolante e regola le impostazioni in base alla temperatura corporea.
  4. Fornire l'1-4% di isoflurano o l'1-6% di sevoflurano con la maschera facciale per mantenere l'anestesia secondo necessità.
  5. Somministrare una combinazione di proparacaina (0,5%), fenilefrina (2,5%) e tropicamide (1%) colliri circa 5-15 minuti prima della procedura.
    NOTA: I colliri forniscono l'anestesia locale e la dilatazione della pupilla27.
  6. Posiziona il coniglio su un fianco con l'occhio destro esposto (Figura 1). Applicare la soluzione di betadine al 5% su occhi, ciglia e pelle perioculare per la sterilizzazione utilizzando la tecnica asettica standard.
  7. Somministrare ancora una volta colliri alla proparacaina per un'ulteriore anestesia locale.
  8. Per mantenere la sterilità, drappeggiare l'animale con la pellicola trasparente28, lasciando una piccola apertura delle dimensioni di un occhio sopra l'occhio destro (Figura 1).
    1. Assicurati di maneggiare solo i bordi superiore e inferiore di ogni foglio di pellicola trasparente, poiché aderiscono alla parte inferiore del tavolo e non interferiscono con la sterilità.
    2. Indossare guanti sterili e assicurarsi che tutti gli strumenti chirurgici autoclavati rimangano all'interno del campo sterile durante la procedura. Usa un nuovo set di strumenti per ogni animale.
  9. Posizionare una sutura di trazione corneale a spessore parziale (8-0) attraverso la cornea periferica superiore vicino al limbus per infradurre delicatamente l'occhio, facilitando un migliore accesso al nervo ottico, che si trova superiormente in un coniglio (Figura 2A).
  10. Eseguire una peritomia congiuntivale (cioè un'incisione della congiuntiva attorno alla cornea)29 dalle 10 alle 2 utilizzando le forbici Westcott e una pinza da 0,12 mm.
  11. Sezionare con cura la capsula del tenone usando le forbici Wescott per esporre il retto superiore sottostante e i muscoli obliqui superiori.
  12. Utilizzare un gancio muscolare per isolare i muscoli superiori (Figura 2B).
  13. Fissare i muscoli uncinati con una sutura a doppio braccio (8-0) utilizzando tecniche standard di strabismo30 (Figura 2C). In breve, passare la sutura a tutto spessore attraverso il centro dei muscoli superiori e legarla con un nodo da chirurgo. Quindi, passare lo spessore parziale dell'ago attraverso la lunghezza del muscolo dal centro al bordo del muscolo. Caricare l'ago sul rovescio e passarlo a tutto spessore dalla parte inferiore del muscolo in avanti. Passare il porta-aghi attraverso l'anello per afferrare l'ago.
    NOTA: Tirando l'ago si stringe e si blocca quella metà del muscolo. Il secondo ago viene quindi utilizzato per fissare la metà rimanente del muscolo in un'immagine speculare della prima metà.
  14. Usa le forbici Wescott per staccare i muscoli dal globo, facendo attenzione a non tagliare i punti di sutura posti sui muscoli.
  15. Infradurre delicatamente il globo con la sutura corneale ed esporre lo spazio orbitale intraconale ritraendo la sutura muscolare superiormente (Figura 2D).
  16. Sezionare delicatamente il tessuto orbitale circostante per esporre completamente il nervo ottico.
    1. Non tagliare alcun tessuto nell'orbita e utilizzare solo la dissezione smussata. Non danneggiare la vena del vortice (Figura 2D).
    2. Utilizzare un gancio muscolare, se necessario, per localizzare e isolare il nervo ottico (Figura 2E).
      NOTA: Il nervo ottico del coniglio è leggermente superiore ed è circondato da tessuti retro-orbitali, tra cui il grasso bianco. Il nervo è bianco, di circa 1 mm di diametro. Le lunghe arterie ciliari posteriori corrono lungo i meridiani a ore 3 e 9 inferiori alla testa del nervo ottico e possono fungere da guida per localizzare il nervo31.
  17. Clamp il nervo ottico utilizzando un porta-aghi per 60 s per indurre la lesione da schiacciamento, dopodiché apparirà un segno visibile (Figura 2F, G). Il sito di schiacciamento si trova a circa 3 mm posteriormente alla testa del nervo ottico per evitare di danneggiare l'arteria oftalmica. Utilizzare un portaaghi di bloccaggio per garantire l'applicazione di una forza costante in tutti i trattamenti ONC, con conseguenti lesioni del nervo ottico comparabili tra i conigli.
  18. Riapprossimare i muscoli superiori alla loro posizione originale sul globo (Figura 2H). Passare i due aghi (precedentemente utilizzati per fissare il retto superiore e i muscoli obliqui superiori) a spessore parziale attraverso l'inserzione muscolare originale. Stringere la sutura e posizionare un nodo da chirurgo30.
  19. Completare la procedura suturando la congiuntiva al limbus con suture interrotte (Figura 2I).
  20. Al termine della procedura, somministrare liquidi cristalloidi riscaldati (10 ml/kg) e meloxicam (0,5 mg/kg) per via sottocutanea per l'analgesia. Recuperare l'animale spegnendo l'anestesia gassosa e somministrando atipamezolo (0,3 mg/kg) per via intramuscolare per invertire gli effetti della xilazina. Somministrare buprenorfina a rilascio prolungato (0,15 mg/kg) per via sottocutanea durante il recupero.
  21. Somministrare meloxicam (0,5 mg/kg) per via sottocutanea una volta al giorno durante il periodo postoperatorio di 2-3 giorni e più se necessario. Fornire cure di supporto, inclusi dispositivi di arricchimento extra (ad es. giocattoli) e arricchimento dietetico, durante il periodo postoperatorio di 2-3 giorni e secondo necessità.
  22. Somministrare ulteriori liquidi sottocutanei nel periodo postoperatorio, se necessario. Monitorare l'animale due volte al giorno per i primi tre giorni postoperatori, poi settimanalmente o secondo necessità in seguito.

2. Risposta pupillare

NOTA: Per valutare la funzione visiva, testare la risposta pupillare di entrambi gli occhi prima (giorni -3, -2 e -1) e dopo l'ONC (giorni +1, +2 e +3) utilizzando le procedure descritte di seguito.

  1. Utilizzando la fotocamera di uno smartphone, fotografa sia l'occhio destro che quello sinistro in condizioni di scarsa illuminazione (mesopic).
  2. Puntare una torcia direttamente nell'occhio destro da una distanza di circa 6 pollici. Fotografare l'occhio e poi ripetere la stessa procedura per l'occhio sinistro.
    NOTA: Il tono della pupilla dovrebbe essere stabile entro 5-10 s.
  3. Utilizzando l'immagine J, trova il rapporto tra il diametro della pupilla e il diametro bianco-bianco dalle immagini acquisite.

3. Potenziali evocati visivi flash (VEP)

NOTA: Per valutare l'integrità della via visiva, dalla retina attraverso il nervo ottico fino alla corteccia visiva, registrare le forme d'onda VEP da entrambi gli occhi prima (giorno -2) e dopo l'ONC (giorni +7 e +14) in condizioni di oscurità, utilizzando le procedure descritte di seguito.

  1. Anestetizzare il coniglio seguendo le linee guida VSC. In breve, somministrare ketamina (15 mg/kg), dexmedetomidina (0,05 mg/kg) e midazolam (0,3 mg/kg) per via intramuscolare.
    NOTA: L'anestesia gassosa può ridurre il segnale VEP e dovrebbe quindi essere evitata, se possibile.
  2. Somministrare una combinazione di proparacaina (0,5%), fenilefrina (2,5%) e tropicamide (1%) collirio.
  3. Inserire tre elettrodi ad ago sottocutanei in punti specifici come mostrato nella Figura 3A: tra i canthi mediali (elettrodo di riferimento con un cavo nero), tra le scapole (elettrodo di terra con un cavo verde) e alla protuberanza occipitale esterna (elettrodo di registrazione con un cavo rosso)6.
  4. Posiziona un divaricatore palpebrale sull'occhio sinistro e copri l'occhio destro per bloccare qualsiasi esposizione alla luce.
  5. Registrare le forme d'onda VEP utilizzando un dispositivo portatile (Figura 3B, C) mentre viene emesso uno stimolo luminoso (8,0 cd*s/m2, 0,99 Hz).
    NOTA: Prima della registrazione, assicurarsi che il livello di rumore sia < 20 μV.
  6. Ripetere questo processo di registrazione almeno tre volte.
    NOTA: Le misurazioni triplicate vengono mediate e trattate come un singolo punto dati.
  7. Seguire la stessa procedura per l'occhio destro, assicurandosi che l'occhio sinistro sia ora coperto per evitare l'esposizione alla luce.
  8. Dalle forme d'onda VEP raccolte, determinare la latenza e l'ampiezza P1. La latenza P1 è definita come il tempo del primo picco positivo (P1) successivo al picco negativo iniziale (N1), che si verifica in genere intorno ai 60 ms. L'ampiezza di P1 è calcolata come la differenza tra le ampiezze di P1 e N1.

4. Marcatura e imaging degli assoni

  1. A una settimana dalla condotta, iniettare il tracciante anterogrado dell'assone tossina B del colera (CTB; coniugato con Alexa Fluor 488) per via intravitreale in entrambi gli occhi (50 μL di 1 μg/μL di CTB in PBS per occhio; filtrato sterile) utilizzando una siringa da insulina da 29 G.
  2. A due settimane dall'ONC, sopprimere i conigli con pentobarbital sodico per via endovenosa (100 mg/kg) e fenitoina sodica (12,8 mg/kg) e confermare la morte per auscultazione cardiaca.
  3. Enucleare i bulbi oculari, rimuovere i tessuti residui con le forbici Westcott e fissare i globi in paraformaldeide al 4% (in PBS) per 24 ore a 4 °C.
  4. Dopo aver lavato i bulbi oculari con PBS per 4 ore, sezionare i nervi ottici fissi e criosezionarli longitudinalmente.
  5. Lavare le sezioni con PBS 3 volte per 5 minuti ciascuna.
  6. Incubare la sezione in PBS contenente 4',6-diamidino-2-fenilindolo (DAPI; 1:1.000) per 5 minuti.
  7. Lavare le sezioni con PBS, 3 volte per 5 minuti ciascuna.
  8. Montare le sezioni nel mezzo di montaggio e visualizzarle utilizzando un microscopio confocale.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

Per valutare la funzione visiva, la risposta pupillare è stata quantificata trovando il rapporto tra il diametro della pupilla (linea gialla continua nella Figura 4A) rispetto al diametro bianco-bianco (linea gialla tratteggiata nella Figura 4A) in condizioni di illuminazione mesopica e flash, come mostrato nella Figura 4. Prima della procedura ONC, è stata osservata una sostanziale costrizione della pupilla in risp...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Questo studio introduce un protocollo dettagliato per l'esecuzione della procedura ONC nei conigli, sottolineando un approccio meno invasivo per l'accesso al nervo ottico. I rapporti precedenti mancavano di descrizioni complete, di una guida visiva o si basavano su tecniche più invasive, che richiedevano impianti, cantotomia laterale e/o resezione ossea 19,20,21,22,23,24,25.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Gli autori non hanno conflitti o interessi finanziari concorrenti.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dal National Eye Institute nell'ambito delle sovvenzioni K08-EY033407 e P30-EY026877 e dalla ricerca per prevenire la cecità.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
8-0 Sutura Vicryl Violet rivestita TG140-8 Double ArmedEthiconJ547GUtilizzato per la procedura di schiacciamento del nervo ottico
Antisedan (soluzione di atipamezolo cloridrato 5,0 mg/mL)ZoetisNDC: 54771-6293Utilizzato per applicazioni operative
Pinze per legatura Bonn Punta angolata 0,2 mm, titanioTitan MedicalTMF502Utilizzato per la procedura
di schiacciamento del nervo otticoPorta ago Castroviejo Curvo,Titanio Titan MedicalTMH105Utilizzato per la procedura di schiacciamento del nervo ottico
Forcipe per sutura Castroviejo 1x2 0,12 mm Dritto,Titanio Titan MedicalTMF411Utilizzato per la procedura di schiacciamento del nervo ottico
Cerenia (soluzione di citrato maropitante 10 mg/mL)ZoetisNDC:54771-8179Utilizzato per applicazioni operative
Ago sottocutaneo monouso in acciaio inossidabile Elettrodi Natus019-476600Utilizzato per il test visivo dei potenziali evocati
Euthasol (390 mg/mL di pentobarbital sodico e 50 mg/mL di fenitoina sodica)VirbacNDC: 51311-050Utilizzato per l'eutanasia
Graefe Muscle Hook, TitaniumTitan MedicalTME133Utilizzato per la procedura di schiacciamento del nervo ottico
Siringa per insulina 1/2 mL, 29 G, 1/2"Monoject8881600350Utilizzato per l'iniezione intravitreale
Jameson Muscle HookTitan MedicalTME122Utilizzato per la procedura di schiacciamento del nervo ottico
Pinze per legatura McPherson Punta dritta 0,2 mm, titanioTitan MedicalTMF501Utilizzato per la procedura di schiacciamento del nervo ottico
Normosol-R (soluzione isotonica di elettroliti bilanciati; fluido cristalloide)ICU Medical Inc.NDC: 0990-7670Utilizzato per applicazioni operative
Ofloxacin Soluzione oftalmica 0,3%Bausch & Lomb60505-0560-0Utilizzato per applicazioni post-operatorie
Olympus FLUOVIEW FV3000OlympusFLUOVIEW FV3000Microscopio a scansione laser confocale
Fenilefrina HCl 2,5% Soluzione oftalmicaBausch & Lomb82260-102-10Utilizzato per applicazione pre-operatoria
ProLong Gold Antifade MountantInvitrogen P36934Mezzo di montaggio
Proparacaina HCl 0,5% Soluzione oftalmicaBausch & Lomb24208-730-06Utilizzato per applicazioni preoperatorie
Dispositivo elettrodiagnostico visivo RETevalLKC Technologies, Inc.RETevalUtilizzato per il test visivo del potenziale evocato
Tropicamide 1,0% Soluzione oftalmicaBausch & Lomb24208-585-64Utilizzato per l'applicazione preoperatoria
Forbici Westcott CurvoTitan MedicalTMS401Utilizzato per la procedura di schiacciamento del nervo ottico

Riferimenti

  1. Chierzi, S., Strettoi, E., Cenni, M. C., Maffei, L. Optic nerve crush: Axonal responses in wild-type and bcl-2 transgenic mice. J Neurosci. 19 (19), 8367-8376 (1999).
  2. Tang, Z., et al. An optic nerve crush injury murine model to study retinal ganglion cell survival. J Vis Exp. (50), e2685(2011).
  3. Tan, H. -B., et al. Evaluation of a partial optic nerve crush model in rats. Exp Ther Med. 4 (3), 401-404 (2012).
  4. Bramblett, G. T., Harris, J. N., Scott, L. L., Holt, A. W. Traumatic optic nerve injury elevates plasma biomarkers of traumatic brain injury in a porcine model. J Neurotrauma. 38 (8), 1000-1005 (2020).
  5. Zhang, Y., et al. Cold protection allows local cryotherapy in a clinical-relevant model of traumatic optic neuropathy. Elife. 11, e75070(2022).
  6. Heng, K., et al. Bdnf and camp are neuroprotective in a porcine model of traumatic optic neuropathy. JCI Insight. 9 (3), e172935(2024).
  7. Benowitz, L. I., Yin, Y. Optic nerve regeneration. Arch Ophthalmol. 128 (8), 1059-1064 (2010).
  8. Li, Y., Struebing, F. L., Wang, J., King, R., Geisert, E. E. Different effect of sox11 in retinal ganglion cells survival and axon regeneration. Front Genet. 9, 633(2018).
  9. Zhang, Y., et al. In vivo evaluation of retinal ganglion cells and optic nerve's integrity in large animals by multi-modality analysis. Exp Eye Res. 197, 108117(2020).
  10. Boia, R., et al. Neuroprotective strategies for retinal ganglion cell degeneration: Current status and challenges ahead. Int J Mol Sci. 21 (7), 2262(2020).
  11. Cameron, E. G., et al. Optic nerve crush in mice to study retinal ganglion cell survival and regeneration. Bio Protoc. 10 (6), e3559(2020).
  12. Zhang, Z. -Y., et al. Promotion of axon regeneration and protection on injured retinal ganglion cells by rcxcl2. Inflamm Regen. 43 (1), 31(2023).
  13. Suter, T. aC. S., Wang, J., Meng, H., He, Z. Utilizing mouse optic nerve crush to examine cns remyelination. STAR Protoc. 2 (3), 100796(2021).
  14. Ross, A. G., et al. Rescue of retinal ganglion cells in optic nerve injury using cell-selective aav mediated delivery of sirt1. Gene Ther. 28 (5), 256-264 (2021).
  15. Yue, J., et al. Cell-specific expression of human sirt1 by gene therapy reduces retinal ganglion cell loss induced by elevated intraocular pressure. Neurotherapeutics. 20 (3), 896-907 (2023).
  16. Pazos, M., et al. Rat optic nerve head anatomy within 3d histomorphometric reconstructions of normal control eyes. Exp Eye Res. 139, 1-12 (2015).
  17. Bozkir, G., Bozkir, M., Dogan, H., Aycan, K., Güler, B. Measurements of axial length and radius of corneal curvature in the rabbit eye. Acta Med Okayama. 51 (1), 9-11 (1997).
  18. Loiseau, A., Raîche-Marcoux, G., Maranda, C., Bertrand, N., Boisselier, E. Animal models in eye research: Focus on corneal pathologies. Int J Mol Sci. 24 (23), 16661(2023).
  19. Pellegrino, R. G., Ritchie, J. M. Sodium channels in the axolemma of normal and degenerating rabbit optic nerve. Proc R Soc Lond B Biol Sci. 222 (1227), 155-160 (1984).
  20. Mantyh, P. W., et al. Substance p receptor binding sites are expressed by glia in vivo after neuronal injury. Proc Natl Acad Sci. 86 (13), 5193-5197 (1989).
  21. Mantyh, P., et al. Beta 2-adrenergic receptors are expressed by glia in vivo in the normal and injured central nervous system in the rat, rabbit, and human. J Neurosci. 15 (1), 152-164 (1995).
  22. Yu, J., Luan, X., Lan, S., Yan, B., Maier, A. Fasudil, a rho-associated protein kinase inhibitor, attenuates traumatic retinal nerve injury in rabbits. J Mol Neurosci. 58 (1), 74-82 (2016).
  23. Xue, F., et al. Morphological and functional changes of the optic nerve following traumatic optic nerve injuries in rabbits. Biomed Rep. 4 (2), 188-192 (2016).
  24. Wang, D., et al. Localized co-delivery of cntf and fk506 using a thermosensitive hydrogel for retina ganglion cells protection after traumatic optic nerve injury. Drug Deliv. 27 (1), 556-564 (2020).
  25. Rogers, S. D., et al. Endothelin b receptors are expressed by astrocytes and regulate astrocyte hypertrophy in the normal and injured cns. Glia. 41 (2), 180-190 (2003).
  26. Levkovitch-Verbin, H., et al. Optic nerve transection in monkeys may result in secondary degeneration of retinal ganglion cells. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42 (5), 975-982 (2001).
  27. Lodhi, S. A. K., Ramsali, M. V., Kulkarni, D. K., Surender, P., Murty, S. Safety of tropicamide and phenylephrine in pupillary mydriasis for cataract surgery. Saudi J Ophthalmol. 35 (2), 108-111 (2021).
  28. Emmer, K. M., Celeste, N. A., Bidot, W. A., Perret-Gentil, M. I., Malbrue, R. A. Evaluation of the sterility of press'n seal cling film for use in rodent surgery. J Am Assoc Lab Anim Sci. 58 (2), 235-239 (2019).
  29. Sami, D. A. Conjunctival incisions for strabismus surgery: A comparison of techniques. Tech Ophthalmol. 5, 125-129 (2007).
  30. Coats, D. K., Olitsky, S. E. Strabismus surgery and its complications. , Springer. (2007).
  31. Chiang, B., Kim, Y. C., Edelhauser, H. F., Prausnitz, M. R. Circumferential flow of particles in the suprachoroidal space is impeded by the posterior ciliary arteries. Exp Eye Res. 145, 424-431 (2016).
  32. Davis, F. A. The anatomy and histology of the eye and orbit of the rabbit. Trans Am Ophthalmol Soc. 27, 400-402 (1929).
  33. Peiffer, R. L., Pohm-Thorsen, L., Corcoran, K. The biology of the laboratory rabbit (second edition). , Academic Press. San Diego. 409-433 (1994).
  34. Xu, J., et al. Gene editing in rabbits: Unique opportunities for translational biomedical research. Front Genet. 12, 642444(2021).
  35. Zernii, Y. E., et al. Rabbit models of ocular diseases: New relevance for classical approaches. CNS Neurol Disord Drug Targets. 15 (3), 267-291 (2016).
  36. Del Amo, E. M., Urtti, A. Rabbit as an animal model for intravitreal pharmacokinetics: Clinical predictability and quality of the published data. Exp Eye Res. 137, 111-124 (2015).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Tag

Chirurgia oftalmicaNeuropatia otticaPotenziali evocati visiviRisposta pupillareTracciamento assonaleImaging a fluorescenzaLesione del nervo otticoMalattie neurodegenerative
Un approccio chirurgico per lo schiacciamento del nervo ottico in un modello di coniglio
Contattaci
Raccomanda alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.