È richiesta un abbonamento a JoVE per visualizzare questo contenuto. Accedi o inizia la tua prova gratuita.

Articolo metodologico

Un sistema di misurazione elettromiografica indossabile in tempo reale per piccoli animali

2.1K visualizzazioni

⸱

DOI:

10.3791/67418

⸱

15 novembre 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Semiconductor Engineering, Gachon University, 2Department of Electronic Engineering, Gachon University, 3Department of Acupuncture and Moxibustion, Gachon University, 4School of Biological Sciences, Seoul National University

In questo articolo

Sommario

Viene presentato un protocollo per l'installazione e la preparazione di elettrodi intramuscolari, insieme a un dispositivo di misurazione miniaturizzato montabile su animali per l'analisi elettromiografica (EMG) negli studi di locomozione. Questo sistema consente la trasmissione wireless di dati EMG in tempo reale per studiare il recupero della locomozione nei ratti modello di ictus.

Abstract

Il metodo di misurazione dell'elettromiografia intramuscolare (EMG) per gli animali da esperimento è stato implementato in vari modi. Tra questi metodi, legare i cavi a dispositivi di misurazione esterni può limitare il movimento degli animali da esperimento, mentre i dispositivi impiantabili possono causare effetti collaterali indesiderati a causa della presenza costante di un dispositivo con dimensioni e peso considerevoli. Per affrontare questi problemi, proponiamo un sistema di misurazione EMG a basso costo, wireless e staccabile e una procedura sperimentale. Questo articolo si concentra sull'installazione chirurgica di elettrodi a filo intramuscolare con connettori piccoli e sullo sviluppo del sistema wireless. In particolare, in questo sistema, solo gli elettrodi a filo vengono inseriti nel corpo dell'animale. Utilizzando questo sistema, le misurazioni EMG possono essere facilmente eseguite collegando il sistema di circuiti a un connettore installato sulla schiena dell'animale, con un monitoraggio in tempo reale ottenibile su un laptop. Il metodo proposto viene spiegato in modo dettagliato, passo dopo passo, seguito da una dimostrazione che prevede l'inserimento di elettrodi intramuscolari negli arti posteriori di un ratto. Viene condotto un esperimento su tapis roulant per uno studio di locomozione e successivamente vengono ottenuti e analizzati i segnali elettrofisiologici risultanti.

Introduzione

L'elettromiografia comporta la registrazione dei potenziali elettrici generati dalle fibre muscolari durante la contrazione. Queste proprietà sono determinate dai segnali di attivazione neurale inviati dai motoneuroni ai singoli muscoli. L'EMG è ampiamente utilizzato negli studi riabilitativi, motori, cerebrali e nervosi e i metodi di misurazione possono essere ampiamente classificati in EMG di superficie (sEMG) ed EMG intramuscolare (iEMG)1. Gli elettrodi di superficie offrono diversi vantaggi, in particolare nelle applicazioni indossabili, in quanto non sono invasivi e richiedono un semplice processo di preparazione2. Nell'impiantato sEMG, il processo chirurgico è più semplice rispetto all'iEMG, in cui l'elettrodo non ha bisogno di penetrare nel muscolo. Nonostante questi vantaggi, il sEMG è soggetto a contaminazione del segnale, come disturbi all'interfaccia muscolo-elettrodo, artefatti di movimento, qualità del contatto dell'elettrodo e diafonia del segnale dai muscoli adiacenti1. Queste sfide sono particolarmente problematiche quando gli elettrodi sono posizionati nelle immediate vicinanze, come spesso accade negli studi che coinvolgono piccoli animali. D'altra parte, l'iEMG richiede un'ulteriore procedura chirurgica per la penetrazione dell'elettrodo. Nonostante i passaggi procedurali aggiuntivi, questo metodo fornisce registrazioni EMG muscolo-specifiche con maggiore precisione e meno diafonia, poiché gli elettrodi sono permanentemente incorporati nel tessuto muscolare3. Negli studi sui motori di piccoli animali, l'iEMG è preferito poiché le informazioni EMG specifiche per i muscoli con un'installazione affidabile degli elettrodi sono fondamentali4.

Sono stati segnalati diversi approcci per l'acquisizione di registrazioni EMG da elettrodi in piccoli animali. I cavi di collegamento sono comunemente usati per collegare gli elettrodi ad apparecchiature di misurazione esterne5,6,7,8,9,10,11, i dispositivi possono essere impiantati all'interno del corpo12, oppure una piattaforma indossabile wireless può essere posizionata sull'animale13. I cavi di collegamento sono il metodo più ampiamente riportato a causa della disponibilità di apparecchiature commerciali compatibili per questo scopo; Tuttavia, i fili di fissaggio causano disagio agli animali e il loro movimento è spesso limitato dai cavi, il che può influire sullo studio. I dispositivi impiantabili offrono soluzioni wireless, ma la loro durata limitata della batteria può limitare la durata degli esperimenti. Inoltre, le dimensioni e il peso dei dispositivi installati in modo permanente possono causare stress e disagio agli animali, che potrebbero influire sullo studio. Le tecniche di trasferimento di energia wireless sono state proposte per risolvere i problemi nei dispositivi impiantabili, ma mantenere un collegamento energetico affidabile a un piccolo dispositivo è in genere molto difficile14. Inoltre, l'esposizione a campi elettromagnetici elevati può portare a conseguenze impreviste, come una ridotta funzione immunitaria e potenziali cambiamenti neurodegenerativi nel cervello15,16.

Il sistema di acquisizione può anche essere implementato come una piattaforma wireless indossabile che gestisce l'elaborazione del segnale e trasmette in modalità wireless le registrazioni EMG a una stazione base. Sebbene questo sia il metodo preferito, rappresenta una sfida tecnica per gli utenti e i dettagli sperimentali spesso non sono completamente affrontati in letteratura.

In questo lavoro, presentiamo un metodo di acquisizione EMG semplice, economico e affidabile per studi di locomozione in piccoli animali. Una coppia di elettrodi iEMG è impiantata nei muscoli degli arti posteriori di un ratto, mentre il resto del sistema di acquisizione del segnale, tra cui l'amplificazione, un convertitore analogico-digitale e la telemetria wireless, è montato sul dorso dell'animale. I dati EMG vengono trasmessi a un personal computer per il monitoraggio in tempo reale, con i dati registrati localmente. Viene condotto un esperimento di locomozione su tapis roulant per dimostrare il sistema in uno studio di recupero dall'ictus.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Protocollo

L'approvazione di tutte le procedure e protocolli etici e sperimentali è stata concessa dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali con l'Applicazione n. CGU1-2021-IA0041. In questo studio è stato utilizzato un ratto maschio di Sprague-Dawley di 7 settimane. I dettagli dei reagenti e delle attrezzature sono elencati nella Tabella dei Materiali.

1. Preparazione degli animali

  1. Preparare i ratti all'età di 7 settimane. Per sicurezza, ospita ratti di peso simile, con un massimo di tre ratti per gabbia.
  2. Assicurati che i ratti si adattino senza stress prima dell'intervento chirurgico. Fornire acqua e cibo in modo coerente e sostituire periodicamente la lettiera.
  3. Durante il periodo di adattamento (circa 7 giorni), addestrare gli animali a correre su un tapis roulant a una velocità di 16-25 m/min per 5 minuti al giorno per aiutarli ad acclimatarsi al tapis roulant.
    NOTA: Se un topo si ferma o si rifiuta di muoversi come previsto, picchiettare delicatamente le natiche per incoraggiarlo.

2. Preparazione dell'elettrodo

  1. Preparare cinque fili di acciaio inossidabile rivestiti con politetrafluoroetilene, quattro dei quali della lunghezza di 140 mm e uno della lunghezza di 60 mm.
  2. Fai tre nodi a rovescio su un filo lungo 140 mm, posizionandoli a 40 mm e 100 mm rispetto al nodo (Figura 1A).
    NOTA: Durante l'inserimento dell'elettrodo a filo nel muscolo, può essere difficile garantire un contatto preciso e mantenere la parte esposta dell'elettrodo posizionata correttamente. Per risolvere questo problema, viene creato un nodo di bloccaggio nel filo per impedire ulteriori inserimenti quando viene tirato, assicurando che l'elettrodo rimanga stabile all'interno del muscolo.
  3. Per i fili da 140 mm, lasciare uno spazio di 2 mm dal nodo sul lato corto, quindi rimuovere parzialmente l'isolamento con un saldatore per 2 mm. Spellare completamente l'isolamento dall'estremità del lato lungo di 2 mm. Per gli elettrodi da 60 mm, rimuovere completamente l'isolamento a un'estremità di 2 mm e all'altra estremità di 10 mm (Figura 1).
    NOTA: La punta del saldatore deve essere pulita accuratamente per evitare contaminazioni.
  4. Fissare il filo saldandolo all'accessorio connettore dopo aver rimosso completamente l'isolamento (Figura 2B,C).
  5. Assemblare la parte metallica a cui è collegato il filo nell'alloggiamento di plastica (Figura 2D,E).
  6. Collegare il connettore a una guida in plastica stampata in 3D (vedere la Tabella dei materiali) che includa fori per fissarlo alla pelle. Per evitare che la parte saldata entri in contatto con il sito di incisione, applicare cianoacrilato biocompatibile (Figura 2F).
  7. Tagliare una piastra di nichel spessa 0,2 mm e piegarla per avvolgere il connettore, schermandolo per evitare potenziali danni da parte dell'animale.

3. Chirurgia

  1. Posizionare il ratto in una camera di induzione (fabbricata su misura utilizzando una resina sintetica trasparente) e somministrare l'anestesia utilizzando una miscela di protossido di azoto al 70% e ossigeno al 30%, con una concentrazione di isoflurano del 2%-3%. Preparare gli strumenti chirurgici necessari (Figura 3).
  2. Rimuovere il pelo utilizzando un tagliacapelli elettrico e preparare la pelle con clorexidina e alcol per prevenire l'infezione durante l'intervento chirurgico (Figura 4A).
  3. Praticare un'incisione di circa 10-15 mm utilizzando delle forbici chirurgiche sulla pelle dove si trova il muscolo bersaglio da misurare. Poiché la fascia si trova sotto la pelle e i muscoli sottostanti, usa prima le forbici per tagliare la pelle, quindi rimuovi la fascia strofinandola delicatamente con un panno pulito.
  4. Praticare un'incisione di 5-10 mm attorno alla regione lombare in cui verrà fissato il connettore.
  5. Utilizzare un trochar sterile per creare un passaggio sotto la pelle in modo che il filo passi dal connettore alla posizione del muscolo target (Figura 4B).
  6. Passare il trochar dalla posizione del muscolo, sotto la pelle, verso il sito di incisione sul lato lombare.
  7. Preparare l'elettrodo e il connettore della fase precedente. Pizzicare gli elettrodi a filo nel punto dell'incisione sul lato lombare utilizzando la pinza e tirarli con cautela fino all'incisione in corrispondenza del muscolo bersaglio. Una volta che il filo è stato estratto nella posizione del muscolo bersaglio, fare riferimento a Figura 4C.
  8. Come mostrato in Figura 4D, utilizzare un ago da sutura per penetrare il filo dell'elettrodo nel muscolo bersaglio.
    NOTA: Il muscolo bersaglio di questo esperimento è il gastrocnemio mediale (MG), che è uno dei muscoli chiave per l'analisi dei compiti motori17. Poiché la lunghezza della MG è di circa 18 mm nei ratti di 7 settimane, gli elettrodi devono essere posizionati attorno al centro del muscolo, con una distanza di circa 5 mm, per ridurre al minimo il danno muscolare e garantire misurazioni EMG accurate. Si raccomanda che la lunghezza del filo che penetra nel muscolo superi i 5 mm per garantire che la parte con l'isolamento rimosso sia in buon contatto con il muscolo.
  9. Guidare il filo che è passato attraverso ed è uscito dal muscolo fino al punto di inserimento e fissarlo con un nodo a rovescio. Tagliare il filo rimanente (Figura 4E).
  10. Dopo aver installato l'elettrodo a filo nel muscolo bersaglio, suturare il sito di incisione con una sutura monofilamento 4-0.
  11. Sutura l'incisione sotto il connettore. Assicurarsi che l'intero filo sia inserito nel corpo e suturato saldamente (Figura 5A).
  12. Fissare il connettore alla pelle dorsale dell'animale utilizzando un filo di sutura, come mostrato in Figura 5B.
    NOTA: Assicurarsi che lo scudo sia fissato saldamente per evitare che l'animale mastichi il connettore. Per l'analgesia, il carprofene (5 mg/kg) è stato somministrato per via sottocutanea.
  13. Una volta completata l'operazione chirurgica, interrompere l'anestesia e preparare una gabbia per il recupero dell'animale.
  14. Accendi una lampada termica per evitare che la temperatura corporea dell'animale scenda e monitora il sito chirurgico per eventuali anomalie, come segni di infezione, infiammazione o gonfiore. Disinfettare accuratamente il sito dell'incisione e applicare un unguento se necessario. Una volta che il ratto si è ripreso dall'anestesia, rimuovere la lampada termica.
  15. Monitora il comportamento del ratto, incluso l'appetito, il bere e la minzione.
    NOTA: Dopo l'intervento, lasciare riposare l'animale per circa 2 giorni prima di eseguire qualsiasi test.

4. Progettazione e fabbricazione di circuiti stampati (PCB)

  1. Progettare il circuito per la misurazione e la digitalizzazione EMG in modo da includere due circuiti integrati (IC) di amplificatori analogici e un'unità microcontrollore (MCU). Assicurarsi che l'amplificatore abbia una larghezza di banda compresa tra 5 e 740 Hz e un guadagno di 1300 V/V.
    NOTA: Modificare il guadagno e la larghezza di banda dell'amplificatore in base ai requisiti specifici dell'animale, se necessario18.
  2. Include un modulo Bluetooth integrato nell'MCU per la comunicazione wireless per trasmettere i dati misurati al dispositivo host. Per questo esperimento è stata utilizzata un'antenna a chip operante a 2,4 GHz.
  3. Per questo studio, utilizzare una batteria Li-po ricaricabile da 3,7 V insieme a un circuito integrato di gestione dell'alimentazione dedicato.
  4. Fabbricare un PCB per i circuiti integrati di cui sopra su un substrato FR4. Crea il PCB in varie forme per soddisfare requisiti specifici. Fare riferimento alla Figura 1 supplementare, alla Figura 2 supplementare e alla Figura 3 supplementare.
  5. Popolare i componenti elettronici sul PCB mediante saldatura o utilizzando una pistola termica.

5. Configurazione del software

  1. firmware
    1. Preparare il firmware (Supplementary Coding File 1) per configurare un ADC a 2 canali con risoluzione a 8 bit e una frequenza di campionamento di 2 kSP. Formattare i dati convertiti digitalmente in un array e trasmetterli tramite Bluetooth Low Energy (BLE) utilizzando lo strumento di sviluppo software designato.
    2. Caricare il firmware sull'MCU prima della distribuzione.
  2. Programma di monitoraggio in tempo reale
    1. Prepara un programma per tracciare i dati ricevuti tramite BLE in tempo reale. Per questo studio, viene sviluppata un'applicazione di tracciatura basata su Python, che memorizza anche i dati grezzi in una posizione specificata (File di codifica supplementare 2).
      NOTA: Il sistema può riscontrare un ritardo del buffer di campionamento di massimo 50 ms e un ritardo di comunicazione wireless di circa 10 ms19,20.

6. Test sul tapis roulant

  1. Collegare la batteria al circuito preparato e collegare il PCB al connettore, come mostrato in Figura 6A.
  2. Eseguire il programma di monitoraggio sul PC e stabilire la connettività wireless con il PCB del circuito.
  3. Posiziona il ratto sul tapis roulant e monitora la forma d'onda EMG. Per questo studio, il tapis roulant è impostato a una velocità di 25 m/min (Figura 6B).

7. Analisi dei dati

  1. Caricare i dati EMG memorizzati in . Formato CSV.
  2. Applicare metodi di elaborazione del segnale per rimuovere il rumore indesiderato e i segnali di interferenza.
    NOTA: Il rilevamento dell'inviluppo e l'analisi spettrale possono essere ulteriormente eseguiti per analizzare l'affaticamento muscolare e la simmetria nell'attività motoria.

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Risultati

In questo studio viene presentato un semplice metodo senza fili per l'acquisizione di segnali elettromiografici (EMG). Sebbene sia necessaria una procedura chirurgica, viene praticata un'incisione parziale solo nella zona specifica per l'inserimento dell'elettrodo e il fissaggio del connettore, riducendo così in modo significativo il carico sull'animale. In questa dimostrazione, gli elettrodi sono stati inseriti negli arti inferiori, ma studi elettrofisiologici simili possono essere condo...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Discussione

Questo lavoro presenta un sistema di acquisizione per elettromiografia (EMG) piccolo, facile da implementare, a basso costo e wireless. Il sistema previene efficacemente la degradazione del segnale causata dai cavi, in quanto non si basa su apparecchiature di misurazione esterne cablate. Montando il connettore sul retro anziché sulla testa, il processo chirurgico diventa notevolmente più semplice, riducendo il rischio di complicanze. Questa configurazione riduce anche al minimo le possibilità che la piattaforma urti cont...

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Dichiarazioni

Tutti gli autori non hanno conflitti di interesse.

Ringraziamenti

Questa ricerca è stata finanziata dalla National Research Foundation of Korea (NRF-2020M3A9E4104385) e dal Nanomedical Devices Development Project del National Nano Fab Center (numero di sovvenzione: 1711160154).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Piastra in nichel di spessore 0,2 mmQualsiasi venditore
Cubicon di filamento per stampa 3DA-100
7 settimane RATJABIOSD (DBL) [7W M]
AdesivoOkong1028453per il fissaggio dello scudo
ANT1Johanson Technology Inc.2450AT07A0100001T
C1, C15, C16, C20Vishay1n0201(0603)metrico
C10, C13Vishay100p0201(0603)metrico
C11, C12Vishay4p0201(0603)metrico
C14, C19Vishay0.39n0201(0603)metrico
C2, C17Vishay22n0201(0603)metrico
C3, C5, C6Vishay0.1u0201(0603)metrico
C4, C18Vishay2.2u0201(0603)metrico
C7Vishay4.7u0402(1005)metrico
C8, C21Vishay1u0201(0603)metrico
C9Vishay1p0201(0603)metrico
GabbiaJEUNG DO B& PJD-C-02
Panno pulitokimberly41112
Accessorio connettoreHarwinM20-1060400Alloggiamento in plastica
Accessorio connettoreHarwinM20-1180042Parte metallica
Tagliacapelli elettricoBuzzRFC-928
Pistola termicaQUICK861DW
IC1, IC3Analog DeviceAD8232Per la misurazione EMG AFE
IC2Nordic SemiconductornRF52832-CIAA
IsofluraneHana Pharm657801261
L1Vishay3.3n0201 (0603)batteria Li-po metrica
TheHanTW40202513 mm * 10 mm * 4 mm, 30mAh
Connettore pinHarwinM22-2530505
R1, R2, R9, R10, R13, R14, R21, R22Vishay10M0201 (0603) metrico
R11, R23Vishay100k0201 (0603) metrico
R12, R24Vishay1M0201 (0603) metrico
R3, R4, R5, R7, R15, R16, R17, R19Vishay180k0201 (0603) metrico
R6, R18Vishay160k0201 (0603) metrico
R8, R20Vishay768k0201 (0603) filo per
saldatura metricoAlphametal
saldatoreHakkoFX-951
Fili in acciaio inossidabile rivestiti con TeflonA-M Systems793200
Ago da sutura...AILEE301289
Filo di suturaEthicon604G
Tapis roulantDaejong BioDJ2-243
U1Torex SemiconductorXC6204B332DR-G
Y1Murata ElectronicsXRCTD32M000N1P1AR0
disponibile SACX0307

Riferimenti

  1. Farina, D., Enoka, R. M. Evolution of surface electromyography: From muscle electrophysiology towards neural recording and interfacing. J Electromyogr Kinesiol. 71, 102796(2023).
  2. Kim, C., et al. A wearable ECG monitoring system using microneedle electrodes for small animals. IEEE Sens J. 23 (18), 21873-21881 (2023).
  3. Kristl, A. C., Akay, T., Miri, A. Recording forelimb muscle activity in head-fixed mice with chronically implanted EMG electrodes. J Vis Exp. 205, e66584(2024).
  4. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology. 34 (1), 5-13 (2019).
  5. Scholle, H. C., et al. A surface EMG multi-electrode technique for characterizing muscle activation patterns in mice during treadmill locomotion. J Neurosci Methods. 146 (2), 174-182 (2005).
  6. Tysseling, V. M., et al. Design and evaluation of a chronic EMG multichannel detection system for long-term recordings of hindlimb muscles in behaving mice. J Electromyogr Kinesiol. 23 (3), 531-539 (2013).
  7. Shafer, B., Welle, C., Vasudevan, S. A rat model for assessing the long-term safety and performance of peripheral nerve electrode arrays. J Neurosci Methods. 328, 108437(2019).
  8. Teruya, P. Y., et al. Quantifying muscle alterations in a Parkinson's disease animal model using electromyographic biomarkers. Med Biol Eng Comput. 59 (9), 1735-1749 (2021).
  9. Kloefkorn, H., et al. Non-invasive three-state sleep-wake staging in mice using electric field sensors. J Neurosci Methods. 344, 108834(2020).
  10. Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease. J Vis Exp. (122), e55599(2017).
  11. Zealear, D., Li, Y., Huang, S. An implantable system for chronic in vivo electromyography. J Vis Exp. (158), e60345(2020).
  12. Shon, A., Brakel, K., Hook, M., Park, H. Fully implantable plantar cutaneous augmentation system for rats using closed-loop electrical nerve stimulation. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 15 (2), 326-338 (2021).
  13. Ouyang, W., et al. A wireless and battery-less implant for multimodal closed-loop neuromodulation in small animals. Nat Biomed Eng. 7 (10), 1252-1269 (2023).
  14. Zhou, Y., Liu, C., Huang, Y. Wireless power transfer for implanted medical applications: A review. Energies. 13 (11), 2837(2020).
  15. Zymantiene, J., et al. Effect of electromagnetic field exposure on mouse brain morphological and histopathological profiling. J Vet Res. 64 (2), 319-324 (2020).
  16. Ebrahim, S., Azab, A., Albasha, M., Albishti, N. The biological effects of electromagnetic fields on human and experimental animals. Int Res J Nat Appl Sci. 3, 106-121 (2016).
  17. Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. J Biomech. 117, 110242(2021).
  18. Westerga, J., Gramsbergen, A. Changes in the electromyogram of two major hindlimb muscles during locomotor development in the rat. Exp Brain Res. 92 (3), 479-488 (1993).
  19. Tosi, J., Taffoni, F., Santacatterina, M., Sannino, R., Formica, D. Performance evaluation of Bluetooth low energy: A systematic review. Sensors. 17 (12), 28988(2017).
  20. IEEE Health Informatics-PoC medical device communication Part 00101: Guide-Guidelines for the use of RF wireless technology. IEEE Std 11073-00101-2008. , 1-125 (2008).
  21. Xu, Y., et al. Rehabilitation effects of fatigue-controlled treadmill training after stroke: A rat model study. Front Bioeng Biotechnol. 8, 590013(2020).
  22. Nigg, S., Vienneau, J., Maurer, C., Nigg, B. M. Development of a symmetry index using discrete variables. Gait Posture. 38 (1), 115-119 (2013).

Accesso limitato. Accedi o avvia una prova gratuita per visualizzare questo contenuto.

Ristampe e permessi

Esplora altri articoli

Sistema EMG indossabileEMG per piccoli animalimisurazione EMG wirelesselettrodo intramuscolarefeedback a ciclo chiusosegnali elettrofisiologicistudio della locomozioneinstallazione chirurgica dell'elettrodomonitoraggio dei biosegnaliesperimento su tapis roulant
Un sistema di misurazione elettromiografica indossabile in tempo reale per piccoli animali
Contattaci
Consiglia alla biblioteca

Privacy

Termini di utilizzo

Politiche

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tutti i diritti riservati.