Presentiamo un metodo per un modello di patogenesi fungina che preserva il posizionamento naturale delle spore fungine nelle vie aeree polmonari per l'analisi tramite microscopia a fluorescenza.
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Articolo metodologico
Metodo efficiente per l'imaging dei polmoni murini che preserva la dinamica spaziale delle spore fungine nelle vie aeree
In questo articolo
Sommario
Abstract
I funghi infettano gli esseri umani quando le spore ambientali vengono inalate nei polmoni. Il polmone è un organo eterogeneo. Le vie aeree conduttrici, compresi bronchi e bronchioli, si ramificano fino a terminare nello spazio aereo alveolare dove avviene lo scambio di gas. Le infezioni che hanno origine nei bronchioli o negli alveoli suscitano risposte distinte dell'ospite e manifestazioni della malattia. Pertanto, capire con precisione dove le spore si localizzano naturalmente nei polmoni, in particolare subito dopo l'infezione, amplia le opportunità di indagine sulle interazioni ospite-patogeno. In questo articolo, descriviamo in dettaglio un'analisi in situ dei polmoni di topi infettati con artroconidi Coccidioides posadasii cts2/ard1/cts3Δ. I metodi convenzionali per la conservazione istologica prevedono il gonfiaggio liquido delle vie aeree con una soluzione fissativa, che sposta la posizione naturale delle particelle fungine aspirate, spingendo le spore dai bronchioli prossimali agli spazi aerei terminali.
Al contrario, questo metodo di gonfiaggio dell'aria con la perfusione-fissazione della vascolarizzazione sanguigna preserva la posizione fisiologica delle spore fungine all'interno dei bronchioli. Inoltre, descriviamo un approccio semplice alla crioconservazione, all'inclusione e all'imaging di campioni polmonari. Condividiamo anche tecniche computazionali ad alto rendimento tramite il programma open source QuPath per analizzare la distribuzione spaziale delle spore fungine all'interno del polmone. Il metodo qui presentato è semplice e veloce, richiede un'attrezzatura minima per essere eseguito e può essere facilmente adattato per l'uso con molti modelli di infezione fungina respiratoria.
Introduzione
Gli esseri umani possono inalare fino a miliardi di spore al giorno da una varietà di funghi ambientali1. Per comprendere le nostre difese di barriera contro queste spore inalate, dobbiamo apprezzare i precisi ambienti microanatomici in cui queste spore atterrano all'interno delle vie aeree e del parenchima polmonare. La composizione cellulare delle vie aeree (cioè le cellule epiteliali) si trasforma in modo significativo lungo la trachea, i bronchi, i bronchioli e gli alveoli. Ognuna di queste regioni distinte è composta da diversi tipi di cellule con funzioni discrete che si avvalgono di un arsenale di difese per prevenire l'infezione patologica.
La posizione precisa della deposizione di spore fungine polmonari può variare tra i lumi delle vie aeree dei bronchioli colonnari rivestiti di epiteli, dei dotti alveolari o degli alveoli2. La maggior parte delle specie fungine clinicamente rilevanti produce spore di diametro compreso tra 1 μm e 10 μm3. La deposizione di queste particelle di spore nel polmone dipende da diversi fattori, come l'aerodinamica, la densità, la carica elettrica e le forze foretiche, che possono influenzare il meccanismo di sedimentazione dopo l'inalazione4. Generalmente, le particelle di grandi dimensioni (> 6 μm) si depositano nelle vie aeree superiori, le particelle di medie dimensioni (2-6 μm) possono depositarsi nelle vie aeree più piccole e le particelle piccole (<2 μm) raggiungono la regione alveolare5. È stato riportato che le spore di Aspergillus (2-3 μm) raggiungono gli spazi alveolari, ma i referti di patologia clinica indicano anche un carico significativo di malattia bronchiale e bronchiolare6. C'è anche un crescente riconoscimento delle infezioni fungine endobronchiali di Aspergillus fumigatus, Coccidioides immitis, Candida species, Cryptococcus neoformans, Histoplasma capsulatum e Zygomycetes a causa della crescente popolarità della broncoscopia flessibile7. Recenti progressi nell'imaging microscopico delle infezioni da Aspergillus nei topi hanno anche rivelato che gli spazi aerei più prossimali, come bronchi e bronchioli, possono sopportare il carico più elevato per la proliferazione fungina patologica8. La ricerca sulla risposta dell'ospite alle infezioni fungine polmonari ha dimostrato che sia le cellule epiteliali bronchiolari che le cellule epiteliali alveolari svolgono un ruolo importante come sentinelle immunitarie, quindi chiarire i siti esatti di deposizione delle spore e l'interazione epiteliale sarà vitale per il lavoro futuro 2,9,10.
Lo studio di queste dinamiche di patogenesi delle vie aeree prossimali è difficile perché le tecniche standard di fissazione polmonare e preparazione del sezionamento possono spostare le spore da queste posizioni prossimali nelle vie aeree rivestite di epitelio e spingerle verso le regioni alveolari terminali distali. Comunemente, il 10% di formalina o il 4% di paraformaldeide viene utilizzato per gonfiare i polmoni ed esporre rapidamente l'intero polmone al fissativo. Quando si preparano i polmoni per la criosezione, alcuni gruppi somministrano ai polmoni un composto a temperatura di taglio ottimale (OCT) per migliorare le prestazioni di criosezione11. Queste pratiche sono utili nel giusto contesto, ma è stato scoperto dal nostro laboratorio e da altri gruppi che spostano spore e particelle dalle posizioni prossimali, interferendo così con le interpretazioni sui tipi di cellule esposte alle spore e la successiva risposta dell'ospite12.
Per stabilire con precisione la localizzazione microanatomica delle spore fungine inalate, abbiamo sviluppato un metodo rapido e a basso consumo di risorse per la conservazione della posizione delle spore fungine nelle vie aeree dei topi. Abbiamo adattato un metodo murino di fissazione della perfusione vascolare con gonfiaggio dell'aria da Thomas et al. (2021), in cui abbiamo ridotto la quantità di attrezzature, il tempo e le competenze tecniche necessarie per ottenere un risultato soddisfacente13. Dal metodo qui descritto, abbiamo osservato che gli artroconidi Coccidioides posadasii cts2/ard1/cts3Δ (di dimensioni 3-5 μm) si accumulano più prossimalmente di quanto precedentemente dimostrato, vale a dire nei bronchioli distali e nelle giunzioni bronco-alveolari piuttosto che negli alveoli terminali. Queste informazioni possono focalizzare questioni biologiche riguardanti i tipi di cellule critiche associate a queste regioni del polmone e la loro influenza sulle risposte precoci alle spore fungine inalate.
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Protocollo
Tutti i metodi descritti in questo protocollo sono stati approvati dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) di Rutgers Biomedical Health Sciences.
1. Marcare le spore con fluorescenza intracellulare
- Colorare 1 x 106 spore in carbossifluoresceina succinimidil estere (CFSE), Cell Tracker Orange o Cell Tracker Red (o colorante intracellulare a scelta) a 5 μM per 30 minuti a 30 °C, quindi lavare con PBS e centrifugare le spore a 12.000 x g. Ripetere questo lavaggio una volta.
- Preparare l'inoculo di spore alla concentrazione appropriata in modo che 25 μl contengano la dose di spore appropriata per un topo.
2. Inoculazione di spore nel topo mediante inalazione per aspirazione mediante anestesia con isoflurano
ATTENZIONE: L'isoflurano è un agente anestetico volatile e deve essere utilizzato all'interno di una cabina di biosicurezza canalizzata o di una cappa aspirante.
- Per preparare il barattolo per l'esposizione all'isoflurano, metti un tovagliolo piegato in un barattolo Nalgene da 1 litro con tappo a vite e posiziona un cerchio di rete di plastica sopra il tovagliolo come piattaforma per i topi. Aggiungere 2 ml di isoflurano al tovagliolo, chiudere il barattolo e attendere 1-2 minuti affinché il gas si equilibri nel contenitore.
Figura 1: Apparecchio per il metodo di inoculazione delle spore a goccia aperta di isoflurano. Un tovagliolo piegato viene posizionato sul fondo di un barattolo con tappo a vite da 1 L, quindi viene inserita una rete circolare di plastica che funge da piattaforma per i topi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
- Prima di esporre il topo all'anestesia, preparare una pipetta con 25 μl di inoculo. Posizionare il topo nel contenitore dell'isoflurano e inclinare il contenitore per monitorare la perdita del riflesso raddrizzante, dove il topo ha perso conoscenza ed è capovolto. Questo di solito richiede circa 10 s.
- Monitorare la frequenza respiratoria (RR) fino a quando non rallenta a 50-80 respiri al minuto (bpm), circa il 50% della RR a riposo. Questo di solito richiede altri 10 secondi. A questo punto, rimuovere il topo dal barattolo di isoflurano.
NOTA: Questa è un'alta concentrazione di isoflurano, che produrrà una rapida induzione dell'anestesia, e il topo deve essere monitorato molto attentamente. Il sovradosaggio letale di isoflurano è un rischio, poiché la concentrazione di isoflurano può essere variabile e la curva dose-risposta all'isoflurano è molto ripida. Se la frequenza respiratoria scende al di sotto di 50 bpm e/o è irregolare, rimuovere il topo dall'isoflurano, lasciarlo recuperare per 3-5 minuti e riprovare (un massimo di due tentativi ripetuti). - Confermare la profondità dell'anestetico in caso di mancanza di risposta al pizzicamento delle dita dei piedi. Quindi, posiziona il mouse in posizione supina con una mano e consenti al mouse di fare 3-5 respiri ansimanti regolari con velocità crescente (a partire da 50-60 bpm) e vigore. All'inizio, posizionare la punta della pipetta nella parte posteriore dell'orofaringe del topo e rilasciare l'inoculo durante l'inalazione.
NOTA: Questi rantoli attraverso la bocca scuotono la testa inferiormente a causa del reclutamento di muscoli accessori per la respirazione. Quando la pipetta viene inserita durante questi sussulti, la bocca dovrebbe aprirsi ad ogni rantolo. Se la bocca non si apre, il topo non è sufficientemente anestetizzato e probabilmente non inalerà il contenuto dall'orofaringe. La pipetta deve premere la lingua, spingendola verso il fondo e la parte anteriore della bocca per evitare l'ingestione dell'inoculo. Quando la pipetta è in bocca e il topo è adeguatamente anestetizzato, il topo aprirà la bocca ad ogni rantolo. - Con la mano e il pollice che tengono il topo, sentire la presenza di crepitii sugli aspetti posteriore e anteriore del torace del topo per confermare l'inalazione dell'inoculo.
3. Eutanasia dei topi
- Iniettare nel topo per via intraperitoneale un cocktail di 200 mg/kg di ketamina e 24 mg/kg di xilazina 10 minuti prima del momento del sacrificio.
- Attendere 10 minuti dopo l'iniezione fino a quando il topo entra in un piano chirurgico di anestesia, confermato dalla mancanza di risposta al pizzicamento delle dita.
4. Perfusione dei polmoni con PBS e formalina
- Spruzzare il topo anestetizzato con etanolo al 70%. Usa le forbici per tagliare la pelle del mouse e separare la pelle per esporre il peritoneo su tutti i lati. Tirare la pelle dalla metà superiore del topo sopra la sua testa, estraendo le braccia dalla pelle.
- Tagliare la membrana peritoneale allo sterno e lungo la faccia inferiore della gabbia toracica, esponendo il peritoneo. Sposta il fegato inferiormente, rivelando il diaframma. Usa le forbici per perforare con cura il diaframma lontano dal parenchima polmonare per evitare di perforare un foro nei polmoni stessi.
NOTA: La perforazione involontaria dei polmoni renderà impossibile il successivo gonfiaggio dell'aria. - Dopo che il diaframma è stato perforato, l'aria entra nel torace, facendo collassare i polmoni. Taglia la gabbia toracica sul lato sinistro per rivelare il cuore. Iniettare 5-10 ml di PBS nel ventricolo destro con un ago da 30 G a una velocità di 1 ml per 5 s (per evitare di danneggiare i vasi), sbiancando rapidamente i polmoni.
ATTENZIONE: La formalina è una sostanza volatile pericolosa che deve essere maneggiata all'interno di una cabina di biosicurezza canalizzata o di una cappa aspirante. - Al termine, rimuovere l'ago e utilizzare un nuovo ago per iniettare 5 mL di formalina tamponata neutra (NBF) al 10% nel ventricolo destro alla stessa velocità.
5. Gonfiare l'aria del polmone perfuso
- Rimuovere la metà anteriore della gabbia toracica. Per esporre la trachea, tagliare le costole superiori e le clavicole a destra e a sinistra del collo. Fare attenzione a evitare di tagliare vicino alla linea mediana dove si troverà la trachea. Con una pinza, afferrare le costole superiori e le clavicole rimanenti sulla linea mediana del collo e tirare superiormente fino a quando la trachea non è esposta.
- Preparare un filo di sutura di 10 cm di lunghezza, tirarlo sotto la trachea e pre-legare un nodo sciolto all'estremità inferiore della trachea esposta. Preparare una siringa da 1 ml di aria con un catetere da 18 G. Utilizzare un ago da 18 G per praticare un foro nella trachea all'estremità superiore della regione esposta.
- Posizionare il catetere in quel foro, assicurandosi che si adatti relativamente bene per evitare la fuoriuscita dell'aria. Iniettare lentamente 1 ml di aria nei polmoni nel corso di 10 s, osservando il gonfiaggio polmonare di tutti i lobi. Il gonfiaggio completo fa sì che i polmoni si avvolgano leggermente intorno al cuore e riempiano il volume che occupano nel diaframma non perforato.
- Tirare il nodo stretto attorno alla trachea e rimuovere il catetere. Tenere la trachea e usare le forbici smussate per rimuovere i polmoni dal topo, facendo attenzione a non perforare il polmone.
6. Fissazione per immersione e disidratazione
- Posizionare i polmoni sul bordo superiore di una provetta conica da 50 mL riempita con 20 mL di NBF al 10%. Tenere i fili di sutura all'esterno del conico, avvitare il tappo e capovolgere il conico in modo che i polmoni siano sospesi a testa in giù in 20 ml di NBF. Posizionare a 4 °C per 24-48 h.
- Sciacquare i polmoni in PBS, quindi immergerli in una soluzione di saccarosio-PBS al 30% (p/v) per 72-96 ore a 4 °C per disidratare i polmoni in preparazione alla crioconservazione. Rimuovere i polmoni dal saccarosio, posizionare i polmoni in un criomold con temperatura di taglio ottimale (OCT) e congelare il campione a -80 °C.
7. Criosezione
- Equilibrare i campioni nei crioblocchi OCT alla temperatura di -20 °C del criostato per 1 ora prima del sezionamento. Sezionare i blocchi con spessori di 20-100 μm.
NOTA: Il gonfiaggio dell'aria può portare a una maggiore fragilità del campione e il taglio a uno spessore maggiore può prevenire la rottura del tessuto durante il sezionamento. - Raccogliere le sezioni sui vetrini e lasciarle asciugare per 30 minuti a 1 ora per garantire l'aderenza dei tessuti al vetrino.
NOTA: In questa fase i vetrini possono essere mantenuti a -80 °C.
8. Preparazione e blocco dei vetrini
- Posizionare i vetrini nel bagno PBS (in un piatto o in un barattolo Coplin) per 30 minuti a temperatura ambiente (RT) per rimuovere l'OCT dai vetrini.
NOTA: Le sezioni più spesse (40-100 μm) potrebbero non aderire ai vetrini così come le sezioni più sottili, quindi è meglio tenerle piatte e verticali in un piatto piuttosto che metterle su un lato in un barattolo Coplin. - Asciugare i vetrini dopo che l'OCT si è dissolto dal tessuto. Utilizzare una salvietta per asciugare le goccioline in eccesso dal perimetro del vetrino attorno al campione di tessuto.
- Usa un Pap pen idrofobo per disegnare un perimetro attorno al campione e lascialo asciugare per 5 minuti.
- Preparare un tampone bloccante di soluzione bloccante animal-free con Tween-20 allo 0,3% e blocco Fc 1:100 in 300 mL per vetrino.
NOTA: Per bersagli intracellulari, può essere utilizzato l'1% di Tween-20. Un volume di 300 μl è solitamente sufficiente, ma il volume necessario per coprire completamente il tessuto dipende dalla dimensione perimetrale del marcatore idrofobico. Il tessuto non dovrebbe asciugarsi da questo punto in poi. - Lasciare la soluzione bloccante sui vetrini per 1 ora a RT.
9. Immunocolorazione
- Lavare il vetrino pipettando il fluido e aggiungendo 300-500 μl di PBS. Ripetere il lavaggio una volta.
- Preparare l'anticorpo primario AlexaFluor-647 coniugato EpCAM (clone G8.8) di ratto (clone G8.8) in soluzione bloccante priva di animali con lo 0,33% di Tween-20 (o l'1% per i bersagli intracellulari). Aggiungere 300 μl per vetrino di questa soluzione e colorare per una notte a 4 °C.
NOTA: Gli anticorpi devono essere testati empiricamente per la concentrazione, il tempo e la temperatura di colorazione. Le sezioni sottili (8-20 μm) vengono colorate per 30 minuti a 37 °C e le sezioni più spesse (20-100 μm) a 4 °C durante la notte utilizzando diluizioni 1:100 per la maggior parte degli anticorpi. Se si utilizzano anticorpi non coniugati, lavare 2 volte (come sopra) e applicare un anticorpo fluorescente secondario per un tempo e una temperatura determinati empiricamente. Generalmente, la colorazione secondaria degli anticorpi viene eseguita a RT per 1 ora a diluizione 1:1000. - Rimuovere la soluzione di anticorpi dal campione e lavare il vetrino con 300 mL di PBS per 5 minuti. Ripetere questo lavaggio una volta. Asciugare i vetrini, rimuovendo tutto il liquido in eccesso dal campione e dal vetro circostante.
- Aggiungere una goccia di supporto di montaggio RT soft set (ad es. SlowFade Glass) su ciascun pezzo di tessuto. Fare attenzione a evitare bolle lasciando che la bottiglia si depositi a testa in giù e lasciando cadere lentamente ogni goccia sui fazzoletti. Posizionare un vetrino coprioggetti di dimensioni adeguate per estendersi oltre il perimetro del campione e del marcatore idrofobo.
10. Imaging tramite microscopia a fluorescenza
- Utilizzare un microscopio a fluorescenza multicanale per scansionare intere sezioni polmonari in modo imparziale utilizzando un obiettivo con risoluzione sufficiente per risolvere le singole spore e le cellule ospiti (ad esempio, Zeiss Axioscan 7 utilizzando un obiettivo a olio 20x con NA = 0,8 o simile).
NOTA: Assicurarsi che la potenza del laser e il guadagno di tensione PMT siano impostati per massimizzare i rapporti segnale/rumore del bersaglio sullo sfondo determinati con un controllo a fluorescenza meno uno (FMO). - Raccogli un numero sufficiente di tessere dell'immagine per catturare l'intero lobo polmonare (ad esempio, ~200 tessere di dimensioni 400 μm x 400 μm). Utilizzare il programma software del microscopio (ad es. Zeiss ZEN 3.7 o simile) per esportare l'immagine della piastrella unita per l'elaborazione a valle.
11. Analisi spaziale tramite QuPath
- In QuPath, un software open source gratuito14, crea un file di progetto e aggiungi le immagini fluorescenti al file.
- Classificare i pixel EpCAM+ come epitelio facendo clic sull'opzione del menu in alto Classifica, quindi su Classificazione pixel > Crea soglia. Selezionate la risoluzione, il canale, il sigma di levigatura e il valore di soglia che meglio identifica la regione di destinazione. Salvare il classificatore con un nome univoco e selezionare Crea oggetti.
- Nella nuova finestra Crea oggetti , selezionare Nuovo tipo di oggetto come Annotazione. Per l'epitelio polmonare, impostare la dimensione minima dell'oggetto e la dimensione minima del foro su 100 mm2. Non è necessario selezionare Dividi oggetti qui. Dopo aver selezionato OK, le annotazioni verranno create e potranno essere modificate a occhio nudo utilizzando lo strumento Pennello nell'area in alto a sinistra.
- Per classificare le spore, ripetere i passaggi da 11.3 a 11.4 utilizzando il canale in cui sono state catturate le spore e impostare il nuovo tipo di oggetto Rilevamento anziché Annotazione. Impostare la dimensione minima dell'oggetto e la dimensione minima del foro su 0 mm2 e selezionare Dividi oggetti.
- Per eseguire l'analisi spaziale delle spore, selezionare l'opzione di menu in alto Analizza > Analisi spaziale > Calcola distanza con segno dalle annotazioni 2D. Le distanze dall'epitelio EpCAM+ saranno calcolate per ogni spora rilevata. Esportali tramite l'opzione del menu in alto Misura > Esporta misure.
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Risultati
Questo metodo produce infine immagini immunofluorescenti dei polmoni di topo utilizzando il gonfiaggio fisiologico dell'aria per lasciare indisturbate le vie aeree. È importante sottolineare che più punti di controllo lungo il percorso confermeranno che i componenti del protocollo sono stati eseguiti correttamente. Durante l'inoculazione, è importante confermare che l'inoculo sia stato aspirato sentendo la presenza di "crepitii" sulla parete toracica posteriore del topo che indicano che il liquido è entrato nelle vie aer...
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Discussione
Abbiamo stabilito una pipeline per l'inalazione delle spore e l'analisi della deposizione spaziale delle spore inalate. Questa pipeline fornisce informazioni preziose per determinare le regioni stromali rilevanti del polmone colpite dall'inalazione di artroconidi Coccidioides posadasii cts2/ard1/cts3Δ. Abbiamo osservato che le spore di Coccidioides e le particelle inerti di dimensioni simili (dati non mostrati) si accumulano nelle regioni bronchiolari distali e nelle gi...
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Dichiarazioni
Gli autori non hanno nulla da rivelare.
Ringraziamenti
I finanziamenti e il supporto sono stati acquisiti attraverso la sovvenzione NIH K22 AI153678-01 e la Rutgers School of Graduate Studies. Ringraziamo Fawad Yousufzai e Luke Fritzky del Rutgers Biomedical Health Sciences Cellular Imaging and Histology Core per il loro lavoro e la loro esperienza nell'ottenere immagini immunofluorescenti.
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Materiali
| Nome | Azienda | Numero di catalogo | Commenti |
|---|---|---|---|
| 18 G, 1 1/2 ago (305185) | Fisher | 305185 | |
| 1 L Barattolo con tappo a vite (Nalgene) | Fisher Scientific | 11-823-33 | |
| Siringhe non sterili sfuse Air-Tite 10 mL Luer Lock | Fisher | 14-817-175 | |
| AnaSed Injection (soluzione sterile di xilazina) | Akorn | 59399-110-20 | |
| Bloccante e diluente senza animali, R.T.U. | Vector | SP-5035-100 | |
| BD Insyte Autoguard Catetere IV schermato alato con catetere BD Vialon Materiale 18 G x 1,88 in | BD | 381547 | |
| BD Pharmingen Purified Rat Anti-Mouse CD16/CD32 (Mouse BD Fc Block™) | BD | 553142 | |
| CellTracker Arancione CMRA Colorante | Fisher Scientific NC0873640 | ||
| CFSE | Labviva | 75003 | |
| Coccidioides posadasii cts2/ard1/cts3Δ | BEI Resources | NR-166 | |
| Filtri Corning da 70 micron | VWR | 10054-456 | |
| EpCAM AlexaFluor647 anticorpo monoclonale | Biolegend | 118211 | |
| Exel International Aghi HYpodermic 30 G x 1/2" | Labviva | EN3012 | |
| Fisherbrand Siringhe sterili monouso (1mL, Leur Slip) | Fisher | 14-955-462 | |
| Glucosio Monoidrato | Azer Scientific | ES17530-500G | |
| Grasso per alto vuoto | VWR | 59344-055 | |
| Hoechst 33342 Soluzione 20 mM (5 mL) | ThermoFischer | 62249 | |
| Isoflurano USP | Covetrus | 29405 | |
| Ketamina cloridrato | Dechra | 1000001250 | |
| KIMWIPES Tergicristalli per attività delicate (4,4'' x 8,4") | VWR | 21905-026 | |
| Lexer Forbici per bambini | FST | 14078-10 | |
| Pinze Micro-Adson | FST | 11018-12 | |
| Formalina tamponata neutra (10%) (Azer Scientific) | Fisher | 22-026-350 | |
| Nunc EasYFlask fiaschette per coltura tissutale, T75, tappi filtro | VWR | 15708-134 | |
| PBS | VWR | 45000-446 | |
| Peel-A-Way stampi per inclusione | Sigma | E6032-1CS | |
| QuPath 0.5.1 Software | Open-source | https://qupath.github.io/ | |
| Filo di sutura in seta misura 3/0 | FST | 18020-30 | |
| VetriniMicro vetrini Superfrost Plus | VWR | 48311-703 | |
| SlowFade Glass Soft-set Antifade Mountant (2 mL) | ThermoFischer | S36917 | |
| Sucrose | Sigma | S0389-500G | |
| Tissue-Tek O.C.T. Compound, Sakura Finetek | VWR | 25608-930 | |
| Tween 20 | ThermoFischer | J20605. | |
| Vector Laboratories Set di 2 | Fisher Scientific | NC9545623 | |
| VWR Micro Cover, rettangolari (24 mm x 40 mm #1,5) | VWR | 48393-230 | |
| Rete metallica in plastica bianca | MAPORCH | 789862904922 | |
| estratto di lievito | Fisher | BP9727-500 | |
| Zeiss AxioScan 7 | Carl Zeiss Microscopy GmbH | https://www.zeiss.com/microscopy/us/products/imaging-systems/axioscan-for-biology.html | microscopio fluorescente multicanale |
| ZEN 3.7 Software | Carl Zeiss Microscopy GmbH | https://www.zeiss.com/microscopy/us/products/software/zeiss-zen.html | software per microscopia |
Riferimenti
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