Articolo metodologico

Caratterizzazione comportamentale delle convulsioni indotte da pentilenetetrazolo: andare oltre la scala della racina

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DOI:

10.3791/68112

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8 luglio 2025

 ,  , 
1Brain Institute, Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN

In questo articolo

Sommario

Il protocollo introduce un metodo innovativo per l'analisi e la visualizzazione dei comportamenti associati alle convulsioni indotte da pentilenetetrazolo nei topi. Questo approccio si estende oltre i tradizionali punteggi di Racine, fornendo una valutazione più completa della diversità e delle dinamiche temporali dei comportamenti ictali.

Abstract

La caratterizzazione comportamentale dettagliata delle crisi epilettiche è essenziale nei modelli animali di epilessia. Sebbene esistano vari protocolli per indurre le convulsioni, la scala di Racine rimane il metodo più adottato per la sua quantificazione. Inizialmente sviluppata per valutare il reclutamento progressivo dei comportamenti durante l'accensione elettrica delle strutture limbiche, la scala è diventata da allora lo standard per classificare le convulsioni tra modelli con eziologie variabili.

Tuttavia, un attento esame del comportamento dopo la somministrazione di pentilenetetrazolo (PTZ), un modello di crisi epilettica comunemente usato, rivela che la scala Racine non è in grado di catturare l'intero spettro di alterazioni comportamentali indotte da questo antagonista GABAergico. Dopo una singola iniezione sottocutanea di PTZ ad alte dosi, i topi mostrano prima comportamenti non convulsivi come ipotonia, deambulazione ridotta, arresto comportamentale e tremori. Questi sono seguiti da comportamenti ictali, tra cui spasmi, spasmi mioclonici e convulsioni limbiche, sebbene solo quest'ultimo sia quantificato dalla scala Racine.

Per superare queste limitazioni, viene impiegato un approccio raffinato che combina il tagging video con il tracciamento degli animali per distinguere gli spasmi e il mioclono come espressioni comportamentali distinte dalle convulsioni limbiche. Questi comportamenti precoci possono facilitare il reclutamento di strutture limbiche, innescando infine convulsioni limbiche. Il metodo è semplice da implementare e consente una valutazione più completa delle crisi acute indotte da PTZ. La sua utilità è ulteriormente evidente nel protocollo di accensione PTZ, in cui basse dosi ripetute di PTZ provocano cambiamenti temporali nella gravità degli spasmi, del mioclono e delle crisi limbiche. Questo approccio ha il potenziale per migliorare la riproducibilità nella ricerca sulle crisi epilettiche e sull'epilessia.

Introduzione

La caratterizzazione comportamentale delle convulsioni è la lettura più impiegata negli studi sulla fisiopatologia dell'epilessia e dell'attività convulsiva ed è ampiamente utilizzata per lo screening di nuovi farmaci anticonvulsivanti 1,2. La maggior parte dei lavori pubblicati negli ultimi 50 anni ha utilizzato il sistema di punteggio progressivo sviluppato da Ronald J. Racine per descrivere la gravità delle crisi comportamentali durante l'amigdala e l'accensione dell'ippocampo3. La scala Racine ha mostrato una forte correlazione tra comportamento e attività parossistica elettrofisiologica nei ratti3 e nei gatti4. Classifica l'espressione comportamentale della crisi in cinque fasi progressive: "(i) movimenti della bocca e del viso, (ii) cenno del capo con la testa, (iii) clono degli arti anteriori, (iv) impennamento e (v) impennamento e caduta"3. Grazie alla sua semplicità, facilità d'uso e interpretazione, velocità di punteggio e riproducibilità, l'uso della scala Racine negli studi sull'epilessia e sulle convulsioni continua a crescere anche oggi (Figura 1).

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Figura 1: Numero di citazioni annuali ricevute dallo studio di Racine del 1972. Si noti il costante aumento del numero di citazioni negli ultimi 50 anni. Una ricerca su Web of Science eseguita il 27 novembre 2024 ha rivelato 6.040 citazioni e 91 record non contenevano informazioni nel campo dell'"anno di pubblicazione". Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

La scala è stata poi applicata ad altri modelli animali di epilessia e convulsioni, compresi quelli che utilizzavano farmaci per indurre convulsioni. Le prime descrizioni delle convulsioni indotte dall'acido kainico5 e dello stato epilettico (SE)6, così come della SE8 locale 7 e della SE8 indotta da pilocarpina sistemica, hanno utilizzato la scala Racine per quantificare sia le crisi indotte che quelle spontanee. È interessante notare che questi farmaci non hanno solo indotto convulsioni limbiche, come osservato negli animali stimolati elettricamente e descritto da Racine, ma hanno anche suscitato un diverso insieme di comportamenti che sono stati scarsamente o meno spesso descritti9.

I limiti della scala di Racine per comprendere la diversità dei comportamenti ictali sono stati identificati precocemente dai ricercatori utilizzando modelli di crisi in cui il focus delle crisi si trova in altre regioni del cervello rispetto al sistema limbico. Ad esempio, Garcia-Cairasco è stato uno dei primi a utilizzare strumenti etologici per valutare il comportamento nelle crisi audiogene10, rivelando la complessità e la progressione temporale dei comportamenti ictali 10,11. Recentemente, Ivan Soltesz ha utilizzato sofisticate analisi video e una codifica temporale dettagliata per rivelare "impronte digitali comportamentali nascoste" in ratti accesi elettricamente12. Sulla base di questi approcci, viene introdotto un nuovo sistema di codifica per le convulsioni acute indotte da pentilenetetrazolo nei topi.

Il pentilenetetrazolo (PTZ) porta a convulsioni inibendo la neurotrasmissione GABAergica13, con conseguente aumento dell'eccitabilità neuronale e attivazione sincrona delle popolazioni neuronali 14,15. Dopo una singola dose elevata (40-80 mg/kg) di PTZ sistemica, i roditori mostrano mobilità ridotta, movimenti dei baffi non specifici, spasmi di tutto il corpo e spasmi mioclonici, clono orofacciale e della zampa e convulsioni limbiche conclamate16. A differenza dei modelli di stato epilettico, il comportamento anomalo dopo PTZ dura fino a 1 ora e si rimette spontaneamente 16,17,18. Autori precedenti hanno proposto una versione rivista della scala Racine per i ratti17 e i topi18. Nonostante il loro tentativo di fornire nuove intuizioni sulla diversità dei comportamenti ictali, la loro nuova scala incorpora uno o due nuovi livelli, associati alla corsa e/o al salto selvaggio (livello 6, van Erum et al.18) e all'estensione tonica che porta all'arresto respiratorio (livello 7, van Erum et al.18).

Questo protocollo presenta un nuovo approccio per quantificare e rappresentare i comportamenti ictali indotti da PTZ, con un focus specifico su spasmi e mioclono. Questi comportamenti sono tra i più diffusi dopo la somministrazione sistemica di PTZ, ma sono spesso trascurati negli studi sulle crisi epilettiche e sull'epilessia. Pertanto, questo approccio affronta una lacuna metodologica critica fornendo criteri specifici per identificare spasmi e mioclono e distinguerli comportamentali dalle crisi limbiche. Dimostra che gli spasmi e il mioclono mostrano dinamiche temporali distinte a seguito di somministrazioni di PTZ singole e ripetute. Questo sistema di codifica è facile da implementare, integra nuovi parametri di attività anomala nelle metodologie esistenti e offre nuove informazioni sui meccanismi di generazione delle crisi. Infine, questa nuova strategia ha il potenziale per standardizzare la quantificazione del comportamento ictale tra i laboratori, migliorare la riproducibilità e ampliare le prospettive sui meccanismi di crisi.

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Protocollo

Tutte le procedure sperimentali sono state approvate dal comitato etico locale dell'Università Federale del Rio Grande do Norte (numero di protocollo 043/2022, numero di licenza 307.043/2022). In questo protocollo sono stati utilizzati topi maschi C57BL/6 di età compresa tra 3 e 4 mesi, con una dimensione del campione raccomandata di 6-10 animali secondo i protocolli di induzione PTZ stabiliti16.

1. Preparazione dell'arena osservativa

  1. Utilizzare un'arena quadrata o circolare con una superficie di almeno 10 x 10 cm e un'altezza della parete di 30 cm. Assicurati che l'arena sia ben illuminata. Se necessario, utilizzare l'illuminazione a infrarossi per garantire l'acquisizione di immagini sature (Figura 2A).
  2. Posizionare almeno una videocamera sopra l'arena, con una vista dall'alto verso il basso dell'intero pavimento dell'arena e di almeno 10 cm del muro (per catturare il comportamento di impennamento senza ritagliare la testa del topo, Figura 2B).
  3. Se lo si desidera, posizionare una seconda videocamera con una vista frontale dell'arena. In questo caso, assicurati che una delle pareti dell'arena sia trasparente.
  4. Assicurarsi che la temperatura (21-24 °C) e l'umidità (50-70%) corrispondano alle condizioni dello stabulario, monitorandole con un termoigrometro e regolandole secondo necessità.
  5. Posiziona la lettiera necessaria per coprire il fondo dell'arena e assicurati che l'animale sia visibile dallo sfondo. Rendere liberamente disponibili acqua e pellet di cibo durante l'intera durata dell'esperimento.
  6. Iniziare gli esperimenti preferibilmente all'inizio della fase di luce (ad esempio, tra le 7:00 e le 10:00). Mantenere un'illuminazione costante nella sala sperimentale (900-1.100 lux) con un ciclo luce/buio di 12/12 ore, con luci accese alle 6 del mattino. Utilizzare un luxmetro per verificare le condizioni di illuminazione vicino all'arena di registrazione, garantendo una qualità di registrazione video uniforme.
  7. Collegare la fotocamera al dispositivo di registrazione video per acquisire il video con almeno 24 fotogrammi al secondo (fps).

2. Preparazione della soluzione PTZ

NOTA: I comportamenti ictali (cioè gli spasmi) possono essere indotti con dosi a partire da 40 mg/kg. Le convulsioni limbiche si osservano a dosi di 60 mg/kg e superiori. Le convulsioni toniche associate all'arresto respiratorio e alla morte sono comunemente osservate a partire da una dose di 80 mg/kg o superiore. Per il protocollo di accensione è stato utilizzato un dosaggio di 40 mg/kg.

La dose può variare a seconda dei ceppi di topo. Si consiglia di condurre un esperimento pilota per definire la dose di PTZ che meglio si applica alla domanda di ricerca.

  1. Somministrare 10 ml/kg tramite iniezioni sistemiche ai topi. Pertanto, sciogliere la polvere di PTZ in acqua deionizzata per raggiungere la concentrazione finale di 4 o 6 mg/mL (rispettivamente per le dosi di 40 e 60 mg/kg).
    NOTA: Per ridurre la variabilità, preparare una singola soluzione PTZ per l'intero lotto sperimentale.

3. Somministrazione delle PTZ

  1. Prima di posizionare l'animale nell'arena, misurare il suo peso corporeo utilizzando una bilancia.
  2. Calcolare il volume di soluzione PTZ necessario per ciascun animale in base al suo peso corporeo.
    NOTA: Per una dose di 60 mg/kg e un peso corporeo di 30 g, iniettare nell'animale 0,3 ml di una soluzione PTZ da 6 mg/mL.
  3. Registrare il comportamento per almeno 1 ora prima dell'iniezione PTZ.
    NOTA: Questo periodo di assuefazione riduce la deambulazione e l'ansia indotte dalla novità, mentre può anche essere utilizzato per estrarre l'attività di base.
  4. Somministrare PTZ per via intraperitoneale (i.p.) o sottocutanea (s.c.)15,16. Per la somministrazione s.c., assicurare l'animale con una mano, pizzicando delicatamente la pelle tra le scapole (Figura 2C).
  5. Utilizzando una siringa da 1 ml collegata a un ago da 26 1/2 G, inserire l'ago all'interno dello spazio sottocutaneo, parallelamente all'orientamento del corpo, e iniettare lentamente la soluzione nello spazio sottocutaneo. Rimuovere delicatamente l'ago al termine dell'iniezione, tenendo la pelle all'uscita dell'ago per evitare che la soluzione fuoriesca a causa della pressione della cavità (Figura 2C).
    NOTA: Le iniezioni non devono essere somministrate troppo rapidamente, poiché un rapido accumulo della soluzione può portare a fuoriuscite dal sito di iniezione o perdite dopo la rimozione dell'ago.
  6. Prendi nota di eventuali perdite, poiché influenzeranno l'espressione dei comportamenti ictali. Considerare la possibilità di iniezione immediata di ulteriori 50 μl della stessa soluzione PTZ.
  7. Posizionare l'animale nell'arena per 1 ora di registrazione video continua.
  8. Un'ora dopo l'iniezione PTZ (o più), interrompere le registrazioni e copiare il file per la post-elaborazione (tracciamento video e codifica comportamentale).

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Figura 2: Impostazione sperimentale e procedura di iniezione. (A) Quattro arene quadrate trasparenti con telecamere dall'alto verso il basso posizionate al centro sono state utilizzate per registrare i comportamenti e tracciare le posizioni degli animali prima e dopo la somministrazione di PTZ. (B) Istantanea di un video rappresentativo ottenuta con la configurazione descritta in A. (C) Esempio di iniezione sottocutanea di PTZ. L'ago viene posizionato tra le scapole dell'animale nello spazio sottocutaneo. (D) Rappresentazione schematica dell'acquisizione e dell'analisi dei dati comportamentali utilizzati nel presente studio. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

4. Benessere degli animali

  1. Rimuovere e sopprimere gli animali se una crisi dura più di 5 minuti per prevenire la morte cellulare e il danno al tessuto cerebrale, specialmente durante i protocolli di iniezioni ripetute.
  2. Monitorare quotidianamente il peso degli animali per tutto il periodo sperimentale.
  3. Monitorare le condizioni generali degli animali, compresa l'assunzione di cibo, la locomozione, la postura, la toelettatura e i segni di dolore o angoscia.
  4. Somministrare un trattamento antinfiammatorio (ibuprofene, 5 mg/kg) e la gestione del dolore, se necessario. Se necessario, fornire cibo o acqua supplementari.
  5. Rimuovere gli animali se presentano una perdita di peso superiore al 20% che non può essere recuperata entro 2 giorni dall'integrazione individuale, lesioni epidermiche o qualsiasi segno di dolore cronico o disagio non responsivo al trattamento farmacologico.
  6. Eutanasia di tutti gli animali secondo le linee guida etiche internazionali e istituzionali.

5. Installazione, configurazione e utilizzo del software

  1. Per l'analisi descritta in questo studio, utilizzare MouseLabTrack19 e Solomon Coder. Scaricali e segui la procedura di installazione (vedi File supplementare 1 e File supplementare 2).
    NOTA: Mentre MouseLabTrack viene eseguito con il framework MATLAB, Solomon Coder è un eseguibile per il sistema operativo Windows. Entrambi i software sono open source.
  2. Fare clic su Solomon nel menu Start di Windows o cercare Solomon Coder e aprire il software.
    1. Se è disponibile un file di configurazione (vedere File supplementare 3), andare su File | Configurazione del carico. Lo schermo caricherà le impostazioni predefinite.
    2. Se non è disponibile alcun file di configurazione,
      1. Fare clic con il pulsante destro del mouse sull'area libera per creare un nuovo pulsante. Fare clic con il pulsante destro del mouse sul pulsante appena creato per aprire la schermata di configurazione .
      2. Nel campo Nome pulsante , rinominare il pulsante in modo che rappresenti il comportamento desiderato.
      3. Nel campo Colore faccia pulsante , selezionare un colore.
      4. Nel campo Categorie , rinominare Predefinito su Comportamenti (questo sarà il nome della colonna).
      5. Nel campo Tasto di scelta rapida , assegnare un tasto della tastiera per contrassegnare il comportamento durante l'analisi video (ad esempio, il tasto "1").
      6. (Facoltativo) Seleziona la casella sopra Tasto di scelta rapida se l'evento è istantaneo, il che significa che registrerà un singolo evento quando il tasto viene premuto e rilasciato. Se questa opzione non è selezionata, il comportamento rimarrà registrato fino al rilascio della chiave.
    3. Per aprire un video, vai su File | Apri Video.
    4. Premi Riproduci per avviare il video.
    5. Man mano che si osservano dei comportamenti, fare clic con il pulsante sinistro del mouse o premere il tasto della tastiera assegnato per contrassegnarli.
    6. Per salvare i dati come file con valori separati da virgole (.csv), vai su Analizza | Salva output con nome. Per salvare il foglio di codifica Solomon (.arch), vai su File | Salva foglio di codifica.
  3. Per aprire e caricare MouseLabTracker.
    1. Apri MATLAB, nella console, digita 'main()' e premi Invio.
    2. Per caricare il video, fai clic sul pulsante Apri. Dopo il caricamento, lo schermo adiacente visualizzerà il video con uno sfondo verde e l'animale in bianco.
    3. Specificare l'intervallo di tempo da analizzare nel video. Fare clic su Avvia per impostare l'inizio dell'analisi. Fare clic su Fine per impostare la fine dell'analisi.
      NOTA: Se non viene impostato alcun intervallo, il software analizza l'intero video.
    4. Per configurare le impostazioni di tracciamento, vai alla scheda Impostazioni di tracciamento .
      1. Seleziona Oggetti scuri / Sfondo chiaro per indicare che l'animale è più scuro dello sfondo.
      2. Per regolare il numero di animali, vai su Soggetti e cambia il numero in 1.
      3. Per regolare i parametri di rilevamento, modificare l'impostazione del parametro Soglia in modo che i valori del raggio siano compresi tra 30 e 40.
      4. Definisci il colore dell'animale cliccando su Colore e selezionando il colore appropriato.
      5. Per definire l'arena, fai clic su Definisci arena, quindi seleziona l'angolo in alto a sinistra dell'arena, quindi seleziona l'angolo in basso a destra dell'arena.
    5. Per avviare il processo di tracciamento, fare clic su Traccia. Attendi che la barra di avanzamento raggiunga il 100%.
    6. Una volta completato il monitoraggio, salvare il file di output dell'analisi facendo clic su Salva risultati.

6. Comportamenti di codifica

  1. Innanzitutto, contrassegna il tempo di somministrazione PTZ quando il mouse riappare nel fotogramma video dopo essere stato posizionato nell'arena di osservazione. Questo momento funge da tempo zero, fungendo da riferimento temporale per tutti gli altri comportamenti, inclusi i calcoli di latenza.
  2. Osservare spasmi e mioclono pochi minuti dopo l'iniezione di PTZ (Figura 3), seguiti da possibili convulsioni limbiche. Gli spasmi sono contrazioni brevi, transitorie e veloci dei muscoli assiali, tra cui la flessione bilaterale dell'orecchio, la contrazione dei muscoli della schiena, il sollevamento della coda (coda di Straub) e, raramente, una risposta di salto di sorpresa (Figura 3A). Codificare gli spasmi come eventi discreti, associandoli a un singolo fotogramma video senza durata.
    NOTA: Quantificare la diversità e la combinazione di diverse parti del corpo nell'espressione degli spasmi (vedere la sezione Risultati rappresentativi).
  3. Per codificare il mioclono, osservare eventi più lunghi di 200 ms; Sono caratterizzati da un brusco e forte scatto mioclonico che coinvolge la testa, il collo e le zampe. Può essere associato a tremori e perdita di postura del corpo (Figura 3B). La sottoclassificazione comprende il mioclono con tremori o con perdita di postura in avanti, a sinistra o a destra. La durata varia in genere da 1 a 2 secondi. A causa della loro lunghezza, il mioclono richiede la codifica su più unità di tempo per un singolo evento.
  4. Per codificare le crisi limbiche, osservare eventi che assomigliano a quello descritto da Racine e possono essere codificati utilizzando la scala Racine. In genere inizia con un arresto comportamentale o un incantesimo di fissazione, seguito da automatismi olfattivi e gustativi, movimenti orofacciali, mioclono degli arti anteriori e/o della testa, impennata con o senza caduta, corsa o salto selvaggi e convulsioni toniche con arresto respiratorio. Utilizzare la scala di Racine modificata18 per sottoclassificare le convulsioni limbiche, che durano più di 10-15 s e sono distinguibili da spasmi e mioclono.
  5. Includere ulteriori classi comportamentali basate sul protocollo sperimentale, consentendo uno screening più completo dei comportamenti.
  6. Segnare la fine della sessione di registrazione in un unico intervallo di tempo (1 ora dopo l'iniezione di PTZ). Se l'animale muore dopo una crisi tonico, identificare l'ora della morte con il segno finale.
    NOTA: Il foglio di codifica può essere salvato in qualsiasi momento durante il processo di codifica e riaperto all'interno del software secondo necessità per continuare la codifica o le modifiche.

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Figura 3: Istantanee dei comportamenti ictali osservati dopo la somministrazione di PTZ. (A) Questo è un esempio rappresentativo di uno dei primi spasmi osservati dopo l'iniezione di PTZ. Vengono visualizzati tutti i fotogrammi (campionamento a 30 fps). Si noti che lo spasmo dura meno di 200 ms e si muove in direzione rostrocaudale. In questo esempio, non si è verificato alcun sollevamento evidente della coda. (B) Un esempio rappresentativo di mioclono associato all'inclinazione in avanti. In questo esempio, il mioclono è durato più di 1 s, dove si è verificato un clono multiplo della coda e degli arti anteriori. (C) Esempio rappresentativo di una crisi limbica. Prima dello stadio 1 di Racine, il topo mostrava un mioclono sostenuto degli arti, compresa la perdita della postura del corpo. La sequenza mostra tutti e cinque gli stadi tradizionali della scala di Racine convenzionale. In questo caso, il mouse riceverebbe un punteggio di 5. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

7. Analisi e visualizzazione dei dati

  1. Calcola la latenza della prima occorrenza di ciascuna delle categorie di comportamento (ad esempio, spasmo, mioclono, convulsioni, ecc.) sottraendo il tempo di iniezione PTZ dal tempo registrato nel foglio di codifica.
  2. Calcola la durata di ogni evento di mioclono e convulsione, quindi sommali per ottenere la durata totale per ogni categoria.
  3. Calcola la frequenza di occorrenza per ogni comportamento dividendo il numero totale di eventi per la durata della registrazione.
  4. Calcola l'intervallo tra eventi per ogni comportamento trovando la differenza di tempo tra eventi consecutivi.
  5. Definire gli episodi in base alla distribuzione temporale dei comportamenti ictali in ogni sessione di registrazione, quando applicabile. Calcola i parametri di cui sopra per ogni episodio.
    NOTA: La fine delle crisi porta a un periodo di soppressione postictale, che segna la conclusione di un episodio per questo protocollo. La ricomparsa dei comportamenti ictali segna l'inizio di un nuovo episodio.
    NOTA: In assenza di convulsioni, classificare la sessione di registrazione in base alla distribuzione temporale degli spasmi e del mioclono.
  6. Verifica la normalità utilizzando il test di Shapiro-Wilk per ogni gruppo.
  7. Per i confronti parametrici tra più gruppi, utilizzare il test ANOVA (One-way Analysis of Variance). Per i dati accoppiati, utilizzare un test t accoppiato o un ANOVA a misure ripetute, a seconda della struttura dei dati.
  8. Impostare la significatività statistica su un valore p di < 0,05. Inoltre, arrotondare i valori p al di sotto di 0,0001 e riportarli come <0,0001.

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Risultati

Per valutare la strategia di codifica e la sua capacità di dettagliare i comportamenti ictali durante le crisi epilettiche indotte da PTZ, sono state prima testate tre dosi di PTZ e sono stati osservati i loro effetti sui topi C57BL/6 (40, 60 e 80 mg/kg, N = 7, 5 e 5, rispettivamente). Gli esiti comportamentali osservati in tre dosi di PTZ hanno rivelato chiare differenze dose-dipendenti dopo una singola iniezione. Gli animali trattati con PTZ 40 mg/kg hanno mostrato spasmi ma nessuna convulsione limbica o mioclono. Al c...

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Discussione

Questo studio ha impiegato una categorizzazione dei comportamenti basata sulle espressioni motorie per fornire un quadro più completo per l'analisi delle dinamiche delle crisi. Questo approccio consente di quantificare i parametri chiave, tra cui la latenza, la durata e la frequenza di spasmi, mioclono e convulsioni limbiche. I risultati delle iniezioni settimanali di PTZ hanno dimostrato che l'esposizione ripetuta altera significativamente i tempi e la frequenza delle crisi limbiche, co...

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Dichiarazioni

Gli autori dichiarano di non avere conflitti di interesse.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato in parte sostenuto dal Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq, sovvenzioni 308110/2020-0 e 316441/2023-6), dalla Fundação de Amparo e Promoção da Ciência, Tecnologia e Inovação do Rio Grande de Norte (FAPERN, sovvenzione 042/2022) e dalla Fundação Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES, sovvenzione #385/2019) e da Propesq-UFRN (sovvenzione PVP18039-2020).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Soluzione di cloruro di sodio allo 0,9%Fresenius Kabi Brasil Ltda74MK3168Sistema chiuso per uso endovenoso; soluzione iniettabile, 250 mL.
Bilancia analiticaShimadzuATY224Capacità massima: 220 g, Capacità minima: 10 mg, Risoluzione dei lavori: 0,1 mg. Numero di serie: 1311070096
Macchina fotograficaJortanJortan-8816AHDTelecamera IR CCD, sistema NTSC, risoluzione 2,0 MP, obiettivo 3,6 mm, alimentazione DC 12 V.
Luxmetro digitaleMinipaMLM-1011Misura l'intensità della luce in unità di lux.
Ago ipodermicoDescarpack353101Formato 26,5 g.
Topi--Topi maschi C57BL/6 wild type. Due-tre mesi.
PentilenetetrazoloSigma-Aldrich (Merck)P6500-25GPolvere, stimolante del SNC. Acquistato: 25 g. Stoccaggio: -25 °C.
Software: MouseLabTracker  Giuliano Vilela-Software open source, documento di riferimento: DOI: 10.1016/j.jneumeth.2006.04.005.
Sito: https://neuro.ufrn.br/softwares/mouselabtracker
Software: Solomon CoderAndrá s Pé Ter-Software open source, v.19.08.02.
Sito:  https://solomon.andraspeter.com/
TermoigrometroProvincia di HikariHK-T240Misura la temperatura e l'umidità.

Riferimenti

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