Articolo metodologico

Procedura chirurgica di impianto e configurazione del cablaggio per il monitoraggio continuo a lungo termine dell'EEG/ECG nei conigli

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DOI:

10.3791/67620

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24 gennaio 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Norton College of Medicine, SUNY Upstate Medical University, 2Department of Pharmacology, SUNY Upstate Medical University, 3Department of Medicine-Cardiology, SUNY Upstate Medical University

* These authors contributed equally

In questo articolo

Sommario

Lo studio delinea un protocollo per la progettazione, la produzione e il posizionamento di un nuovo sistema di registrazione EEG/ECG continua nei conigli. Questo sistema cablato consente registrazioni EEG/ECG continue da nove elettrodi distinti sulla testa e sul torace, facilitando le valutazioni complete dell'attività elettrica nel cervello e nel cuore.

Abstract

Un approccio multisistemico che include la raccolta continua di registrazioni di elettroencefalogramma (EEG) ed elettrocardiogramma (ECG) facilita una valutazione completa dell'attività elettrica nel cervello e nel cuore, in particolare prima e intorno agli eventi episodici. Basandosi sul nostro protocollo precedente che facilita la raccolta di registrazioni EEG/ECG intermittenti da conigli trattenuti coscienti, abbiamo sviluppato un protocollo per la raccolta di registrazioni EEG/ECG continue da conigli non trattenuti. Questo nuovo metodo consente registrazioni di alta qualità 24 ore su 24, 7 giorni su 7 nella gabbia di stabulazione, che cattura la normale gamma di stati fisiologici e consente ai conigli di muoversi, mangiare, bere e dormire liberamente. Consente valutazioni complete della prevalenza, dell'incidenza e della suscettibilità ad anomalie EEG/ECG, convulsioni, aritmie e morte improvvisa. Questa procedura prevede il posizionamento chirurgico di elettrodi sottocutanei e la progettazione e la produzione di un sistema di cablaggio robusto e impermeabile ai danni causati dai conigli. La procedura chirurgica prevede due incisioni e il tunneling sottocutaneo di nove elettrodi e fili che escono attraverso una porta su misura. Il connettore esterno si collega a un cablaggio che include una girella elettrica, che consente il libero movimento del coniglio in tutta la sua gabbia. Inoltre, i fili sono racchiusi in una guaina metallica sospesa dal soffitto della gabbia del coniglio da un cavo di riavvolgimento. I fili vengono quindi collegati a un amplificatore/digitalizzatore per l'acquisizione di registrazioni EEG/ECG continue di alta qualità.

Introduzione

In precedenza abbiamo sviluppato un protocollo per raccogliere registrazioni video/EEG/ECG acute (< 5 ore) dai conigli. Prevede l'uso di nove elettrodi a spillo EEG ed ECG sottocutanei, il posizionamento del coniglio in un sistema di contenzione e l'investigatore che monitora attentamente il coniglio per l'intera durata della registrazione1. Sebbene questo sistema fornisca registrazioni video/EEG/ECG di alta qualità, presenta diverse limitazioni. Aritmie, crisi epilettiche e altre anomalie EEG/ECG possono essere scatenate da vari substrati fisiologici e ambientali, quindi questi eventi possono essere persi quando si effettuano registrazioni intermittenti. Pertanto, questa piattaforma di registrazione non facilita valutazioni complete e accurate della funzione elettrica neuro-cardiaca durante il giorno, durante vari stati fisiologici o nel normale ambiente di stabulazione dei conigli.

Il monitoraggio continuo di video/EEG/ECG è importante per valutare la funzione elettrica cardiaca e neuronale durante vari stati fisiologici. Facilita la valutazione accurata della prevalenza e dell'incidenza dell'attività epilettiforme e delle aritmie, nonché la concordanza e la progressione dei cambiamenti multisistemici che circondano gli eventi episodici. Ad esempio, le fluttuazioni circadiane della funzione autonomica, così come lo stress e i cambiamenti autonomici mediati dall'attività, influenzano notevolmente la frequenza cardiaca e le metriche ECG e possono fornire un fattore scatenante per le aritmie 2,3. In alcuni tipi di epilessia (ad esempio, l'epilessia mioclonica giovanile), è più probabile che le convulsioni si verifichino durante il sonno o entro 1-2 ore dal risveglio4. I cambiamenti dinamici nell'attività elettrica nel cervello durante il sonno possono influenzare la suscettibilità, l'origine e la diffusione delle convulsioni5.

Lo stress, l'attività e le convulsioni motorie possono causare artefatti muscolari e dislocamento degli elettrodi, che influenzano la qualità e la stabilità delle registrazioni. In particolare, durante gli studi pro-convulsivanti, i conigli sperimentano convulsioni miocloniche, cloniche, toniche e clonico-toniche. La fase tonica prevede l'estensione involontaria del collo, che può spostare gli elettrodi a spillo e quindi interrompere il segnale durante una fase critica dell'esperimento. Pertanto, il sistema temporaneo che coinvolge gli elettrodi a spillo presenta limitazioni critiche che devono essere affrontate. Inoltre, poiché i conigli sono in un sistema di contenzione, è difficile documentare l'intera estensione delle manifestazioni motorie.

Pertanto, è importante sviluppare una procedura per impiantare elettrodi per registrazioni multi-sistema continue e stabili a lungo termine quando l'animale si trova nel suo normale ambiente non trattenuto. Ciò faciliterà valutazioni dettagliate durante un'ampia gamma di stati fisiologici e in risposta a fattori scatenanti ambientali. Sarà anche prezioso per catturare rari eventi episodici. Poiché la configurazione non richiede la presenza dello sperimentatore durante la registrazione, aumenta l'efficienza e la produttività della piattaforma di ricerca. Inoltre, riduce al minimo la frequenza di persone che disturbano i conigli. Infine, poiché questa procedura consente agli animali di rimanere nel loro ambiente di stabulazione naturale per tutta la durata della registrazione, migliora la qualità della vita dei conigli e migliora il benessere generale degli animali.

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Protocollo

Lo studio delinea un protocollo per la progettazione, la produzione e il posizionamento di un nuovo sistema di registrazione EEG/ECG continua nei conigli. Il protocollo è approvato dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) presso la SUNY Upstate Medical University. Vengono seguiti tutti i requisiti IACUC per il benessere degli animali, le linee guida chirurgiche e gli endpoint dello studio. Gli investigatori e la facoltà/personale del Dipartimento di Ricerca sugli Animali da Laboratorio presso la SUNY Upstate eseguono controlli regolari del benessere e assistenza generale. Eventuali lesioni, disagi, infezioni o effetti avversi vengono affrontati immediatamente.

1. Costruzione di un gruppo di elettrodi impiantabili

  1. Eseguire la fabbricazione interna dell'assemblaggio dell'elettrodo impiantabile in un ambiente sanitario, che include un banco da laboratorio pulito, guanti da esame in nitrile e una maschera procedurale.
  2. Se si adatta un fascio di cavi esistente con una spina a connessione rapida e connettori DIN, rimuovere le estremità maschio e femmina delle spine (Figura 1A supplementare). Conservare le spine e il filo lungo con i connettori DIN per le fasi successive dell'assemblaggio dei cavi (Figura 1B supplementare).
  3. Aggiungere o rimuovere i fili da entrambe le spine e dal fascio di fili inguainato con connettori DIN per assicurarsi che abbia il numero di elettrodi necessari (9 per questa configurazione di esempio; Figura supplementare 1A).
  4. Raccogli 5 elettrodi EEG (colori rosso, arancione, giallo, verde e blu) e 4 elettrodi ECG (colori nero, rosa, bianco e grigio). Utilizzando una guaina termorestringente e una pistola termica, avvolgere i fili alla lunghezza corretta per il modello animale dalla testa di ciascun elettrodo (Figura 2A supplementare).
    NOTA: Per un coniglio bianco della Nuova Zelanda (da 1,25 a 13 mesi di età e da 0,8 a 4,17 kg): i fili EEG sono a 25 cm dalla testa dell'elettrodo, i fili ECG neri e rosa sono a 40 cm (braccio sinistro e gamba sinistra), il filo ECG bianco è a 35 cm (braccio destro) e il filo ECG grigio è a 30 cm (gamba sinistra). Ciò fornisce un'ampia lunghezza per incanalare i fili e gli elettrodi nella posizione desiderata, oltre a fornire una lunghezza extra per la crescita e il movimento del coniglio.
  5. Far passare il fascio di fili attraverso la boccola passante del cavo (Figura 2B supplementare).
    NOTA: La sterilizzazione al plasma viene eseguita sugli impianti assemblati prima dell'intervento chirurgico.
  6. Tagliare il lato dei fili lontano dall'elettrodo a circa 1-1,5 cm dall'estremità della boccola passante del cavo e spelare un breve segmento di rivestimento di ~5 mm dalle estremità di ciascun filo (Figura 2B supplementare).
  7. Collegare un'estremità di un connettore di testa a ciascun filo che esce dalla boccola passante, crimpandolo verso il basso per un fissaggio sicuro. Posizionare un pezzo di guaina termorestringente su ciascun cavo della spina. Inserire l'estremità spelata di un filo dalla spina nel lato non crimpato del connettore di testa e collegarlo al corrispondente filo dello stesso colore (Figura 2C supplementare).
    NOTA: Non crimpare la guaina termorestringente, poiché può strapparsi e lasciare esposto il metallo conduttivo dei connettori di testa. La saldatura può essere eseguita al posto dei connettori di testa se il filo selezionato è compatibile.
  8. Coprire e termorestringere ogni connettore/connessione di testa (nessun metallo esposto) con una piccola guaina termorestringente per isolare ciascun canale.
  9. Far scorrere un pezzo di grande guaina termorestringente sulla spina fino alla base della boccola passante del cavo, coprendo tutti i fili e lasciando una parte minima di filo esposta alla base della spina (Figura 2D supplementare). Utilizzare la pistola termica e i guanti protettivi per termorestringere il tubo.
    NOTA: Assicurarsi di non restringere il tubo oltre il meccanismo di bloccaggio necessario per il tappo.
  10. Generare uno stampo che serva a modellare la base acrilica sul lato della porta con gli elettrodi (Figura supplementare 3).
    NOTA: Utilizzare un tappo conico della provetta da 50 ml, rimuovere i fili con una levigatrice e praticare quattro fessure in un gruppo e poi altre cinque fessure di 110°-120° dal primo gruppo di fessure (Figura supplementare 3A). Praticare un foro da 0.5 pollici alla base dello stampo (tappo del tubo). Applicare del nastro adesivo all'interno dello stampo. Taglia il nastro dalle fessure.
  11. Abbassare la porta assemblata con la boccola passante nello stampo con il tappo (rosso) che passa attraverso il foro sul fondo dello stampo. L'unità è in posizione quando la boccola passante del cavo si trova a filo con il fondo dello stampo (Figura supplementare 3B).
  12. Disporre i fili in modo tale che i cinque elettrodi EEG si trovino all'interno delle cinque fessure sul lato sinistro dello stampo e i quattro fili ECG si trovino all'interno delle quattro fessure sul lato destro dello stampo. Coprire le fessure all'interno dello stampo con del nastro adesivo.
  13. In un'area ben ventilata, mescolare l'acrilico dentale in una fiala di vetro utilizzando due parti di resina in polvere e una parte di resina liquida. Utilizzando una pipetta di trasferimento, mescolare la polvere e il liquido fino a quando la miscela è viscosa ma scorre ancora attraverso una pipetta di trasferimento.
  14. Utilizzare una pipetta di trasferimento per distribuire la miscela acrilica nello stampo, assicurandosi che tutti i fili siano coperti. Lasciare che l'acrilico inizi a indurirsi, ma rimuovere la base acrilica dal tappo del tubo prima che l'acrilico si solidifichi completamente.
  15. Lima eventuali bordi ruvidi dalla base della porta in acrilico. La Figura 3C supplementare illustra il prodotto finale dei fili incorporati nell'acrilico, che passano attraverso la boccola passante, si collegano alla spina e sono tutti sigillati con guaina termorestringente.

2. Assemblaggio del cablaggio

  1. Procurarsi la spina complementare alla spina sulla porta. Ottenere la parte girevole e mantenere nove fili precollegati su ciascun lato (Figura 4 supplementare).
  2. Sul lato girevole piccolo, tagliare i fili a 5 cm di lunghezza e spelare 5 mm del rivestimento del filo dall'estremità di ciascuno (Figura supplementare 5A).
  3. Tagliare un pezzo di 2 cm di piccola guaina termorestringente e posizionarlo su ciascun filo della spina complementare (Figura supplementare 5A).
  4. Saldare i fili dalla spina al filo del colore corrispondente sul lato piccolo della girella (Figura supplementare 5A).
  5. Per ogni filo, far scorrere la guaina termorestringente sui collegamenti a saldare. Usa la pistola termica per fissare.
  6. Passare un lungo pezzo di grande guaina termorestringente sul tappo e farlo scorrere per coprire l'intera lunghezza del fascio. La guaina termorestringente deve essere sufficientemente lunga da coprire 2,5 mm del tappo e la maggior parte possibile del lato piccolo della parte girevole senza ostacolarne la capacità di rotazione. Utilizzare una pistola termica per fissare (Figura supplementare 5B).
  7. Sul lato grande della parte girevole, spelare 5 mm di rivestimento dall'estremità di ciascun filo. Far scorrere un pezzo di guaina metallica da > 45 cm sul fascio di fili (questo è più facile se si inizia dall'estremità tagliata, non dall'estremità con connettori DIN) e passare fino a quando i fili tagliati non sono esposti.
    NOTA: Tagliare pezzi lunghi 2 cm di piccola guaina termorestringente e posizionarli su ciascuno dei fili sul lato grande della girella (Figura supplementare 5B). Tagliare un pezzo di pellicola termoretraibile più grande (5 cm di lunghezza) e farlo scorrere su tutto il fascio di fili. Nei passaggi seguenti, tenere tutte le guaine termorestringenti lontane dal calore/saldatura.
  8. Collegare i fili dall'estremità più grande della girella ai fili dell'elettrodo tagliati (estremità con connettori DIN) attraverso la torsione e la saldatura del filo (Figura 5B supplementare).
  9. Fissare la piccola guaina termorestringente con una pistola termica su ciascuna connessione. Per evitare la pressione o lo schiacciamento dei fili sul lato grande della parte girevole, aggiungere un pezzo extra large di guaina termorestringente adesiva direttamente sopra l'estremità grande della parte girevole (coprendo 8 mm della parte girevole) e sui fili (coprendo 2 cm di filo). Utilizzare una pistola termica per fissare (Figura supplementare 5C).
  10. Far scorrere la guaina metallica sui fili appena collegati e ruotarla (Figura 6A supplementare). Se la guaina metallica non scivola sulla parte girevole, utilizzare una pinza o una smerigliatrice per rimuovere e lisciare il collare della parte girevole in modo che si adatti perfettamente alla guaina metallica. Ciò dovrebbe richiedere all'utente di attorcigliare la guaina sulla parte girevole.
  11. Continuare a ruotarlo fino a quando la guaina raggiunge la base della spina ma non impedisce la rotazione della snocciola. Questo è importante in modo che la guaina rimanga fissata alla girella (Figura supplementare 6B).
  12. Tendere la guaina metallica alla massima lunghezza e annotare questa posizione sulla guaina di nylon/fascio di fili.
  13. Tagliare un pezzo di tubo di gomma lungo 1 cm (diametro esterno, diametro esterno) e farlo scorrere sul foglio di nylon e sul fascio di fili (iniziando dal lato del connettore DIN, Figura 6C supplementare).
  14. Posizionare un pezzo di tubo termoretraibile grande di 3 cm sopra il tubo di gomma. Utilizzando una pistola termica, fissare la gomma e il tubo termoretraibile in questa posizione contrassegnata. Questo funzionerà come un tappo per evitare che i fili si tirino attraverso la guaina metallica.
  15. Aggiungere due pezzi di guaina termorestringente (1 cm di lunghezza) sopra la guaina metallica non tesa a 20 cm e 24 cm dall'estremità del tappo. Utilizzare una pistola termica per fissare (Figura supplementare 6C). Questi siti vengono successivamente utilizzati per fissare la staffa del cavo del divaricatore. La Figura 7 supplementare illustra il cablaggio completato, che include la spina, i fili, la parte girevole, la guaina metallica, il tappo e i punti di attacco del cavo del divaricatore.

3. Procedura chirurgica

  1. Somministrare antibiotici orali (ad es. doxiciclina a 5 mg/kg) 24 ore e 48 ore prima della procedura chirurgica, nonché quotidianamente per 5 giorni dopo l'operazione.
  2. Calcolare il dosaggio di ketamina (40 mg/kg) e xilazina (6 mg/kg) in base al peso (nessuna restrizione di peso o sesso, ma si raccomanda che i conigli siano almeno svezzati per ridurre la possibilità che la madre o i compagni di cucciolata disturbino l'impianto dell'elettrodo). Somministrare questi farmaci mediante iniezione intramuscolare (IM).
  3. Una volta che il coniglio è completamente sedato (non risponde agli stimoli fisici), applica il gel idratante protettivo sugli occhi del coniglio. Chiudere le palpebre sopra il gel per distribuire uniformemente.
  4. Utilizzare un rasoio elettrico (grossolano, poi fine) per rimuovere il pelo tra gli occhi del coniglio a 5 cm caudale all'angolo inferiore delle scapole. Rimuovi il pelo intorno al fianco destro del coniglio. Continua a radere il pelo ventrale del coniglio tra gli arti anteriori fino al bordo inferiore delle costole.
  5. Iniziare l'anestesia di mantenimento per via inalatoria (isoflurano al 2%-3%). Iniziare a 1,5-2 L/min (LPM) con somministrazione simultanea di ossigeno a 1,5 LPM. Posiziona una maschera per anestesia veterinaria che aderisca perfettamente al naso e alla bocca del coniglio. Assicurarsi che la guarnizione in gomma si chiuda correttamente attorno al muso dell'animale senza che il naso del coniglio spinga contro la parte posteriore della maschera.
  6. Posizionare una sonda SpO2 sulla zampa del coniglio e confermare i valori fisiologici e le forme d'onda. Posiziona l'animale sul lato sinistro in modo che il fianco destro sia accessibile. Eseguire il resto della procedura chirurgica con tecnica asettica, che include l'uso di un camice sterile, una retina per capelli, copriscarpe, una maschera procedurale, lo sfregamento e l'uso di guanti sterili. Sterilizzare tutti gli strumenti, le soluzioni e gli impianti.
    NOTA: L'investigatore dovrebbe controllare che il coniglio rimanga al caldo durante l'anestetismo. Si consiglia un tavolo operatorio riscaldato o cuscinetti riscaldanti, insieme a teli chirurgici.
  7. L'assistente chirurgico non sterile distribuisce betadina e alcol isopropilico in bacinelle sterili. Rivestire l'area con betadina seguita da alcol isopropilico e ripetere l'operazione 3 volte, iniziando dal sito chirurgico previsto e irradiando verso l'esterno in uno schema circolare. Stendere teli sterili sul coniglio in modo che il sito chirurgico previsto sia ancora esposto.
  8. Eseguire il posizionamento dell'elettrocatetere ECG come descritto di seguito.
    1. Tracciare 4 piccoli segni utilizzando un pennarello a punta sterile nelle posizioni previste per il posizionamento dell'elettrodo ECG. Le posizioni previste includono la parete toracica superiore mediale all'ascella (1) destra (RA) e (2) sinistra (LA) e all'aspetto anteriore (3) destro (RL) e (4) sinistro (LL) del bordo inferiore delle costole più basse (lungo la linea medioclavicolare; Figura supplementare 8A). Questo creerà la configurazione del piombo triangolare di Einthoven con un terreno nella giusta posizione inferiore.
    2. Praticare un'incisione longitudinale di 2,5-3,5 cm sul fianco destro dell'animale, circa 1 cm dorsale all'arto anteriore destro del coniglio (Figura supplementare 8B).
    3. Usando gli emostatici, sezionare senza mezzi termini ventralmente in modo tale da formare una tasca sottocutanea su tutto il torace. Assicurarsi che questa tasca si estenda fino alle quattro posizioni contrassegnate per ciascuno dei quattro elettrodi ECG.
    4. Utilizzando l'estremità non dell'ago della sutura monofilamento 3-0, legare 3 serie di nodi chirurgici attorno alla base dell'elettrodo (Figura supplementare 9A). La Figura 9B supplementare illustra il modo ideale per caricare l'ago negli emostatici: afferrandolo alla base della sutura in modo che l'ago sia parallelo alla lunghezza degli emostatici. Questo serve ad aiutare a far passare l'ago attraverso la tasca sottocutanea senza rimanere impigliato nel tessuto vicino.
    5. Far passare l'ago ora attaccato a un elettrodo attraverso la tasca sottocutanea ed uscire dalla pelle nella posizione contrassegnata (Figura supplementare 10A). Tendere la pelle con una pinza o una sutura e una delicata trazione verso l'alto sulla pelle aumenta lo spazio all'interno della tasca sottocutanea e riduce la possibilità che l'ago rimanga impigliato nel tessuto connettivo.
    6. Applicare una leggera trazione fino a quando l'elettrodo rimane nella posizione contrassegnata (Figura supplementare 10B). Rilasciare la trazione e palpare per verificare che l'elettrodo rimanga in posizione. Se il tessuto connettivo impedisce all'elettrodo di posizionarsi nella posizione contrassegnata, sezionare ulteriormente il percorso del filo e dell'elettrodo.
      NOTA: L'applicazione di una forza/trazione eccessiva sulla sutura per incoraggiare l'elettrodo a posizionarsi dove desiderato non funzionerà e potrebbe causare danni eccessivi al sito di sutura o rompere la sutura.
    7. Per fissare l'elettrodo nella posizione contrassegnata, far passare la sutura monofilamento 3-0 e l'ago attraverso la pelle del coniglio direttamente adiacente al sito di uscita della sutura (Figura supplementare 11A).
    8. Tirare parzialmente la sutura attraverso la pelle, in modo che rimanga un piccolo anello (Figura supplementare 11B).
    9. Annoda un nodo chirurgico standard usando lo spago singolare (con l'ago attaccato) da un lato e l'anello (come se fosse uno spago singolo) dall'altro (Figura supplementare 11C). Il pareggio risultante dovrebbe assomigliare alla Figura 11D supplementare. Tagliare la sutura in eccesso rimanente.
      NOTA: Evitare di legare la sutura esterna troppo stretta o di creare una fossetta nella pelle. Se necessario, posiziona la punta di un piccolo paio di forbici affilate all'interno del nodo mentre viene stretto. Questo lascerà un attacco allentato, che riduce il rischio che l'elettrodo cresca successivamente attraverso la pelle.
    10. Ripetere questa procedura per gli elettrodi ECG rimanenti. Applicare la colla chirurgica su ciascuno dei nodi esterni.
  9. Eseguire il posizionamento dell'elettrocatetere EEG come descritto di seguito.
    1. Ruotare l'animale in posizione prona e assicurarsi che la maschera facciale per anestesia sia fissata e che i dispositivi di monitoraggio fisiologico siano posizionati correttamente. Rivestire l'area con betadina seguita da alcol isopropilico e ripetere l'operazione 3 volte, iniziando dal sito chirurgico previsto e irradiando verso l'esterno in uno schema circolare. Stendere teli sterili sul coniglio in modo che il sito chirurgico previsto sia ancora esposto.
    2. Utilizzando un pennarello a punta sterile, posizionare cinque piccoli punti nella posizione prevista per il posizionamento dell'elettrodo EEG nei siti di riferimento frontale destro (RF), frontale sinistro (LF), occipitale destro (RO), occipitale sinistro (LO) e centrale (Cz) (Figura 12 supplementare). Dall'incisione sul fianco del coniglio, sezionare smussata verso l'angolo inferiore delle scapole e poi alla base della testa.
    3. Praticare una piccola incisione trasversale sulla testa, lunga 1,5 cm, che si estende tra l'aspetto anteriore della base delle orecchie (Figura supplementare 12). Incidere con cautela per evitare di danneggiare la muscolatura sottostante.
    4. Sezionare caudalmente da questa incisione fino a creare una tasca sottocutanea che si collega all'incisione sul fianco. Smussare sezionare cranialmente fino a quando non c'è una tasca sottocutanea praticata sulla testa dell'animale che si estende fino alle posizioni per il posizionamento di ciascuno degli elettrodi EEG. Fai attenzione a non applicare una forza eccessiva qui, poiché le orbite e diversi muscoli potrebbero essere danneggiati.
    5. Passare gli emostatici gommati attraverso l'incisione sulla testa fino all'incisione sul fianco. Afferrare gli elettrodi EEG (1-2 elettrodi alla volta), tirare attraverso la tasca sottocutanea ed uscire dall'incisione sulla testa. Ripetere il processo di legatura di una sutura attorno alla base di ciascun elettrodo, come descritto in precedenza al punto 3.8.4 e mostrato nella Figura 9A supplementare.
    6. Posizionare e fissare gli elettrodi EEG. Passare l'ago attraverso la tasca sottocutanea sulla testa e perforare la pelle nei punti contrassegnati. Tirare la sutura in posizione e fissarla con i metodi descritti nelle fasi del protocollo 3.8.7-3.8.9 e illustrati nella Figura 11 supplementare.
    7. Ripetere per tutti e cinque gli elettrodi. Si consiglia di posizionare prima gli elettrodi frontali, seguiti da Cz, seguiti dagli elettrodi occipitali. Applicare la colla chirurgica su tutti i nodi di sutura esterni.
    8. Inserire una grande pinza nell'incisione sul fianco, aprire la pinza e sollevare la pelle nel sito contrassegnato per la porta, che è caudale all'angolo inferiore delle scapole.
    9. Utilizzare una biopsia con punzone da 6 mm per creare un foro circolare. Ruotare delicatamente la lama della biopsia in entrambe le direzioni fino al completamento del foro. Rimuovere la pelle incisa all'interno della biopsia del punzone (Figura supplementare 13A).
    10. Coprire la spina del cavo con plastica/gomma per evitare che sangue/tessuto penetri nella spina. Passare la porta attraverso l'incisione sul fianco e spingere il lato del tappo della porta attraverso il foro praticato dalla biopsia del punzone. La Figura 13B supplementare illustra la porta che esce dalla pelle e i colori denotano i fili che sono incanalati sotto la pelle e viaggiano verso la testa (EEG) e il torace (ECG).
    11. Premi la pelle fino alla base della porta in modo che tutto sia teso. Posizionare una guarnizione di gomma sulla porta e spingere verso il basso finché non si trova a filo con la pelle. Infilare il filo in eccesso nella tasca sottocutanea sul retro e sul fianco, avendo cura di sezionare una tasca abbastanza grande da accogliere e distribuire uniformemente il cablaggio in eccesso. Assicurarsi che i cavi non si arriccino in nessuna area o passino direttamente sotto la porta, poiché ciò potrebbe causare irritazione.
    12. Avvicinare delicatamente la pelle e chiudere tutti i siti di incisione utilizzando semplici suture interrotte. Applicare la colla chirurgica su tutte le suture monofilamento di chiusura 3-0 e lungo la lunghezza delle incisioni. Lasciare asciugare la colla chirurgica.
      NOTA: Iniziare a titolare l'anestesia inalata e poi spegnerla dopo che l'acrilico si è indurito (3.9.14). Tenere la sonda SpO2 in posizione per almeno 15 minuti per il monitoraggio postoperatorio.
    13. Miscelare un rapporto 2:1 in volume di polvere acrilica e liquido utilizzando una pipetta di trasferimento. Mescolare fino a quando non appare abbastanza sottile da passare attraverso una pipetta di trasferimento ma abbastanza densa da rimanere nel sito di porto.
    14. Applicare la miscela acrilica all'esterno della porta, creando una piccola cupola di acrilico che sigilla il sito della porta alla pelle. Lasciare che l'acrilico si solidifichi. Metti una garza sterile sul sito dell'incisione sul fianco del coniglio e avvolgi liberamente il coniglio con un involucro veterinario (cioè, abbastanza largo da inserire facilmente 2-3 dita sotto l'involucro). L'incisione sulla testa può essere lasciata scoperta.
    15. Lascia che il coniglio si riprenda in una gabbia con imbottitura, una coperta e una fonte di calore. Il coniglio deve essere supervisionato durante questo processo. Quando il coniglio inizia a svegliarsi (contrazioni del naso, qualche movimento), somministrare una dose sottocutanea di buprenorfina a rilascio prolungato (0,1 mg/kg). Continuare la supervisione diretta fino a quando il coniglio non ha ripreso conoscenza (in piedi e navigando autonomamente nella gabbia).
    16. Lasciare che il coniglio guarisca (almeno 72 ore) prima di collegare la porta del coniglio al cablaggio per la raccolta dei dati.
      NOTA: Seguire tutti i passaggi di cura post-operatoria adeguati per garantire una corretta guarigione e comfort durante questo periodo, incluse, come minimo, le osservazioni quotidiane dell'assunzione di cibo e acqua, il movimento intestinale, la minzione, la guarigione del sito di incisione, i livelli di energia e la comparsa di dolore o disagio. Rimuovere tutte le suture nei siti di incisione 10 giorni dopo l'intervento.

4. Misurazione EEG/ECG

  1. Passare il cablaggio attraverso la parte superiore centrale della gabbia del coniglio (diametro 3/4 di pollice; Figura supplementare 14).
  2. Collegare i connettori DIN a un dispositivo di monitoraggio appropriato. Fissare un cavo divaricatore alla parte superiore interna della gabbia vicino al foro per il cablaggio.
  3. Estendere il filo del cavo del divaricatore con una clip all'estremità e fissarlo al cablaggio nella posizione tra i 2 pezzi di tubo termoretraibile (Figura 15 supplementare).
  4. Fissare i fili alla parte superiore all'esterno della gabbia in modo che non scivolino al suo interno (Figura 14 supplementare, ad es. nastro adesivo).
  5. Collegare la spina del cablaggio alla spina sul dorso del coniglio (Figura supplementare 16). Registrare il segnale (Figura 1).

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Risultati

Utilizzando questa tecnica chirurgica, non ci sono stati casi di mortalità durante o dopo l'intervento. Esiste il rischio di infezione e di guarigione incompleta della ferita, in particolare se il coniglio si gratta o morde nel sito dell'incisione. Gli antibiotici pre e post operatori, coprendo l'incisione con un pezzo di garza sterile asciutta e indossando un giubbotto per il coniglio aiutano a proteggere il sito chirurgico e consentono una migliore guarigione. Tutte le registrazioni ven...

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Discussione

Presentiamo un protocollo dettagliato per la generazione di un cablaggio personalizzato, la fabbricazione interna di un impianto e la procedura per l'impianto sterile degli elettrodi, dei fili e della porta EEG/ECG. Questa configurazione facilita la raccolta di registrazioni EEG/ECG continue e di alta qualità in modo efficiente, sicuro e finanziariamente fattibile. Questo protocollo genera un sistema in cui sia i dati EEG che quelli ECG possono essere raccolti nei conigli senza la necess...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare. Una parte delle informazioni contenute in questo manoscritto è presente anche nella tesi di laurea magistrale del primo autore (Laura Williams) con idonea autorizzazione.

Ringraziamenti

Desideriamo ringraziare Pradeep Dumpala, DVM PhD, Sarah Blair, MA, e il personale di allevamento della SUNY Upstate Medical University per la loro dedizione e attenzione alla cura dei conigli. NIH-NINDS (1R61NS133273), Dipartimento di Farmacologia, SUNY Upstate Medical University

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Involucro termoretraibile 3:1 con adesivoN/AWireflyTubo in poliolefina rivestito di adesivo progettato per restringersi di 1/3 di diametro quando riscaldato. Isolare gli elettrodi quando si collegano fili e spine, collegando insieme i pezzi del cablaggio
Tamponi assorbenti-qualsiasiTamponi assorbenti per la raccolta di liquidi
BD E-Z Scrub 116 Spazzola/spugna371163BD E-Z Scrub3% PCMX Scrub Spazzola/spugna per scrub chirurgico Per strofinare prima dell'operazione per tecnica asettica
Punzoni per biopsia1315ARGENT, McKessonLama di taglio circolare da 6 mm per incisione circolare per porta
Buprenorfina--0,3 mg/mL Buprenorfina Per il controllo del dolore post-operatorio
Connettori di testaX003C7S38PSVAARGiunzione di testa in rame stagnato Connettori di testa non isolati 26-22 AWG Collegamento di fili in fibra di carbonio dagli elettrodi alla spina
Cautery Penhttps://jorvet.com/product/cautery-kit-accessories/Laboratori Jorgensen, Inc.Penna portatile Bovie Cautery Per controllare il sanguinamento
Boccola passante per cavo coassialeCOAX BUSH WHBoccola in plastica elettrica commercialecon apertura di diametro interno di 6,9 mm e porta per filo da 1 cm+
Avvolgimento coesivohttps://healthypets.com/vetone-cohesiant-wrap-blue-2x5yd/AmerisourceBergenAvvolgimento autoaderente da 4 pollici x 5 yd Per la protezione post-operatoria delle ferite
Bisturi monouso con manicohttps://www.securos.com/Securos Surgical AmerisourceBergenBisturi sterili monouso per l'esecuzione di incisioni
di contatto elettricoAnello di contatto conduttivo a sfera ad alta velocità Taidacent 12 vie 2A Anello di raccolta Connettore rotante a giunto rotante, Anello di contatto elettrico per consentire il libero movimento dell'animale senza legare il cablaggio
Lubrificante per gli occhi prohttps://domespharma.us/eye-lube-pro-detailer-final-v6/SentrxGel lubrificante Previene la secchezza/danni agli occhi durante l'anestesia
GLUture503763World Precision InstrumentTopical Tissue Adhesive Per la chiusura dei siti di incisione.
IsofluranoANADA # 200-129IsospireIsoflurano per anestesia
Alcool isopropilico500205VETone70% alcol isopropilico Liquido antisettico topico
Jet1403Lang Dental Mfg. Co., Inc.Liquido in resina acrilica a polimerizzazione rapida Liquido in resina acrilica dentale per sigillare la boccola e i fili per la porta di uscita del filo. Utilizzato anche per sigillare la porta alla pelle.
Polvere per tonalità Jet Tooth1420Lang Dental Mfg. Co., Inc.Polvere di resina acrilica provvisoria per corone e ponti a polimerizzazione rapida. Polvere acrilica dentale per sigillare la boccola e i fili per la porta di uscita del filo. Utilizzato anche per sigillare la porta alla pelle.
Ketamina--100 mg/mL ketamina per sedazione
Guaina doccia in metalloHOS-960MWaterpikTubo doccia in metallo di ricambio ultraflessibile, extra lungo per soffioni doccia portatili, 96 pollici, guaina in metallo cromato per cablaggio
Array di elettrodi MR condizionale/CT e set di estensioneMRQW32415RhythmLinkSistema di connessione rapida con spine maschio-femmina e 8 cavi. Spine utilizzate per il collegamento del cablaggio porta-filo. Fili e connettori DIN utilizzati per il cablaggio
Suture monofilamento in polipropilene bluP8665SECUROPRO3-0, FS-2, sutura a taglio inverso da 18". Chiudere eventuali incisioni chirurgiche
Cavo divaricatore‎ 0487-013West Coast Manufacturing Companybobina retrattile industriale con cavo in acciaio inox da 48", staffa in acciaio posteriore, parte anteriore cromata, 8 oz. Retrazione, fascetta stringitubo in plastica. Tira il cablaggio in eccesso verso l'alto e lontano dall'animale
Guarnizione in gommaE-3603 NSF-51Saint GobainTubo in gomma trasparente tagliato a 1,5 cm di larghezza. Guarnizione per la protezione/mantenimento di una tenuta.
Elettrodi Webb piccoliSWEBB1215RhythmLink6mm, elettrodo a disco piatto [WEBB*], cloruro d'argento, filo, elettrodi sottocutanei
Guanti chirurgici sterili in lattice10122AmerisourceBergenGuanti sterili in lattice, senza polvere, indossati per tecnica chirurgica sterile
Marcatore sterileDYNJSM01Marcatore sterile Medline, Marcatura dei siti di incisione/elettrodo 
Teli chirurgici sterili con adesivo-qualsiasiTeli chirurgici sterili con striscia adesiva su un lato, Crea un campo sterile fisso 
Maschere per anestesiaveterinaria-qualsiasiConi in plastica con guarnizioni in gomma per sigillare il coniglio' . Varie dimensioni. Consegna di anestesia inalatoria
Scrub chirurgico veterinario BetadineNDC 67618-154-16BetadinePovidone-iodio, 7,5%, Detergente schiumoso antisettico per la pelle
Xilazina--100 mg/mL Xilazina, per sedazione
chirurgica Anello

Riferimenti

  1. Bosinski, C., Wagner, K., Zhou, X., Liu, L., Auerbach, D. S. Multi-system monitoring for identification of seizures, arrhythmias and apnea in conscious restrained rabbits. J Vis Exp. (169), e62256(2021).
  2. Finlay, M. C., Lambiase, P. D., Ben-Simon, R., Taggart, P. Effect of mental stress on dynamic electrophysiological properties of the endocardium and epicardium in humans. Heart Rhythm. 13 (1), 175-182 (2016).
  3. Shen, M. J., Zipes, D. P. Role of the autonomic nervous system in modulating cardiac arrhythmias. Circulation Res. 114 (6), 1004-1021 (2014).
  4. Xu, L., et al. Juvenile myoclonic epilepsy and sleep. Epilepsy Behav. 80, 326-330 (2018).
  5. Bazil, C. W. Seizure modulation by sleep and sleep state. Brain Res. 1703, 13-17 (2019).
  6. Ryan, J. M., et al. Heart rate and autonomic biomarkers distinguish convulsive epileptic vs. Functional or dissociative seizures. Seizure. 111, 178-186 (2023).
  7. Brunner, M., et al. Mechanisms of cardiac arrhythmias and sudden death in transgenic rabbits with long QT syndrome. J Clin Invest. 118, 2246-2259 (2008).
  8. Edwards, A. G., Louch, W. E. Species-dependent mechanisms of cardiac arrhythmia: A cellular focus. Clin Med Insights Cardiol. 11, 1179546816686061(2017).
  9. Kaha Sciences. , Ad instruments. http://https://www.adinstruments.com/kaha?creative=524197312959&keyword=kaha%20telemetry&matchtype=e&network=g&device=c&gad_source=1&gclid=CjwKCAjw8fu1BhBsEiwAwDrsjJLJeUjMCwMe-kCxFg2QdpP94gaAOd8qS6UBE6iU-IdP2XGxMvbT7hoCDZAQAvD_BwE (2024).
  10. Stellar telemetry. , TSE Systems. https://www.tse-systems.com/products/stellar-implantable-telemetry/ (2024).
  11. Dsi implantable telemetry. , DSI. https://www.datasci.com/products/implantable-telemetry (2024).
  12. Stellar telemetry. , Kruuse televet ii, telemetric ecg & holter. https://kruuse.com/products/consultation/examination/ekg/kruuse-televet-ii-telemetric-ecg-holter (2024).
  13. Mishra, V., Gautier, N. M., Glasscock, E. Simultaneous Video-EEG-ECG monitoring to identify neurocardiac dysfunction in mouse models of epilepsy. J Vis Exp. (131), e57300(2018).
  14. eeg/emg systems. , Pinnacle technology. https://www.pinnaclet.com/eeg-emg-systems.html (2024).

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