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Articolo metodologico

Modellazione del consumo di alcol nei roditori utilizzando l'uso di due bottiglie di alcol in gabbia domestica e l'analisi microstrutturale

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DOI:

10.3791/67486

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8 novembre 2024

 ,  , 
1Center for Alcohol Research in Epigenetics, Department of Psychiatry, University of Illinois Chicago

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo descrive un paradigma standard di consumo in gabbia domestica con accesso intermittente a due bottiglie per modellare il consumo di alcol nei ratti. Inoltre, fornisce istruzioni dettagliate per aumentare il protocollo standard con un sistema di rilevamento delle leccate fai-da-te che consente l'analisi microstrutturale del comportamento nel bere.

Abstract

Il consumo casalingo in gabbia a due bottiglie è uno dei paradigmi più utilizzati per studiare il consumo di etanolo nei roditori. Nella sua forma più semplice, gli animali hanno accesso a due borracce, una delle quali contiene normale acqua del rubinetto e l'altra etanolo, con l'assunzione giornaliera misurata dalla variazione del peso della bottiglia nel periodo di 24 ore. Di conseguenza, questo approccio non richiede attrezzature di laboratorio specializzate. Mentre tale facilità di implementazione è probabilmente il maggior contributo alla sua adozione diffusa da parte dei ricercatori preclinici sull'alcol, la risoluzione dei dati sul consumo acquisiti utilizzando questo approccio è limitata dal numero di volte in cui il ricercatore misura il peso della bottiglia (ad esempio, una volta al giorno). Tuttavia, il desiderio di esaminare i modelli di consumo nel contesto dell'assunzione complessiva, degli interventi farmacologici e delle manipolazioni neuronali ha spinto lo sviluppo di sistemi di rilevamento delle leccate in gabbia domestica in grado di acquisire dati a livello di singole leccate. Sebbene un certo numero di questi sistemi sia stato sviluppato di recente, il sistema open source, LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home cage Device), ha raccolto una notevole attenzione nel settore per la sua convenienza e facilità d'uso. Sebbene eccitante, questo sistema è stato progettato per l'uso nei topi. Qui, esaminiamo le procedure appropriate per il consumo di alcol in gabbia domestica standard e dotato di leccometro a due bottiglie. Introduciamo anche metodi per adattare il sistema LIQ HD ai ratti, comprese le modifiche hardware per adattarsi a gabbie di dimensioni maggiori e un portabottiglie stampato in 3D ridisegnato compatibile con le borracce standard standard. Utilizzando questo approccio, i ricercatori possono esaminare in parallelo i modelli di consumo quotidiano oltre ai livelli di assunzione in molti ratti, aumentando così la risoluzione dei dati acquisiti con un investimento minimo in risorse aggiuntive. Questi metodi offrono ai ricercatori la flessibilità di utilizzare bottiglie standard o un apparecchio dotato di leccometro per interrogare i meccanismi neurobiologici alla base del consumo di alcol a seconda delle loro precise esigenze sperimentali.

Introduzione

Sebbene l'uso moderato di alcol sia stato storicamente associato a benefici per la salute moderati, recenti studi completi su larga scala hanno rivelato che nessuna quantità di consumo di alcol è sicura1,2. In effetti, l'uso di alcol è il 7° fattore di rischio principale per la morte e la disabilità a livello globale1 con individui che bevono anche piccole quantità di alcol che hanno un aumentato rischio di cancro, malattie infettive e lesioni1,3. Negli Stati Uniti, i decessi per uso di alcol sono aumentati di quasi il 30% tra il 2016 e il 20214. È importante sottolineare che il rischio di morte e invalidità aumenta monotonicamente con l'aumento del consumo1.

Sebbene gli studi sull'uomo abbiano fornito preziose informazioni sulla neurobiologia dell'uso e dell'abuso di alcol, il controllo sperimentale offerto dai modelli animali è fondamentale per una comprensione approfondita dei meccanismi alla base del comportamento di consumo e del rischio di bere pesantemente. Questi modelli sono anche strumenti preziosi per lo sviluppo di trattamenti volti a ridurre il consumo incontrollato. Il consumo casalingo in gabbia a due bottiglie è uno dei paradigmi preclinici più utilizzati per studiare il consumo di alcol nei roditori. Ciò è dovuto, in gran parte, alla sua facilità di implementazione, in quanto consente di misurare il consumo volontario totale di alcol e la preferenza senza la necessità di apparecchiature di ricerca specializzate o analisi complesse. Utilizzando questo approccio, i ricercatori possono raccogliere misurazioni agli intervalli desiderati (ad esempio, ore, giorni, settimane) calcolando la variazione di peso della bottiglia dall'inizio alla fine di una sessione di consumo. Variazioni su questo metodo di base sono state utilizzate da molti nel campo per facilitare livelli di assunzione di alcol da bassi a moderati a binge sia per brevi che per lunghi periodi di tempo. Ad esempio, sono state utilizzate procedure di scelta continua e intermittente di due bottiglie per facilitare livelli bassi e moderati di assunzione di alcol, rispettivamente, sia nei topi5 che nei ratti6,7,8. Gli stessi paradigmi possono promuovere alti livelli di assunzione nei ceppi che preferiscono l'alcol7,9. In alternativa, è stato dimostrato che un adattamento di questo metodo che limita l'accesso all'alcol a 2-4 ore al giorno a partire da circa 3 ore dopo l'inizio del ciclo del buio genera binge drinking nei topi (ad esempio, bere al buio)10,11. Ulteriori variazioni di questi metodi sono state utilizzate in combinazione con metodi che facilitano la dipendenza da alcol (ad esempio, esposizione cronica intermittente al vapore di etanolo) per esaminare l'escalation del consumo volontario di alcol durante l'astinenza12,13,14,15,16,17,18,19.

Sebbene ampiamente adottato dal settore, l'approccio standard di misurare l'assunzione di alcol in base alla variazione del peso della bottiglia è limitato in risoluzione al consumo totale per sessione di consumo. Di conseguenza, questo approccio non è in grado di catturare i modelli di consumo, che sono ben noti per influenzare sia il rischio che la gravità del disturbo da uso di alcol (AUD)20,21,22. In effetti, l'assunzione media di un individuo nel tempo può essere una conseguenza di diversi episodi di consumo pesante o di molti episodi di consumo di alcol, ciascuno associato a un consumo relativamente basso e queste sfumature non vengono rilevate quando il consumo viene misurato come assunzione totale per sessione di consumo. È importante sottolineare che negli individui con AUD si osservano un numero significativamente maggiore di episodi di consumo associati a grandi attacchi di consumo (ad esempio, deglutizione) rispetto ai controlli sani23 e i dati nei primati non umani suggeriscono che gli individui che stabiliscono un modello di consumo di alcol che include grandi attacchi di consumo all'inizio della loro storia alcolica sono a rischio significativo di AUD22. Inoltre, gli episodi di consumo che includono ampi periodi di consumo aumentano significativamente il rischio di morbilità e mortalità indipendentemente dalla diagnosi di AUD21. Nel complesso, questi dati hanno portato a un maggiore interesse nell'esaminare i modelli di consumo oltre ai livelli di assunzione complessiva nei modelli preclinici e hanno stimolato lo sviluppo di una serie di sistemi di varia complessità che sono in grado di acquisire dati sul consumo a livello di singole leccate.

Tra i primi c'è stato lo sviluppo di un sistema a due bottiglie dotato di rilevamento del lick del fotoraggio progettato per l'uso nei topi24. Questo sistema è stato successivamente adattato da un gruppo separato per l'uso in rats25. Negli anni successivi, sono state utilizzate variazioni su questo tema per sviluppare sistemi simili contenuti all'interno di alloggi personalizzati per roditori26, che consentono il rilevamento delle leccate di singoli animali socialmente alloggiati27,28 e che catturano sia il comportamento alimentare che quello di bere29. Tra questi, LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home cage Device)30 ha raccolto un'attenzione significativa per l'offerta di un sistema per l'uso nei mouse che è parallelo alla facilità di implementazione e all'accessibilità del sistema sviluppato da Godnyuck et al.24. Questo sistema utilizza il rilevamento capacitivo per rilevare direttamente il contatto tra la linguetta e il tubo del sorso in metallo conduttivo, al contrario delle misure indirette come l'avvicinamento o l'interazione del sorso che si ottengono utilizzando il sistema di rilevamento del fotoraggio. Gli autori forniscono dati che dimostrano che il loro sistema di rilevamento capacitivo offre una precisione e una sensibilità significativamente maggiori nel rilevamento delle leccate, producendo correlazioni più forti tra il numero di leccate e la variazione del peso della bottiglia rispetto al rilevamento del fotoraggio. Gli autori dimostrano inoltre la capacità di utilizzare questo sistema in combinazione con un paradigma di consumo in gabbia domestica ad accesso continuo a due bottiglie per catturare le misure della microstruttura del consumo di alcol oltre alle misure dell'assunzione giornaliera complessiva30.

Qui, descriviamo le procedure per il consumo di alcol in gabbia domestica a due bottiglie utilizzando un approccio standard, nonché metodi che consentono il rilevamento del lick (Figura 1). Introduciamo anche metodi per la creazione e l'implementazione di LIQ HDR, un adattamento di LIQ HD30 per l'uso nei ratti che include modifiche hardware per adattarsi a gabbie di dimensioni maggiori e un portabottiglie stampato in 3D ridisegnato compatibile con le bottiglie standard standard. Questi metodi offrono ai ricercatori la flessibilità di utilizzare un approccio standard o dotato di leccometro a seconda delle loro risorse sperimentali e delle esigenze di raccolta dei dati.

Di seguito è riportata una descrizione dei materiali necessari e istruzioni dettagliate per catturare l'uso domestico del consumo in gabbia utilizzando la procedura di consumo a scelta a due bottiglie ad accesso intermittente adattata da Simms et al.7. In questa procedura, ai ratti viene fornito l'accesso 24 ore su 24 a due bottiglie per bere 7 giorni alla settimana. Il lunedì, il mercoledì e il venerdì (MWF), i ratti ricevono una bottiglia contenente acqua (H2O) e un'altra bottiglia contenente etanolo (EtOH). Queste bottiglie vengono rimosse il martedì, il giovedì e il sabato (TRS) e sostituite con due bottiglie d'acqua. I ratti bevono dalle stesse due bottiglie d'acqua il sabato e la domenica. Si noti che questi metodi possono essere facilmente regolati per programmi alternativi di accesso all'etanolo (ad esempio, continuo, abbuffata, ecc.), se lo si desidera. Vengono fornite istruzioni separate per gli approcci standard e dotati di lecometro.

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Protocollo

Tutti i dati rappresentativi sono stati raccolti utilizzando ratti adulti Long-Evans allevati singolarmente, con l'approvazione del Comitato per la Cura e l'Uso degli Animali da Laboratorio dell'Università dell'Illinois di Chicago e nel rispetto delle Linee guida NIH per la Cura e l'Uso degli Animali da Laboratorio. L'allevamento singolo è necessario per monitorare accuratamente il consumo di liquidi di ciascun soggetto. Alla loro consegna, i ratti adulti maschi (n = 38) e femmine (n = 22) di ceppo Long-Evans avevano un'età compresa tra P50 e P80 e sono stati lasciati ambientare al vivario per una settimana prima dell'inizio dell'esperimento. I ratti avevano ad libitum accesso a mangime standard (Teklad 7912, Envigo) e acqua, salvo diversamente indicato.

1. Preparazione prima dell'esperimento

  1. Etichettare le bottiglie per bere come H2O o EtOH. Quindi, assegnare a ciascun ratto un'etichetta identificativa univoca per una bottiglia di H2O e una di EtOH per i giorni LMV e due bottiglie di H2O per i giorni MVS.
    NOTA: In alternativa, utilizzare nastro adesivo di colori diversi per identificare le bottiglie di H2O e di EtOH, al fine di ridurre il rischio di errori durante la sostituzione delle bottiglie.
  2. Riempire le bottiglie di H2O con acqua potabile un giorno prima della data di inizio dell'esperimento. Preparare la soluzione di EtOH mescolando EtOH al 190 proof con acqua potabile (20% v/v) un giorno prima della data di inizio dell'esperimento.
    ATTENZIONE: È fondamentale utilizzare EtOH non denaturato, poiché l'EtOH denaturato è tossico.
  3. Preparare una gabbia vuota sulla stessa scaffalatura dei ratti coinvolti nell'esperimento. Questa gabbia verrà utilizzata per calcolare il versamento.
  4. Equipaggiare le gabbie con il sistema LIQ HDR se utilizzato (vedere passaggio 3, Figura 2, Figura 3, Figura 4, Figura 5, Figura 6 e Figura Supplementare 1).
  5. Stabilire l'orario preciso della giornata per la sostituzione delle bottiglie prima dell'inizio dello studio. Le bottiglie devono essere sostituite ogni giorno allo stesso orario per ottenere una misurazione accurata del consumo in 24 ore.
    NOTA: Studi precedenti hanno dimostrato che i roditori mostrano il grado maggiore di consumo subito dopo l'inizio del ciclo scuro10,31. Pertanto, per registrare l'assunzione durante questo periodo di elevata attività (vedere passaggio 2.3.1 per registrare il consumo simile a binge), si raccomanda di effettuare la sostituzione delle bottiglie 30-60 minuti dopo lo spegnimento delle luci. Utilizzare lampade rosse durante la sostituzione per consentire la visualizzazione senza interrompere il ciclo luce-buio.

2. Procedure quotidiane e manutenzione

  1. Nel primo giorno dell'esperimento, eseguire le seguenti operazioni.
    1. Rimuovere le bottiglie d'acqua standard dalle gabbie.
    2. Facoltativo: spesso i ratti urtano il coperchio della gabbia mentre cercano il cibo, causando fuoriuscite che non possono essere corrette con la gabbia per fuoriuscite vuota. L'uso di contenitori per il cibo all'interno della gabbia può ridurre questo problema. Se si utilizzano, rimuovere il cibo dal coperchio della gabbia, aggiungere un contenitore per il cibo all'interno della gabbia e riempirlo con il mangime. Assicurarsi che lo spazio disponibile sul fondo della gabbia per il ratto rispetti le linee guida istituzionali, in base alle dimensioni della gabbia e del contenitore per il cibo.
    3. Informare il personale addetto alla cura e all'allevamento, se applicabile, che il personale di ricerca fornirà cibo e acqua per tutta la durata dell'esperimento.
    4. Le sostituzioni della gabbia possono interferire con la raccolta dei dati. Eseguire le sostituzioni contemporaneamente alla misurazione del peso corporeo. I ricercatori che scelgono di farlo devono informare di conseguenza il personale addetto alla cura e all'allevamento.
  2. Negli giorni successivi, seguire le procedure descritte di seguito.
    NOTA: ricordare che qualsiasi movimento delle gabbie e delle bottiglie può causare fuoriuscite. Pertanto, è fondamentale essere delicati nei movimenti e utilizzare gli stessi metodi per applicare e rimuovere le bottiglie sulla gabbia per fuoriuscite impiegati per le gabbie dei ratti.
    1. Entrare nella stanza prima dell'orario di cambio delle bottiglie, assicurandosi di avere tempo sufficiente per eseguire i passaggi seguenti, e posizionare le nuove bottiglie sulle gabbie all'orario previsto per l'inizio della sessione.
    2. Rimuovere i tappi filtranti dalle gabbie. Se MWF, procedere al punto 2.2.3. Se TRS, procedere al punto 2.2.4.
    3. Nel lunedì, mercoledì e venerdì, rimuovere le bottiglie TRS dai coperchi delle gabbie. Pesare le bottiglie MWF (una di EtOH e una di H2O). Registrare il peso iniziale delle bottiglie per la sessione odierna di consumo. Fornire ulteriore cibo sul coperchio della gabbia o nei contenitori per il cibo, se necessario. All'orario designato per l'inizio della sessione, posizionare le bottiglie sul coperchio della gabbia di ciascun ratto con l'etichetta rivolta verso l'alto, in modo che i ratti non mordano l'etichetta della bottiglia.
      NOTA: di norma, il consumo di acqua non viene registrato né riportato per TRS, ma i ricercatori possono eventualmente raccogliere questi dati ottenendo i pesi iniziali e finali delle bottiglie come descritto ai punti 2.2.3 e 2.2.4, se lo desiderano. Il lato per la bottiglia di EtOH deve essere alternato dopo ogni sessione di consumo, per evitare lo sviluppo di una preferenza laterale che potrebbe alterare involontariamente i dati di consumo.
      1. Facoltativo: studi precedenti hanno dimostrato che molti ratti mostrano un consumo simile a una sbronca all'inizio della sessione di consumo8,32,33. La maggior parte dei ricercatori che studiano il consumo eccessivo in questo periodo riporta l'assunzione nei primi 30-60 minuti della sessione. Per ottenere dati sull'assunzione durante questo possibile episodio di consumo eccessivo, seguire i passaggi descritti di seguito.
      2. Impostare un timer dopo aver posizionato le bottiglie sull'ultima gabbia. Lasciare la stanza senza disturbi durante il periodo di tempo misurato.
      3. Rientrare nella stanza quando il timer suona. Rimuovere le bottiglie di EtOH e H2O e registrare i loro pesi. Riportare le bottiglie di EtOH e H2O sulle gabbie.
        NOTA: questo passaggio non è necessario per rilevare episodi di consumo eccessivo quando si utilizza un sistema dotato di rilevamento dei leccamenti.
    4. Nel martedì, giovedì e sabato, rimuovere le bottiglie MWF dalle gabbie all'orario designato di fine sessione, corrispondente a 24 h dopo l'orario di inizio. Pesare ciascuna bottiglia e registrare il peso finale per la sessione di consumo MWF. Ottenere e registrare il peso corporeo di ciascun ratto. Se necessario, fornire ulteriore cibo sul coperchio della gabbia o nei contenitori per il cibo. Posizionare le bottiglie di H2O TRS sul coperchio della gabbia di ciascun ratto con l'etichetta rivolta verso l'alto, in modo che i ratti non mordano l'etichetta della bottiglia.
    5. Rimettere i tappi filtranti sulle gabbie e lasciare la stanza degli animali.
      NOTA: facoltativamente, coprire i beccucci delle bottiglie di EtOH per prevenire l'evaporazione. Se le sostituzioni delle gabbie sono effettuate dal personale di ricerca, designare un giorno alla settimana durante i compiti TRS per eseguire questa operazione. Posizionare ogni ratto in una gabbia pulita dopo averne misurato il peso corporeo.
  3. Lavare le bottiglie e rinnovare i liquidi con cadenza settimanale o bisettimanale, in conformità alle procedure istituzionali di cura e allevamento degli animali. Prestare attenzione a eseguire queste operazioni in modo da non interrompere le sessioni di consumo. Ad esempio, le bottiglie di H2O TRS possono essere lavate e riempite nuovamente dopo la rimozione nei giorni MWF. Analogamente, le bottiglie di H2O ed EtOH MWF possono essere lavate e riempite nuovamente dopo la rimozione nei giorni TRS.

3. Rilevamento delle leccate durante esperimenti di scelta tra due bottiglie

NOTA: I ricercatori interessati alla registrazione di dati di consumo ad alta risoluzione possono modificare la procedura sopra descritta aggiungendo ai contenitori la capacità di rilevare i lecchii. LIQ HD30 è un sistema fai-da-te (DIY) economico che consente questo tipo di raccolta dati nei topi. Le procedure descritte di seguito illustrano le modifiche necessarie per adattare LIQ HD all'uso nei ratti (denominato LIQ HDR). Consultare la Tabella dei Materiali per un elenco di tutti i componenti acquistati a livello commerciale e di quelli personalizzati stampati in 3D necessari per costruire un sistema di rilevamento dei lecchii, in grado di registrare dati di scelta tra due contenitori per fino a 18 ratti. I file .stl per la stampa 3D e le istruzioni sono disponibili sul sito web degli autori (www.ejgloverlab.com/3dprints).

  1. Configurazione delle unità del sensore capacitivo
    NOTA: Ogni sistema LIQ HDR è composto da tre unità di sensori capacitivi, che insieme registrano i dati dei lecchii da 36 bottiglie in parallelo, corrispondenti a 18 ratti alloggiati singolarmente. Ogni unità del sensore comprende una scheda di breakout per comunicazione differenziale I2C e una scheda del sensore capacitivo a 12 canali, che si collega ai liceometri di sei gabbie separate tramite sei coppie di cavi a 2 pin codificati a colori per ciascun liceometro (Figura 2A).
    1. Raccogliere i materiali necessari per costruire tutte e tre le unità del sensore capacitivo, come mostrato in Figura 2B, insieme agli strumenti di saldatura richiesti.
    2. Per iniziare a costruire l'unità del sensore A, coprire un connettore femmina a 2 pin con un tubo termorestringente rosso lungo 7 pollici, inserire i capi rosso e nero del cavo rispettivamente nei pin #0 e #1 della scheda del sensore (Figura 2C-1) e saldare in posizione (Figura 2C-2). Assicurarsi che il cavo sia posizionato sul lato anteriore della scheda del sensore, come mostrato, per disporre le gabbie in ordine numerico da sinistra a destra nel vivario senza sovrapposizione dei cavi e potenziali interruzioni della registrazione (vedere punto 3.6 e Figura 6).
    3. Coprire altri cinque cavi con tubi termorestringenti di colore diverso e saldarli ai pin #2-11 come indicato (Figura 2C-3). Assicurarsi che tutti i fili rossi siano saldati ai pin pari, che si collegheranno a tutte le bottiglie sul lato sinistro, e che tutti i fili neri siano saldati ai pin dispari, che si collegheranno a tutte le bottiglie sul lato destro.
    4. Coprire le saldature con colla a caldo su tutti i lati per protezione (Figura 2C-4). Etichettare i connettori in ordine numerico, assegnando un ID univoco a ciascun liceometro (Figura 2C-4).
    5. Per assemblare l'unità del sensore A, collegare la scheda del sensore A a un EndPoint della scheda di comunicazione tramite un cavo a 4 pin da 50 mm e collegare l'EndPoint all'uscita a 3,3 V dello shifter da 5 V a 3 V tramite un cavo a 4 pin da 100 mm (Figura 2D-1). Sebbene sia la scheda del sensore che la scheda di breakout di comunicazione abbiano due connettori a 4 pin identici, è comunque importante assicurarsi che il cablaggio sia esattamente come mostrato (Figura 2D-1 e Figura 2F) per utilizzare le custodie stampate in 3D per i sensori e la configurazione del vivario suggerita (vedere punto 3.6 e Figura 6). Inserire l'unità del sensore A all'interno della custodia stampata in 3D (Figura 2D-2). Chiudere delicatamente il coperchio, facendo attenzione a non schiacciare il cavo dello shifter (Figura 2D-3).
    6. Modificare gli indirizzi I2C delle schede del sensore B e C saldando un filo ponticello dal pin ADDR al pin 3Vo o SDA come indicato (Figura 2E).
    7. Saldare sei cavi femmina a connettore codificati a colori alle schede del sensore B e C utilizzando lo stesso ordine usato per la scheda A. Etichettare ciascun connettore con il numero ID corrispondente del liceometro. Collegare la scheda B al MidPoint della scheda di comunicazione e la C a un EndPoint tramite cavi a 4 pin da 50 mm (Figura 2F).
    8. Inserire le unità del sensore B e C nelle rispettive custodie stampate in 3D. Collegare in serie tutte e tre le unità del sensore con cavi Ethernet per completare la configurazione del sensore (Figura 2G).
  2. Configurazione dell'interfaccia del microcontrollore
    NOTA: L'interfaccia del microcontrollore LIQ HDR (Figura supplementare 1A) è identica a quella descritta per LIQ HD30, con modifiche di minima. Le procedure descritte di seguito forniscono una panoramica generale dei passaggi necessari per configurare l'interfaccia, con modifiche descritte ai punti 3.2.6 e 3.2.8. Si rimanda i ricercatori al protocollo originale e al tutorial video disponibile sulla pagina GitHub dell'autore per istruzioni dettagliate passo dopo passo30.
    1. Raccogliere i materiali e gli strumenti di saldatura necessari per costruire l'interfaccia del microcontrollore (Figura supplementare 1B). Sul lato posteriore dello schermo touch (Figura supplementare 1C-1), creare un ponticello di saldatura tra i pad di saldatura del retroilluminatore (Figura supplementare 1C-2).
    2. Sul lato posteriore della scheda di registrazione dati, interrompere la traccia del pad del ponticello del pin CS (Figura supplementare 1D-1). Sul lato anteriore del registratore dati, saldare un breve filo ponticello dal pin CS al pin #7 (Figura supplementare 1D-2).
    3. Per installare gli header di sovrapposizione degli shield, posizionarli prima sul retro dello shield touch (Figura supplementare 1E-1). Sovrapporre il registratore dati allo shield touch, stabilizzarlo con del nastro e saldare tutti i pin degli header al registratore dati (Figura supplementare 1E-2). Successivamente, rimuovere lo schermo touch.
    4. Montare i restanti header 2 x 3 sul microcontrollore (Figura supplementare 1F-1), quindi sovrapporre il registratore dati al microcontrollore prima di saldare gli header in posizione (Figura supplementare 1F-2).
    5. Inserire la batteria a bottone nel registratore dati (Figura supplementare 1G-1). Sovrapporre lo schermo touch al registratore dati (Figura supplementare 1G-1). Inserire la scheda microSD con il suo adattatore nel registratore dati (Figura supplementare 1G-2).
    6. Per realizzare il filo di messa a terra aggiuntivo, staccare un connettore maschio da un filo ponticello e spelare l'estremità fino a circa 1/4 di pollice (Figura supplementare 1H-1). Saldare un tratto di filo rigido spelato al filo ponticello e coprire la saldatura con tubo termorestringente (Figura supplementare 1H-2).
    7. Collegare i fili ponticello a 4 pin e il filo di messa a terra aggiuntivo al microcontrollore (Nero - GND, Rosso - 5V, Giallo - pin #21, Blu - pin #20, Figura supplementare 1I-1). Fissare i collegamenti con colla a caldo (Figura supplementare 1I-2). Facoltativamente, avvolgere i fili ponticello con tubo termorestringente (Figura supplementare 1I-2).
    8. Inserire l'interfaccia del microcontrollore completamente assemblata nella custodia stampata in 3D, facendo passare i fili ponticello a 4 pin e il filo di messa a terra attraverso l'apertura superiore (Figura supplementare 1J).
    9. Seguire il protocollo originale per l'installazione del software dell'interfaccia del microcontrollore30.
  3. Costruzione dei liceometri LIQ HDR
    NOTA: La stampa 3D personalizzata che sostiene le bottiglie è progettata per essere utilizzata con una bottiglia standard per roditori con un tubo bevitore di diametro di 8 mm (vedere Tabella dei Materiali, Figura 3A). Questo supporto per bottiglie può essere facilmente adattato per l'uso con bottiglie e tubi bevitore simili, con modifiche minime o nulle.
    1. Raccogliere i materiali, le stampe 3D e gli strumenti di saldatura necessari per costruire un liceometro come mostrato in Figura 3B. Notare che ogni sistema LIQ HDR supporta un massimo di 18 liceometri per 36 bottiglie.
    2. Per estendere il cavo del connettore maschio, spelare entrambe le estremità per circa 1/4 di pollice, così come i fili nero e rosso di estensione (Figura 3C-1).
    3. Saldare i fili di estensione al cavo del connettore (Figura 3C-2) e coprire le saldature con tubo termorestringente (Figura 3C-3). Coprire il cavo del connettore maschio con tubo termorestringente dello stesso colore del corrispondente cavo del connettore femmina sull'unità del sensore (Figura 3C-4).
    4. Per essere coerenti con il cablaggio della scheda del sensore (Figura 2), far passare il filo rosso e quello nero rispettivamente attraverso il passaggio interno sinistro e destro del supporto per bottiglie (Figura 3D-1).
    5. Saldare ciascun filo all'estremità del nastro di rame conduttivo lungo 1 ¾ pollici (Figura 3D-2) e piegare i nastri di rame a metà (Figura 3D-3).
    6. Svitare il nastro di rame e utilizzare una pinza per manovrarlo con attenzione all'interno della staffa del tubo bevitore (Figura 3E-1) prima di incollarlo saldamente alle pareti interne della staffa (Figura 3E-2). Assicurarsi che il lato con la saldatura del nastro di rame sia incollato alla parete più vicina alla linea mediana del supporto per bottiglie, come indicato (Figura 3E-2). Inserire un tubo bevitore nella staffa per premere saldamente il nastro contro la parete e preparare la staffa.
    7. Per rinforzare il lato con la saldatura del nastro di rame, che è meno adesivo e tende a staccarsi, applicare una goccia di colla a caldo sulla saldatura (Figura 3E-3). Spalmare la colla in modo da coprire sia il nastro di rame che qualsiasi porzione adiacente esposta della stampa 3D (Figura 3E-4).
    8. Fare passare il cavo attraverso il passaggio interno del proteggi-cavo (Figura 3F). Assicurarsi di selezionare il proteggi-cavo corretto (orientato a sinistra o a destra) per ciascun liceometro al fine di utilizzare la configurazione del vivario suggerita (vedere punto 3.6 e Figura 6). NOTA: I liceometri 5-6, 11-12 e 17-18, rappresentati con cavi di colore blu o viola nella configurazione attuale, richiedono un proteggi-cavo orientato a sinistra (Figura 4D-1), mentre tutti gli altri liceometri richiedono un proteggi-cavo orientato a destra (Figura 4D-2).
    9. Per installare la clip del cavo, inserire prima un filo nella scanalatura di una metà della clip (Figura 3G-1), quindi posizionare l'altra metà sopra il secondo filo e chiudere saldamente entrambe le metà con il dado (Figura 3G-2).
    10. Etichettare il connettore maschio con il numero ID corrispondente del liceometro (Figura 3H). Ripetere questi passaggi finché non sono stati costruiti tutti e 18 i liceometri.
  4. Installazione dei liceometri LIQ HDR
    NOTA: LIQ HDR è progettato per essere installato su una gabbia standard per ratti tipo "shoebox" con coperchio in rete metallica (Figura 4A-1).
    1. Individuare due coppie di aste con una distanza centro-centro di circa 75 mm sul coperchio in rete metallica della gabbia, in modo da ospitare il supporto per bottiglie. Utilizzare una pinza per aprire leggermente le aste metalliche intorno alle aperture del tubo bevitore. Isolare queste aste con nastro isolante per evitare contatti metallo-metallo tra i tubi bevitore e il coperchio della gabbia (Figura 4A-2).
      NOTA: Sebbene il nastro isolante non sia accessibile ai ratti e quindi non soggetto a masticamento, si raccomanda di smaltirlo alla fine dello studio e di non riutilizzarlo tra studi diversi.
    2. Installare il liceometro e il pannello in acrilico laserato spesso 1/8 di pollice sul coperchio della gabbia utilizzando due set di viti e dadi M5 (Figura 4B). Assicurarsi che le aperture per i tubi bevitore del liceometro e del pannello in acrilico siano allineate e che i tubi bevitore non siano a contatto con alcuna parte del coperchio della gabbia.
    3. Fissare la clip del cavo all'asta più esterna (~4 mm di diametro) del coperchio in rete metallica (Figura 4C). Regolare la clip del cavo se necessario per assicurarsi che il coperchio della gabbia poggi saldamente sul fondo della gabbia e che il cavo non sia sottoposto a trazione eccessiva. Assicurarsi di utilizzare il proteggi-cavo corretto per ciascun liceometro (Figura 4D e vedere punto 3.8.8).
    4. Regolare i tubi bevitore secondo necessità in modo che solo circa 2 cm del tubo sporgano dal tappo (Figura 4E-1). Per installare le bottiglie, inserire il tubo bevitore nella staffa del supporto per bottiglie fino a quando non si arresta (Figura 4E-2). Solo la punta del tubo bevitore dovrebbe sporgere oltre il pannello in acrilico (Figura 4E-3). È fondamentale che nessun'altra parte del tubo bevitore sia esposta per evitare falsi positivi nei lecchii dovuti a comportamenti non consumatori, come il ratto che tocca o gioca con il tubo bevitore. Un filtro superiore dovrebbe poter poggiare saldamente sul coperchio in rete metallica e sulla clip del cavo senza disturbare il cavo stesso (Figura 4F).
      NOTA: Un pannello in acrilico più spesso o un impilamento di più pannelli da 1/8 di pollice può essere utilizzato per racchiudere completamente tubi bevitore più lunghi in esperimenti che richiedono una maggiore estensione del tubo all'interno della gabbia, ad esempio quando si misura il consumo di liquidi in ratti giovani che potrebbero avere difficoltà a raggiungere un tubo bevitore corto.
  5. Installazione e utilizzo dei blocchi per tubi bevitore
    ​NOTA: Il blocco per tubo bevitore (Figura 5A) è progettato per limitare l'accesso del ratto al tubo bevitore durante il cambio delle bottiglie e per garantire una calibrazione accurata del liceometro all'inizio di ogni sessione di consumo.
    1. Raccogliere le parti stampate in 3D e una vite, un dado e una rondella M5 per un blocco per tubo bevitore come mostrato in Figura 5B.
    2. Inserire il SIPPER_Gear nel SIPPER_Base (Figura 5C-1). Assicurarsi che il SIPPER_Gear sia orientato esattamente come mostrato nell'insetto della rappresentazione 3D. Inserire il SIPPER_Worm nell'apertura superiore del SIPPER_Base. Ruotare il verme in senso orario durante l'inserimento finché la testa non è a filo con la base (Figura 5C-2).
    3. Avvitare il SIPPER_Nut all'estremità del verme dal lato inferiore della base (Figura 5C-3). Usare la pinza per stringere il dado mentre si ruota la manopola del verme. Inserire i colli rotondi e stretti dei SIPPER_Blockers nelle fessure dell'ingranaggio (Figura 5C-4).
    4. Installare il blocco per tubo bevitore assemblato sul coperchio della gabbia utilizzando il set di viti M5 (Figura 5D). Assicurarsi che entrambi i blocchi per tubi bevitore siano allineati con le aperture dei tubi bevitore.
    5. Per bloccare l'accesso ai tubi bevitore, ruotare la manopola del verme in senso orario per abbassare i blocchi finché non coprono completamente le aperture dei tubi bevitore (Figura 5E).
    6. Per consentire l'accesso ai tubi bevitore, ruotare la manopola in senso antiorario finché i blocchi non sono in posizione verticale, perpendicolari al coperchio della gabbia (Figura 5F-1). Tirare manualmente verso l'alto ciascun braccio del blocco finché le teste non sono appena sotto il coperchio in rete metallica. Ruotare i blocchi di 90° in modo che le teste siano parallele alle aste metalliche del coperchio e i bracci siano bloccati in posizione (Figura 5F-2). Continuare a ruotare la manopola in senso antiorario finché entrambi i blocchi non sono sollevati sopra il coperchio della gabbia (Figura 5F-3) e i tubi bevitore sono completamente accessibili (Figura 5F-4).
  6. Utilizzo del sistema LIQ HDR nel vivario
    NOTA: La seguente configurazione del vivario è ottimizzata per registrare il consumo in regime di scelta tra due bottiglie, utilizzando un'unica interfaccia del microcontrollore collegata a 18 gabbie standard per ratti tipo "shoebox". Tutti i componenti elettronici, inclusi l'interfaccia del microcontrollore, le unità del sensore e i vari cavi, sono fissati a scaffalature in rete metallica montate a parete che sostengono le gabbie (Figura 6A). Potrebbero essere necessarie alcune modifiche per adattarsi alle strutture per animali e alle esigenze dell'utente.
    1. Montare ciascuna unità del sensore sugli scaffali del vivario utilizzando la vite di montaggio personalizzata stampata in 3D (Figura 6B). Assicurarsi che ciascuna unità del sensore sia montata direttamente sotto la gabbia con il liceometro di colore giallo per evitare tensioni eccessive sui cavi (Figura 6A).
    2. Disporre e fissare ciascun cavo del connettore femmina assicurandosi che non si sovrappongano tra loro né si pieghino eccessivamente alle estremità saldate, il che potrebbe causare una rilevazione imprecisa dei lecchii (Figura 6B). Se si utilizzano scaffali in rete metallica, ciò può essere facilmente ottenuto legando i cavi dei connettori a aste separate dello scaffale come mostrato.
    3. Montare l'interfaccia del microcontrollore accanto all'unità del sensore A utilizzando la stessa vite di montaggio stampata in 3D e collegare il suo connettore a 4 pin alla porta di ingresso a 5 V dello shifter da 5 V a 3 V collegato all'unità del sensore A (Figura 6C).
    4. Utilizzare nastro isolante per fissare il filo di messa a terra aggiuntivo a una massa, ad esempio la struttura in metallo (Figura 6D).
    5. Disporre ciascuna gabbia in base al colore e all'ID del liceometro installato, come mostrato in Figura 6A, per minimizzare sovrapposizioni e tensioni sui cavi.
    6. Collegare saldamente tutti i cavi dei connettori maschio dei liceometri ai corrispondenti cavi dei connettori femmina del sensore (Figura 6E). Collegare l'alimentazione per accendere l'interfaccia del microcontrollore (Figura 6F).
    7. Sulla pagina principale dell'interfaccia grafica (GUI) (Figura 6G), toccare il Simbolo delle Impostazioni per aprire la pagina delle Impostazioni.  Gli utenti possono modificare gli orari di accensione e spegnimento delle luci in base al programma del vivario, in modo che il display dell'interfaccia si attenui automaticamente all'inizio del ciclo scuro (Figura 6H-1).
    8. Toccare Modifica Impostazioni Sensore (Figura 6H-1) per regolare la Soglia di Contatto a 8 e la Soglia di Rilascio a 2, valori che abbiamo trovato ottimali per una rilevazione dei lecchii più costante nei ratti con la configurazione attuale (Figura 6H-2). Tuttavia, gli utenti potrebbero dover sperimentare con impostazioni diverse se vengono introdotte modifiche al sistema attuale.
    9. Deselezionare Calibrazione Automatica se i dati vengono raccolti solo per un periodo di 24 ore o inferiore (Figura 6H-2).

4. Procedure giornaliere per il test di scelta di due bottiglie con rilevazione delle leccate nel box di mantenimento

  1. Seguire i passaggi descritti al punto 2 per le procedure standard di scelta tra due bottiglie, con le seguenti modifiche.
  2. Lunedì, mercoledì e venerdì, prima di posizionare le bottiglie MWF, utilizzare i tappi per beccucci per coprire le aperture dei beccucci su tutte le gabbie (vedere passaggio 3.5.5 e Figura 5E).
  3. Prima della registrazione, selezionare l'opzione corretta Lato sperimentale sulla pagina principale dell'interfaccia grafica utente (GUI), che sarà il lato della bottiglia di EtOH per quel giorno (Figura 6G).
  4. Dopo aver installato tutte le bottiglie di MWF, toccare INIZIO! sulla pagina principale (Figura 6G) per iniziare la calibrazione dei sensori, durante la quale si raccomanda agli utenti di allontanarsi di un passo dal sistema e di assicurarsi che i ratti non stiano leccando le cannucce (Figura 6I-1). La calibrazione richiede alcuni secondi per completarsi, dopo di che il sistema accede alla pagina principale di registrazione, che mostra il numero cumulativo di leccate su ciascuna bottiglia per ogni lickometroFigura 6I-2).
  5. Sollevare tutti i blocchi dei beverini al di sopra del coperchio della gabbia per consentire l'accesso ai beverini (vedere il punto 3.5.6 e Figura 5F) e riposizionare delicatamente tutti i coperchi dei filtri come descritto (vedi passaggio 3.4.4 e Figura 4F).
  6. Toccare Aggiorna per aggiornare il numero di leccate sullo schermo, che non si aggiorna in tempo reale autonomamente (Figura 6I-2).
  7. Il martedì, il giovedì e il sabato, premere Salva & Esci per interrompere la registrazione e tornare alla pagina principale (Figura 6I-2) prima di rimuovere le bottiglie di MWF.
  8. Per rimuovere la scheda SD per il trasferimento dei dati, toccare Espelli SD prima di scollegare la scheda SD (Figura 6G). Inserire la scheda SD in un qualsiasi computer e copiare/incollare il file di dati .csv, denominato in base alla data di accensione della bottiglia, su quel computer (Figura 6K). Per rimontare la scheda SD per la registrazione successiva, inserire la scheda nell'interfaccia e toccare Montaggio SD (Figura 6J).
    NOTA: Si raccomanda di eseguire il backup dei file di dati quotidianamente.
  9. È consigliabile limitare le misurazioni del peso corporeo a una volta alla settimana, laddove compatibile con il modello animale e il protocollo di utilizzo degli animali, eseguendo questa operazione nel giorno stabilito per il cambio della gabbia, al fine di ridurre al minimo il disturbo non necessario ai lickometri e ai sensori. Scollegare tutti i cavi maschili dei lickometri dai corrispondenti cavi femmina dei sensori prima di spostare le gabbie. Dopo aver pesato ciascun ratto, riposizionarlo in una gabbia pulita. Trasferire il lickometro su un nuovo coperchio di gabbia e ricollegare ciascun lickometro al sensore corrispondente, quando necessario.
  10. Per esperimenti volti a testare l'effetto di un intervento (ad es. iniezione di un farmaco) sull'assunzione di EtOH e sulla microstruttura della bevuta, programmare tali interventi prima dell'inizio della sessione di bevuta ogni volta che possibile. Nei casi in cui ciò non sia possibile, i ricercatori possono interrompere il rilevamento dei licks mediante un tocco leggero Pausa (Figura 6I-2) e riprendere l'acquisizione dei dati toccando Riassunto dopo il completamento dell'intervento. Si consiglia di raccogliere i pesi delle bottiglie durante ogni pausa della sessione di consumo al fine di monitorare le variazioni nell'assunzione di EtOH prima e dopo l'intervento, nonché per tenere conto di eventuali versamenti che potrebbero verificarsi durante la rimozione del coperchio della gabbia per accedere all'animale.
  11. Al termine dello studio, tutti i componenti all'interno della gabbia devono essere disinfettati accuratamente prima di essere utilizzati con nuovi animali, al fine di limitare la trasmissione di contaminanti tra gli animali. Si raccomanda di spruzzare delicatamente e pulire il lickometro con una soluzione di EtOH al 70%, avendo cura di non danneggiare i componenti elettrici interni. Il bloccatore del beccuccio e il pannello in acrilico possono essere lavati con acqua calda e sapone.

5. Analisi dei dati

  1. Prima di valutare le misure dipendenti, correggere i dati di assunzione per la fuoriuscita inevitabile che si verifica durante la sostituzione quotidiana delle bottiglie. A tale scopo, calcolare la media della variazione del peso delle bottiglie di EtOH e di H2O nella gabbia di fuoriuscita durante l'intero periodo dello studio.
  2. Escludere tutti i valori superiori a due deviazioni standard rispetto alla media per ciascuna bottiglia. Dopo aver escluso questi dati anomali, sottrarre le medie calcolate dalle variazioni di peso delle bottiglie di EtOH e H2O ottenute dalle gabbie contenenti gli animali. Sottraendo questa quantità, i ricercatori possono essere certi che la perdita media dovuta alla fuoriuscita di una determinata soluzione non venga considerata nelle misure di consumo. La sottrazione della quantità media di fuoriuscita può portare a valori negativi per alcuni animali in alcune occasioni. Convertire questi valori a zero e interpretarli come assenza di assunzione per quella soluzione.
  3. Le misure dipendenti principali negli esperimenti di scelta tra due bottiglie sono l'assunzione di EtOH (g/kg) e la preferenza (%). Calcolare l'assunzione dalla variazione del peso della bottiglia di EtOH (g) e normalizzarla rispetto al peso corporeo (kg) seguendo i passaggi indicati di seguito.
    1. Convertire la variazione del peso della bottiglia (g) in variazione di volume (mL) utilizzando l'equazione seguente:
      figure-protocol-1
      La densità dell'etanolo puro è 0,789 g/mL. Pertanto, la densità contributiva dell'EtOH al 20% è 0,1578 g/mL. L'H2O pesa 1 g/mL. Di conseguenza, la densità contributiva dell'80% di H2O = 0,80 g/mL. Di conseguenza, ogni mL di una soluzione al 20% di EtOH (v/v) è composto da 0,1578 (EtOH) + 0,80 (H2O) = 0,9578 g/mL. L'equazione finale, quando si utilizza una concentrazione di EtOH al 20% (v/v), è quindi la seguente:
      figure-protocol-2
    2. Calcolare la dose di etanolo consumata utilizzando l'equazione riportata di seguito. Utilizzare i pesi corporei ottenuti nella stessa settimana dei dati di assunzione per calcolare l'etanolo consumato in relazione al peso corporeo dell'animale.
      figure-protocol-3
    3. Calcolare la preferenza utilizzando l'equazione seguente:
      figure-protocol-4
  4. Come il suo corrispettivo nei topi30, LIQ HDR acquisisce una varietà di variabili della microstruttura del bere, inclusi la durata delle leccate, il numero di episodi, la durata degli episodi, il numero di leccate per episodio e la durata delle leccate per episodio (Figura 6K). Un episodio di bere è definito come una serie di leccate che inizia con almeno 3 leccate effettuate in meno di 1 secondo e termina dopo che sono trascorsi 3 secondi senza ulteriori leccate. Queste misure possono quindi essere utilizzate per calcolare la durata media delle singole leccate, la durata media dei singoli episodi, il numero medio di leccate per episodio, la frequenza media delle leccate, l'intervallo stimato tra una leccata e l'altra e l'intervallo stimato tra un episodio e l'altro.
    NOTA: L'interfaccia del microcontrollore fornisce questi dati di microstruttura con una risoluzione di 1 minuto in un file .csv (Figura 6K). I ricercatori possono utilizzare l'applicazione di analisi fornita con il protocollo originale LIQ HD30 o la piattaforma di post-elaborazione di loro scelta per raccogliere e riassumere i dati in base alle esigenze di ricerca. I dati di microstruttura vengono generalmente sommati sull'intero periodo di 24 ore per confrontare le differenze medie a livello macroscopico, oppure in intervalli di 30 minuti fino a 1 ora per esaminare le variazioni del modello di consumo durante il ciclo luce-buio.

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Risultati

Dati standard di consumo di EtOH in gabbia domiciliare con scelta intermittente tra due bottiglie
Utilizzando la procedura standard (Figura 7A), i ricercatori possono registrare l'assunzione nelle 24 ore (Figure 7B-D) così come il consumo di tipo binge, qualora i pesi delle bottiglie vengano rilevati poco dopo l'inizio della sessione di assunzione (Figure 7E-F). Calcolando l'a...

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Discussione

L'attuale protocollo fornisce istruzioni dettagliate per l'acquisizione dei dati relativi al consumo di etanolo utilizzando una procedura di scelta della gabbia domestica a due bottiglie ad accesso intermittente. Questo metodo può essere implementato con relativa facilità e con costi minimi o nulli o con la necessità di attrezzature di ricerca specializzate. Utilizzando le procedure fornite qui per la costruzione e l'implementazione di LIQ HDR - un sistema di rilevamento delle leccate per l'uso nei ratti - i ricercatori ...

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Dichiarazioni

Tutti gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse.

Ringraziamenti

Gli autori ringraziano Joseph Pitock e Katie Przybysz, PhD per l'assistenza tecnica durante lo sviluppo di LIQ HDR. Ringraziamo anche Nicholas Petersen e Marie Doyle, PhD per le numerose conversazioni utili durante lo sviluppo di LIQ HDR. Questo lavoro è stato sostenuto dal National Institute on Alcohol Abuse and Alcoholism presso il National Institutes of Health (P50 AA022538 e R01 AA029130 a EJG).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Componenti disponibili in commercioQuantity
12-Key capacitive touch sensor breakout (MPR121)Adafruit19823
2-Pin cable matching pair (JST XH 2,5mm passo)Adafruit487218
4-Pin breadboard jumper (Qwiic)SparkFunPRT-179121
Cavo a 4 pin (100 mm Qwiic)SparkFunPRT-172591
Cavo a 4 pin (50 mm Qwiic)SparkFunPRT-172603
breakout del traslatore di livello da 5 V a 3 VAdafruit56371
Schermo tattile capacitivo (2,8 pollici)Adafruit19471
Nastro conduttivo in rame (1/4 di pollice)DigiKey4393-CFT-1/4-ND1
Dati scudo per registrazioneAdafruit11411
Kit breakout di comunicazione differenziale I2C (QwiicBus)SparkFunKIT-172501
Nastro isolanteDigiKey3M156004-ND1
Guaina termorestringente (3/16 pollici vari colori)Fascette e altroHS357-S106
Kit guaina termorestringente (4 pollici nero)Jameco20959631
Batteria a bottone al litio (3 V 12,5 mm)DigiKey1908-CR1220JAUCHSB-ND1
rondella piattaM5 Grainger54FN661
dado esagonale M5Grainger6CA721
vite a macchina M5 (12 mm)Grainger6GU881
vite a macchina M5 (25 mm)Grainger  6GU912
Cavo jumper maschio/maschioAdafruit19571
Scheda microcontrollore (Arduino Mega 2560 Rev3)DigiKey1050-1018-ND1
filamento PETG (2,85 mm argento)MatterHackersM-DDH-UZR22
filamento PLA (2,85 mm nero)MatterHackersM-SEW-RUAW2
filamento PLA (2,85 mm argento)MatterHackersM-66P-6CLE1
Alimentatore (DC 9V 1A)Newegg9SIBPPKJYR59911
Scheda di memoria SD/microSD (8GB)Adafruit12941
Shield stacking headersAdafruit851
Filo solid-core (22AWG rosso)Adafruit2881
Cavo stranded-core (22AWG nero)Adafruit29761
Filo a trefoli (22AWG rosso)Adafruit30681
tubo sipper con tappo a torsione con sferaDesign alternativoTCCN8.5-ST2.5SB38
Borraccia (8 once)Design alternativoWB8FS38
Componenti stampati in 3D personalizzatiQuantità
della custodia Arduino stampato in 3DN/AARDUINO_Bottom.stl1
Parte superiore della custodia Arduino stampata in 3DN/AARDUINO_Top.stl1
Clip per cavo stampato in 3D LN/ACLIP_L.stl18
Dado per clip per cavo stampato in 3DN/ACLIP_Nut.stl18
Clip per cavo stampato in 3D RN/ACLIP_R.stl18
Portabottiglie per leccometro stampato in 3DN/ALICKOMETER_Bottle Holder.stl19
Proteggi cavo per lickometro stampato in 3D LN/A LICKOMETER_Cable Protector_L.stl6
Proteggi cavo per lickometro stampato in 3D RN/A LICKOMETER_Cable Protector_R.stl12
lettere per lickometro stampate in 3DN/ALICKOMETER_Letters.stl19
Vite di montaggio stampata in 3DN/AVite di montaggio.stl4
Custodia del sensore stampata in 3D A inferioreN/ASENSOR_A_Bottom.stl1
Custodia del sensore stampata in 3D A superiore/ASENSOR_A_Top.stl1
Custodia del sensore stampata in 3D B inferioreN/ASENSOR_B_Bottom.stl1
Custodia del sensore stampata in 3D B superioreN/ASENSOR_B_Top.stl1
Custodia del sensore stampata in 3D C inferioreN/ASENSOR_C_Bottom.stl1
Custodia del sensore stampata in 3D C topN/ASENSOR_B_Top.stl1
Lettere della custodia del sensore stampate in 3DN/ASENSOR_Letters.stl1
Bloccante del sensore stampato in 3DN/ASIPPER_Blocker.stl36
Base del bloccante del sipper stampato in 3DN/ASIPPER_Base.stl18
Ingranaggio del bloccatore del sipper stampato in 3DN/ASIPPER_Gear.stl18
Dado bloccante per sipper stampato in 3DN/ASIPPER_Nut.stl18
Vite senza fine per bloccante per sipper stampato in 3DN/ASIPPER_Worm.stl18
Pannello acrilico lickometer tagliato al laserN/ALICKOMETER_Acrylic Panel_Sketch.dxf19
Fondo N

Riferimenti

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