Viene presentato un protocollo per l'installazione e la preparazione di elettrodi intramuscolari, insieme a un dispositivo di misurazione miniaturizzato montabile su animali per l'analisi elettromiografica (EMG) negli studi di locomozione. Questo sistema consente la trasmissione wireless di dati EMG in tempo reale per studiare il recupero della locomozione nei ratti modello di ictus.
Articolo metodologico
Un sistema di misurazione elettromiografica indossabile in tempo reale per piccoli animali
In questo articolo
Sommario
Abstract
Il metodo di misurazione dell'elettromiografia intramuscolare (EMG) per gli animali da esperimento è stato implementato in vari modi. Tra questi metodi, legare i cavi a dispositivi di misurazione esterni può limitare il movimento degli animali da esperimento, mentre i dispositivi impiantabili possono causare effetti collaterali indesiderati a causa della presenza costante di un dispositivo con dimensioni e peso considerevoli. Per affrontare questi problemi, proponiamo un sistema di misurazione EMG a basso costo, wireless e staccabile e una procedura sperimentale. Questo articolo si concentra sull'installazione chirurgica di elettrodi a filo intramuscolare con connettori piccoli e sullo sviluppo del sistema wireless. In particolare, in questo sistema, solo gli elettrodi a filo vengono inseriti nel corpo dell'animale. Utilizzando questo sistema, le misurazioni EMG possono essere facilmente eseguite collegando il sistema di circuiti a un connettore installato sulla schiena dell'animale, con un monitoraggio in tempo reale ottenibile su un laptop. Il metodo proposto viene spiegato in modo dettagliato, passo dopo passo, seguito da una dimostrazione che prevede l'inserimento di elettrodi intramuscolari negli arti posteriori di un ratto. Viene condotto un esperimento su tapis roulant per uno studio di locomozione e successivamente vengono ottenuti e analizzati i segnali elettrofisiologici risultanti.
Introduzione
L'elettromiografia comporta la registrazione dei potenziali elettrici generati dalle fibre muscolari durante la contrazione. Queste proprietà sono determinate dai segnali di attivazione neurale inviati dai motoneuroni ai singoli muscoli. L'EMG è ampiamente utilizzato negli studi riabilitativi, motori, cerebrali e nervosi e i metodi di misurazione possono essere ampiamente classificati in EMG di superficie (sEMG) ed EMG intramuscolare (iEMG)1. Gli elettrodi di superficie offrono diversi vantaggi, in particolare nelle applicazioni indossabili, in quanto non sono invasivi e richiedono un semplice processo di preparazione2. Nell'impiantato sEMG, il processo chirurgico è più semplice rispetto all'iEMG, in cui l'elettrodo non ha bisogno di penetrare nel muscolo. Nonostante questi vantaggi, il sEMG è soggetto a contaminazione del segnale, come disturbi all'interfaccia muscolo-elettrodo, artefatti di movimento, qualità del contatto dell'elettrodo e diafonia del segnale dai muscoli adiacenti1. Queste sfide sono particolarmente problematiche quando gli elettrodi sono posizionati nelle immediate vicinanze, come spesso accade negli studi che coinvolgono piccoli animali. D'altra parte, l'iEMG richiede un'ulteriore procedura chirurgica per la penetrazione dell'elettrodo. Nonostante i passaggi procedurali aggiuntivi, questo metodo fornisce registrazioni EMG muscolo-specifiche con maggiore precisione e meno diafonia, poiché gli elettrodi sono permanentemente incorporati nel tessuto muscolare3. Negli studi sui motori di piccoli animali, l'iEMG è preferito poiché le informazioni EMG specifiche per i muscoli con un'installazione affidabile degli elettrodi sono fondamentali4.
Sono stati segnalati diversi approcci per l'acquisizione di registrazioni EMG da elettrodi in piccoli animali. I cavi di collegamento sono comunemente usati per collegare gli elettrodi ad apparecchiature di misurazione esterne5,6,7,8,9,10,11, i dispositivi possono essere impiantati all'interno del corpo12, oppure una piattaforma indossabile wireless può essere posizionata sull'animale13. I cavi di collegamento sono il metodo più ampiamente riportato a causa della disponibilità di apparecchiature commerciali compatibili per questo scopo; Tuttavia, i fili di fissaggio causano disagio agli animali e il loro movimento è spesso limitato dai cavi, il che può influire sullo studio. I dispositivi impiantabili offrono soluzioni wireless, ma la loro durata limitata della batteria può limitare la durata degli esperimenti. Inoltre, le dimensioni e il peso dei dispositivi installati in modo permanente possono causare stress e disagio agli animali, che potrebbero influire sullo studio. Le tecniche di trasferimento di energia wireless sono state proposte per risolvere i problemi nei dispositivi impiantabili, ma mantenere un collegamento energetico affidabile a un piccolo dispositivo è in genere molto difficile14. Inoltre, l'esposizione a campi elettromagnetici elevati può portare a conseguenze impreviste, come una ridotta funzione immunitaria e potenziali cambiamenti neurodegenerativi nel cervello15,16.
Il sistema di acquisizione può anche essere implementato come una piattaforma wireless indossabile che gestisce l'elaborazione del segnale e trasmette in modalità wireless le registrazioni EMG a una stazione base. Sebbene questo sia il metodo preferito, rappresenta una sfida tecnica per gli utenti e i dettagli sperimentali spesso non sono completamente affrontati in letteratura.
In questo lavoro, presentiamo un metodo di acquisizione EMG semplice, economico e affidabile per studi di locomozione in piccoli animali. Una coppia di elettrodi iEMG è impiantata nei muscoli degli arti posteriori di un ratto, mentre il resto del sistema di acquisizione del segnale, tra cui l'amplificazione, un convertitore analogico-digitale e la telemetria wireless, è montato sul dorso dell'animale. I dati EMG vengono trasmessi a un personal computer per il monitoraggio in tempo reale, con i dati registrati localmente. Viene condotto un esperimento di locomozione su tapis roulant per dimostrare il sistema in uno studio di recupero dall'ictus.
Protocollo
L'approvazione di tutte le procedure e protocolli etici e sperimentali è stata concessa dal Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali con l'Applicazione n. CGU1-2021-IA0041. In questo studio è stato utilizzato un ratto maschio di Sprague-Dawley di 7 settimane. I dettagli dei reagenti e delle attrezzature sono elencati nella Tabella dei Materiali.
1. Preparazione degli animali
- Preparare i ratti all'età di 7 settimane. Per sicurezza, ospita ratti di peso simile, con un massimo di tre ratti per gabbia.
- Assicurati che i ratti si adattino senza stress prima dell'intervento chirurgico. Fornire acqua e cibo in modo coerente e sostituire periodicamente la lettiera.
- Durante il periodo di adattamento (circa 7 giorni), addestrare gli animali a correre su un tapis roulant a una velocità di 16-25 m/min per 5 minuti al giorno per aiutarli ad acclimatarsi al tapis roulant.
NOTA: Se un topo si ferma o si rifiuta di muoversi come previsto, picchiettare delicatamente le natiche per incoraggiarlo.
2. Preparazione dell'elettrodo
- Preparare cinque fili di acciaio inossidabile rivestiti con politetrafluoroetilene, quattro dei quali della lunghezza di 140 mm e uno della lunghezza di 60 mm.
- Fai tre nodi a rovescio su un filo lungo 140 mm, posizionandoli a 40 mm e 100 mm rispetto al nodo (Figura 1A).
NOTA: Durante l'inserimento dell'elettrodo a filo nel muscolo, può essere difficile garantire un contatto preciso e mantenere la parte esposta dell'elettrodo posizionata correttamente. Per risolvere questo problema, viene creato un nodo di bloccaggio nel filo per impedire ulteriori inserimenti quando viene tirato, assicurando che l'elettrodo rimanga stabile all'interno del muscolo. - Per i fili da 140 mm, lasciare uno spazio di 2 mm dal nodo sul lato corto, quindi rimuovere parzialmente l'isolamento con un saldatore per 2 mm. Spellare completamente l'isolamento dall'estremità del lato lungo di 2 mm. Per gli elettrodi da 60 mm, rimuovere completamente l'isolamento a un'estremità di 2 mm e all'altra estremità di 10 mm (Figura 1).
NOTA: La punta del saldatore deve essere pulita accuratamente per evitare contaminazioni. - Fissare il filo saldandolo all'accessorio connettore dopo aver rimosso completamente l'isolamento (Figura 2B,C).
- Assemblare la parte metallica a cui è collegato il filo nell'alloggiamento di plastica (Figura 2D,E).
- Collegare il connettore a una guida in plastica stampata in 3D (vedere la Tabella dei materiali) che includa fori per fissarlo alla pelle. Per evitare che la parte saldata entri in contatto con il sito di incisione, applicare cianoacrilato biocompatibile (Figura 2F).
- Tagliare una piastra di nichel spessa 0,2 mm e piegarla per avvolgere il connettore, schermandolo per evitare potenziali danni da parte dell'animale.
3. Chirurgia
- Posizionare il ratto in una camera di induzione (fabbricata su misura utilizzando una resina sintetica trasparente) e somministrare l'anestesia utilizzando una miscela di protossido di azoto al 70% e ossigeno al 30%, con una concentrazione di isoflurano del 2%-3%. Preparare gli strumenti chirurgici necessari (Figura 3).
- Rimuovere il pelo utilizzando un tagliacapelli elettrico e preparare la pelle con clorexidina e alcol per prevenire l'infezione durante l'intervento chirurgico (Figura 4A).
- Praticare un'incisione di circa 10-15 mm utilizzando delle forbici chirurgiche sulla pelle dove si trova il muscolo bersaglio da misurare. Poiché la fascia si trova sotto la pelle e i muscoli sottostanti, usa prima le forbici per tagliare la pelle, quindi rimuovi la fascia strofinandola delicatamente con un panno pulito.
- Praticare un'incisione di 5-10 mm attorno alla regione lombare in cui verrà fissato il connettore.
- Utilizzare un trochar sterile per creare un passaggio sotto la pelle in modo che il filo passi dal connettore alla posizione del muscolo target (Figura 4B).
- Passare il trochar dalla posizione del muscolo, sotto la pelle, verso il sito di incisione sul lato lombare.
- Preparare l'elettrodo e il connettore della fase precedente. Pizzicare gli elettrodi a filo nel punto dell'incisione sul lato lombare utilizzando la pinza e tirarli con cautela fino all'incisione in corrispondenza del muscolo bersaglio. Una volta che il filo è stato estratto nella posizione del muscolo bersaglio, fare riferimento a Figura 4C.
- Come mostrato in Figura 4D, utilizzare un ago da sutura per penetrare il filo dell'elettrodo nel muscolo bersaglio.
NOTA: Il muscolo bersaglio di questo esperimento è il gastrocnemio mediale (MG), che è uno dei muscoli chiave per l'analisi dei compiti motori17. Poiché la lunghezza della MG è di circa 18 mm nei ratti di 7 settimane, gli elettrodi devono essere posizionati attorno al centro del muscolo, con una distanza di circa 5 mm, per ridurre al minimo il danno muscolare e garantire misurazioni EMG accurate. Si raccomanda che la lunghezza del filo che penetra nel muscolo superi i 5 mm per garantire che la parte con l'isolamento rimosso sia in buon contatto con il muscolo. - Guidare il filo che è passato attraverso ed è uscito dal muscolo fino al punto di inserimento e fissarlo con un nodo a rovescio. Tagliare il filo rimanente (Figura 4E).
- Dopo aver installato l'elettrodo a filo nel muscolo bersaglio, suturare il sito di incisione con una sutura monofilamento 4-0.
- Sutura l'incisione sotto il connettore. Assicurarsi che l'intero filo sia inserito nel corpo e suturato saldamente (Figura 5A).
- Fissare il connettore alla pelle dorsale dell'animale utilizzando un filo di sutura, come mostrato in Figura 5B.
NOTA: Assicurarsi che lo scudo sia fissato saldamente per evitare che l'animale mastichi il connettore. Per l'analgesia, il carprofene (5 mg/kg) è stato somministrato per via sottocutanea. - Una volta completata l'operazione chirurgica, interrompere l'anestesia e preparare una gabbia per il recupero dell'animale.
- Accendi una lampada termica per evitare che la temperatura corporea dell'animale scenda e monitora il sito chirurgico per eventuali anomalie, come segni di infezione, infiammazione o gonfiore. Disinfettare accuratamente il sito dell'incisione e applicare un unguento se necessario. Una volta che il ratto si è ripreso dall'anestesia, rimuovere la lampada termica.
- Monitora il comportamento del ratto, incluso l'appetito, il bere e la minzione.
NOTA: Dopo l'intervento, lasciare riposare l'animale per circa 2 giorni prima di eseguire qualsiasi test.
4. Progettazione e fabbricazione di circuiti stampati (PCB)
- Progettare il circuito per la misurazione e la digitalizzazione EMG in modo da includere due circuiti integrati (IC) di amplificatori analogici e un'unità microcontrollore (MCU). Assicurarsi che l'amplificatore abbia una larghezza di banda compresa tra 5 e 740 Hz e un guadagno di 1300 V/V.
NOTA: Modificare il guadagno e la larghezza di banda dell'amplificatore in base ai requisiti specifici dell'animale, se necessario18. - Include un modulo Bluetooth integrato nell'MCU per la comunicazione wireless per trasmettere i dati misurati al dispositivo host. Per questo esperimento è stata utilizzata un'antenna a chip operante a 2,4 GHz.
- Per questo studio, utilizzare una batteria Li-po ricaricabile da 3,7 V insieme a un circuito integrato di gestione dell'alimentazione dedicato.
- Fabbricare un PCB per i circuiti integrati di cui sopra su un substrato FR4. Crea il PCB in varie forme per soddisfare requisiti specifici. Fare riferimento alla Figura 1 supplementare, alla Figura 2 supplementare e alla Figura 3 supplementare.
- Popolare i componenti elettronici sul PCB mediante saldatura o utilizzando una pistola termica.
5. Configurazione del software
- firmware
- Preparare il firmware (Supplementary Coding File 1) per configurare un ADC a 2 canali con risoluzione a 8 bit e una frequenza di campionamento di 2 kSP. Formattare i dati convertiti digitalmente in un array e trasmetterli tramite Bluetooth Low Energy (BLE) utilizzando lo strumento di sviluppo software designato.
- Caricare il firmware sull'MCU prima della distribuzione.
- Programma di monitoraggio in tempo reale
- Prepara un programma per tracciare i dati ricevuti tramite BLE in tempo reale. Per questo studio, viene sviluppata un'applicazione di tracciatura basata su Python, che memorizza anche i dati grezzi in una posizione specificata (File di codifica supplementare 2).
NOTA: Il sistema può riscontrare un ritardo del buffer di campionamento di massimo 50 ms e un ritardo di comunicazione wireless di circa 10 ms19,20.
- Prepara un programma per tracciare i dati ricevuti tramite BLE in tempo reale. Per questo studio, viene sviluppata un'applicazione di tracciatura basata su Python, che memorizza anche i dati grezzi in una posizione specificata (File di codifica supplementare 2).
6. Test sul tapis roulant
- Collegare la batteria al circuito preparato e collegare il PCB al connettore, come mostrato in Figura 6A.
- Eseguire il programma di monitoraggio sul PC e stabilire la connettività wireless con il PCB del circuito.
- Posiziona il ratto sul tapis roulant e monitora la forma d'onda EMG. Per questo studio, il tapis roulant è impostato a una velocità di 25 m/min (Figura 6B).
7. Analisi dei dati
- Caricare i dati EMG memorizzati in . Formato CSV.
- Applicare metodi di elaborazione del segnale per rimuovere il rumore indesiderato e i segnali di interferenza.
NOTA: Il rilevamento dell'inviluppo e l'analisi spettrale possono essere ulteriormente eseguiti per analizzare l'affaticamento muscolare e la simmetria nell'attività motoria.
Risultati
In questo studio viene presentato un semplice metodo senza fili per l'acquisizione di segnali elettromiografici (EMG). Sebbene sia necessaria una procedura chirurgica, viene praticata un'incisione parziale solo nella zona specifica per l'inserimento dell'elettrodo e il fissaggio del connettore, riducendo così in modo significativo il carico sull'animale. In questa dimostrazione, gli elettrodi sono stati inseriti negli arti inferiori, ma studi elettrofisiologici simili possono essere condotti in diverse altre aree utilizzando lo stesso metodo. Questo approccio offre il vantaggio di consentire la misurazione continua dei segnali elettrofisiologici senza l'utilizzo di cavi di collegamento e senza imporre restrizioni comportamentali. Il circuito PCB ha un diametro di 9 mm, un'altezza di 3 mm e un peso totale di 3 g. La sostituzione della batteria è semplice e il sistema proposto permette il monitoraggio continuo del comportamento motorio. Una fotografia che mostra il fissaggio del connettore e del dispositivo, nonché l'andamento del segnale EMG, è riportata nella Figura 7.
In questo studio, un tapis roulant è stato utilizzato per analizzare i modelli di movimento dei ratti. Il tapis roulant è uno strumento efficace per l'analisi del movimento animale17, che consente la valutazione di problemi muscolari o neurologici. Sebbene possa essere utilizzato anche per studiare il movimento libero nei ratti, questo esperimento ha l'obiettivo specifico di analizzare le anomalie del movimento causate da diverse condizioni. Per raggiungere questo scopo, è necessario un movimento continuo e ripetitivo, rendendo il tapis roulant una scelta adeguata per i nostri fini.
Per analizzare la locomozione animale mediante EMG si possono utilizzare diversi metodi. Tra questi, l'indice di simmetria è stato impiegato nell'analisi comportamentale21,22. L'indice di simmetria misura l'equilibrio dell'attività tra due muscoli situati su lati opposti del corpo, e noi lo abbiamo utilizzato per valutare il recupero dopo un ictus.
Figura 1: Procedura di preparazione dell'elettrodo a filo. (A) Illustrazione della struttura del filo e della posizione in cui rimuovere l'isolamento. Devono essere fatti tre nodi quando si inseriscono i fili nei muscoli per evitare un inserimento eccessivo. (B) L'isolamento è completamente rimosso all'estremità del filo. (C) L'isolamento è parzialmente rimosso per facilitare il contatto con il muscolo. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 2: Processo di assemblaggio dell'elettrodo a filo e del connettore. (A) Preparazione dei materiali per l'assemblaggio. (B) Inserimento del filo nella componente metallica. (C) Saldatura del filo alle componenti metalliche. (D) Passaggio del filo attraverso l'apertura della carcassa in plastica. (E) Inserimento del filo e delle componenti metalliche nella carcassa in plastica. (F) Completamento dell'assemblaggio per tutti i fili e utilizzo di adesivo cianoacrilato per fissare la carcassa in plastica alla guida del punto (parte grigia). Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 3: Strumenti chirurgici necessari per la procedura. Una serie di strumenti chirurgici richiesti per la procedura, inclusi (1) ago per sutura, (2) pinze, (3) pinze, (4) forbici chirurgiche, (5) forbici fini, (6-7) emostati, (8) pinzetta per ago e (9) elettrodo preparato. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 4: Procedura di fissaggio del filo dell'elettrodo. (A) Posizioni delle incisioni sul dorso e sulla zampa. (B) Inserimento del pinza atraumatica attraverso l'incisione per afferrare il filo. (C) Estrazione del filo dall'incisione. (D) Tecnica di sutura sul muscolo bersaglio, posizionamento degli elettrodi attorno alla parte più spessa del muscolo con un interasse di 5 mm. (E) Stato finale al termine dell'intervento. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 5: Posizionamento del connettore. (A) Sutura sotto il connettore. (B) Fissaggio del connettore con filo di sutura. (C) Applicazione di adesivo sulla parte superiore del connettore e posizionamento di uno schermo metallico per protezione. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 6: Dimostrazione dell'acquisizione del segnale EMG. (A) Fotografia del sistema di acquisizione EMG montato su un ratto. (B) Esecuzione di un test su tapis roulant a una velocità di 25 m/min. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 7: Segnale EMG misurato e forma d'onda EMG incapsulata. (A) La forma d'onda grezza del segnale EMG misurato. (B) Segnale EMG filtrato utilizzato per ottenere l'inviluppo. (C) Forma d'onda incapsulata con una linea soglia per l'analisi dell'indice di simmetria. Cliccare qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura supplementare 1: Schema del layout del circuito PCB. Una rappresentazione schematica del layout del circuito della scheda a circuito stampato (PCB), che illustra la disposizione dei componenti e delle connessioni. Cliccare qui per scaricare questa figura.
Figura Supplementare 2: Progettazione del circuito PCB dello strato posteriore. Progettazione dello strato posteriore della scheda a circuito stampato (PCB), con dettaglio dei posizionamenti dei componenti e del routing per la circuitazione. Cliccare qui per scaricare questa figura.
Figura supplementare 3: Progetto del circuito PCB del layer superiore. Progetto del layer superiore della scheda a circuito stampato (PCB), che mostra la disposizione dei componenti e delle connessioni elettriche. Cliccare qui per scaricare questa figura.
File di codice supplementare 1: Preparazione del firmware per la configurazione dell'ADC. Istruzioni per la preparazione del firmware necessario a configurare un convertitore analogico-digitale (ADC) a 2 canali con una risoluzione di 8 bit e una frequenza di campionamento di 2 campioni al secondo (kSPs). Cliccare qui per scaricare questo file.
File di codice supplementare 2: Applicazione per la creazione di grafici basata su Python. Descrizione dell'applicazione basata su Python utilizzata in questo studio per la visualizzazione e l'analisi dei dati. Cliccare qui per scaricare questo file.
Discussione
Questo lavoro presenta un sistema di acquisizione per elettromiografia (EMG) piccolo, facile da implementare, a basso costo e wireless. Il sistema previene efficacemente la degradazione del segnale causata dai cavi, in quanto non si basa su apparecchiature di misurazione esterne cablate. Montando il connettore sul retro anziché sulla testa, il processo chirurgico diventa notevolmente più semplice, riducendo il rischio di complicanze. Questa configurazione riduce anche al minimo le possibilità che la piattaforma urti contro le pareti laterali, il che può portare ad artefatti di segnale. Inoltre, allevia l'affaticamento del collo, poiché il peso concentrato non viene posizionato sulla testa.
Il protocollo comprende diverse fasi critiche, in particolare la preparazione precisa degli elettrodi intramuscolari e l'accurato posizionamento dei connettori. Assicurarsi che l'isolamento sia smontato accuratamente e che i nodi siano legati correttamente è essenziale per evitare un inserimento eccessivo durante il posizionamento dell'elettrodo1. Inoltre, il monitoraggio del sito chirurgico post-operatorio è fondamentale per identificare precocemente le potenziali complicanze, garantendo così il benessere degli animali coinvolti.
Sebbene la tecnica proposta sia robusta, alcune modifiche possono migliorarne l'efficacia. Ad esempio, la regolazione della lunghezza degli elettrodi in base alla dimensione specifica del muscolo può migliorare la qualità del contatto. Inoltre, in caso di perdita di segnale o rumore durante le misurazioni, la risoluzione dei problemi potrebbe comportare il controllo dei collegamenti e la garanzia che il dispositivo sia adeguatamente schermato dalle interferenze elettromagnetiche6. Fornire un'adeguata formazione all'équipe chirurgica può anche mitigare gli errori procedurali, migliorando le percentuali di successo complessive.
Nonostante i suoi vantaggi, il dispositivo pesa circa 3 g, il che non è problematico per i ratti ma può causare disagio nei topi più piccoli o più giovani. Questo disagio potrebbe potenzialmente influenzare i loro modelli di andatura, influenzando così l'analisi comportamentale tramite EMGore; Il dispositivo o il connettore non possono essere protetti se il ratto viene lasciato incustodito nella gabbia, il che comporta un rischio di danni13. È stato implementato un involucro metallico per la protezione quando il dispositivo non è in uso, ma ulteriori sviluppi potrebbero migliorare questo aspetto.
L'importanza di questo sistema risiede nella sua capacità di fornire registrazioni EMG continue e di alta qualità senza i vincoli imposti dai dispositivi collegati. I metodi tradizionali, tra cui cavi di ancoraggio e dispositivi impiantabili di grandi dimensioni, spesso limitano il movimento degli animali e possono indurre stress, distorcendo così i risultati5. La tecnica offre un approccio più umano pur mantenendo un'elevata fedeltà nella raccolta dei dati, che è fondamentale per comprendere la funzione motoria e il recupero in vari contesti sperimentali3.
Nel lavoro futuro, ci sono numerose applicazioni per questa tecnica. Mentre l'attuale studio si è concentrato sul muscolo gastrocnemio mediale (MG) per valutare la simmetria muscolare durante l'andatura, la metodologia può essere adattata ad altri muscoli e persino estesa alle misurazioni dell'elettrocardiogramma (ECG). L'aumento del numero di elettrodi consentirebbe la raccolta simultanea del segnale da più siti11, facilitando analisi complete della coordinazione e della funzione muscolare. Questo progresso potrebbe portare a intuizioni sulle strategie di riabilitazione per il recupero dall'ictus e da altre condizioni neuromuscolari.
In conclusione, il sistema di acquisizione EMG proposto presenta un progresso significativo nel campo degli studi sulla locomozione animale. Affrontando i limiti dei metodi esistenti e fornendo una piattaforma versatile per la ricerca futura, questo sistema promette di migliorare la nostra comprensione della funzione motoria e del recupero in vari contesti sperimentali.
Dichiarazioni
Tutti gli autori non hanno conflitti di interesse.
Ringraziamenti
Questa ricerca è stata finanziata dalla National Research Foundation of Korea (NRF-2020M3A9E4104385) e dal Nanomedical Devices Development Project del National Nano Fab Center (numero di sovvenzione: 1711160154).
Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| Piastra in nichel di spessore 0,2 mm | Qualsiasi venditore | ||
| Cubicon di filamento per stampa 3D | A-100 | ||
| 7 settimane RAT | JABIO | SD (DBL) [7W M] | |
| Adesivo | Okong | 1028453 | per il fissaggio dello scudo |
| ANT1 | Johanson Technology Inc. | 2450AT07A0100001T | |
| C1, C15, C16, C20 | Vishay | 1n | 0201(0603)metrico |
| C10, C13 | Vishay | 100p | 0201(0603)metrico |
| C11, C12 | Vishay | 4p | 0201(0603)metrico |
| C14, C19 | Vishay | 0.39n | 0201(0603)metrico |
| C2, C17 | Vishay | 22n | 0201(0603)metrico |
| C3, C5, C6 | Vishay | 0.1u | 0201(0603)metrico |
| C4, C18 | Vishay | 2.2u | 0201(0603)metrico |
| C7 | Vishay | 4.7u | 0402(1005)metrico |
| C8, C21 | Vishay | 1u | 0201(0603)metrico |
| C9 | Vishay | 1p | 0201(0603)metrico |
| Gabbia | JEUNG DO B& P | JD-C-02 | |
| Panno pulito | kimberly | 41112 | |
| Accessorio connettore | Harwin | M20-1060400 | Alloggiamento in plastica |
| Accessorio connettore | Harwin | M20-1180042 | Parte metallica |
| Tagliacapelli elettrico | Buzz | RFC-928 | |
| Pistola termica | QUICK | 861DW | |
| IC1, IC3 | Analog Device | AD8232 | Per la misurazione EMG AFE |
| IC2 | Nordic Semiconductor | nRF52832-CIAA | |
| Isoflurane | Hana Pharm | 657801261 | |
| L1 | Vishay | 3.3n | 0201 (0603)batteria Li-po metrica |
| TheHan | TW402025 | 13 mm * 10 mm * 4 mm, 30mAh | |
| Connettore pin | Harwin | M22-2530505 | |
| R1, R2, R9, R10, R13, R14, R21, R22 | Vishay | 10M | 0201 (0603) metrico |
| R11, R23 | Vishay | 100k | 0201 (0603) metrico |
| R12, R24 | Vishay | 1M | 0201 (0603) metrico |
| R3, R4, R5, R7, R15, R16, R17, R19 | Vishay | 180k | 0201 (0603) metrico |
| R6, R18 | Vishay | 160k | 0201 (0603) metrico |
| R8, R20 | Vishay | 768k | 0201 (0603) filo per |
| saldatura metrico | Alpha | metal | |
| saldatore | Hakko | FX-951 | |
| Fili in acciaio inossidabile rivestiti con Teflon | A-M Systems | 793200 | |
| Ago da sutura... | AILEE | 301289 | |
| Filo di sutura | Ethicon | 604G | |
| Tapis roulant | Daejong Bio | DJ2-243 | |
| U1 | Torex Semiconductor | XC6204B332DR-G | |
| Y1 | Murata Electronics | XRCTD32M000N1P1AR0 |
Riferimenti
- Farina, D., Enoka, R. M. Evolution of surface electromyography: From muscle electrophysiology towards neural recording and interfacing. J Electromyogr Kinesiol. 71, 102796(2023).
- Kim, C., et al. A wearable ECG monitoring system using microneedle electrodes for small animals. IEEE Sens J. 23 (18), 21873-21881 (2023).
- Kristl, A. C., Akay, T., Miri, A. Recording forelimb muscle activity in head-fixed mice with chronically implanted EMG electrodes. J Vis Exp. 205, e66584(2024).
- Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiology. 34 (1), 5-13 (2019).
- Scholle, H. C., et al. A surface EMG multi-electrode technique for characterizing muscle activation patterns in mice during treadmill locomotion. J Neurosci Methods. 146 (2), 174-182 (2005).
- Tysseling, V. M., et al. Design and evaluation of a chronic EMG multichannel detection system for long-term recordings of hindlimb muscles in behaving mice. J Electromyogr Kinesiol. 23 (3), 531-539 (2013).
- Shafer, B., Welle, C., Vasudevan, S. A rat model for assessing the long-term safety and performance of peripheral nerve electrode arrays. J Neurosci Methods. 328, 108437(2019).
- Teruya, P. Y., et al. Quantifying muscle alterations in a Parkinson's disease animal model using electromyographic biomarkers. Med Biol Eng Comput. 59 (9), 1735-1749 (2021).
- Kloefkorn, H., et al. Non-invasive three-state sleep-wake staging in mice using electric field sensors. J Neurosci Methods. 344, 108834(2020).
- Jensen, V. N., Romer, S. H., Turner, S. M., Crone, S. A. Repeated measurement of respiratory muscle activity and ventilation in mouse models of neuromuscular disease. J Vis Exp. (122), e55599(2017).
- Zealear, D., Li, Y., Huang, S. An implantable system for chronic in vivo electromyography. J Vis Exp. (158), e60345(2020).
- Shon, A., Brakel, K., Hook, M., Park, H. Fully implantable plantar cutaneous augmentation system for rats using closed-loop electrical nerve stimulation. IEEE Trans Biomed Circuits Syst. 15 (2), 326-338 (2021).
- Ouyang, W., et al. A wireless and battery-less implant for multimodal closed-loop neuromodulation in small animals. Nat Biomed Eng. 7 (10), 1252-1269 (2023).
- Zhou, Y., Liu, C., Huang, Y. Wireless power transfer for implanted medical applications: A review. Energies. 13 (11), 2837(2020).
- Zymantiene, J., et al. Effect of electromagnetic field exposure on mouse brain morphological and histopathological profiling. J Vet Res. 64 (2), 319-324 (2020).
- Ebrahim, S., Azab, A., Albasha, M., Albishti, N. The biological effects of electromagnetic fields on human and experimental animals. Int Res J Nat Appl Sci. 3, 106-121 (2016).
- Wakeling, J. M., Tijs, C., Konow, N., Biewener, A. A. Modeling muscle function using experimentally determined subject-specific muscle properties. J Biomech. 117, 110242(2021).
- Westerga, J., Gramsbergen, A. Changes in the electromyogram of two major hindlimb muscles during locomotor development in the rat. Exp Brain Res. 92 (3), 479-488 (1993).
- Tosi, J., Taffoni, F., Santacatterina, M., Sannino, R., Formica, D. Performance evaluation of Bluetooth low energy: A systematic review. Sensors. 17 (12), 28988(2017).
- IEEE Health Informatics-PoC medical device communication Part 00101: Guide-Guidelines for the use of RF wireless technology. IEEE Std 11073-00101-2008. , 1-125 (2008).
- Xu, Y., et al. Rehabilitation effects of fatigue-controlled treadmill training after stroke: A rat model study. Front Bioeng Biotechnol. 8, 590013(2020).
- Nigg, S., Vienneau, J., Maurer, C., Nigg, B. M. Development of a symmetry index using discrete variables. Gait Posture. 38 (1), 115-119 (2013).
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