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Articolo metodologico

Isolamento e coltura di cellule primarie di Müller retiniche da ratti Sprague-Dawley (SD)

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DOI:

10.3791/68129

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17 giugno 2025

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1Eye School of Chengdu University of TCM, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2Key Laboratory of Sichuan Province Ophthalmopathy Prevention & Cure and Visual Function Protection with TCM Laboratory, Eye School of Chengdu University of TCM, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 3Retinal Image Technology and Chronic Vascular Disease Prevention & Control and Collaborative Innovation Center, Eye School of Chengdu University of TCM, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 4Department of Ophthalmology, Ziyang Hospital of Traditional Chinese Medicine, 5Department of Ophthalmology, Ineye Hospital of Chengdu University of TCM, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

In questo articolo

Sommario

Questo articolo presenta un protocollo dettagliato per l'isolamento delle cellule primarie di Müller retiniche da ratti neonatali di Sprague-Dawley (SD). La procedura comprende l'enucleazione dei bulbi oculari, la dissezione del tessuto retinico, l'estrazione e l'identificazione delle cellule e le considerazioni chiave per la successiva coltura cellulare.

Abstract

Le cellule di Müller retiniche (RMC) svolgono un ruolo cruciale nel fornire supporto strutturale e regolare varie funzioni all'interno della retina. Come componente principale del microambiente retinico, le RMC svolgono diverse funzioni vitali. Attraverso i loro abbondanti canali ionici, ligandi, recettori, trasportatori transmembrana e sistemi enzimatici, queste cellule contribuiscono alla secrezione di neurotrasmettitori e fattori trofici, regolano il metabolismo retinico e mantengono l'omeostasi degli ioni acqua. In particolare, le RMC sono state recentemente identificate come una fonte significativa di cellule staminali rigenerative retiniche endogene, offrendo nuovi bersagli terapeutici per il trattamento delle malattie degenerative della retina. Pertanto, lo studio delle RMC è essenziale per comprendere i meccanismi patologici alla base dei disturbi della retina. Questo studio stabilisce sistematicamente un protocollo sperimentale standardizzato che include la digestione e la purificazione della tripsina degli RMC primari, l'osservazione morfologica mediante microscopia ottica invertita e colorazione con ematossilina ed eosina (HE), l'identificazione di proteine specifiche attraverso la colorazione in immunofluorescenza e l'analisi della purezza cellulare tramite citometria a flusso. Questo protocollo funge da prezioso riferimento sia per la ricerca di base che per le applicazioni cliniche relative alle RMC, supportando l'esplorazione dei loro meccanismi nelle malattie della retina e facendo avanzare lo sviluppo di strategie terapeutiche.

Introduzione

Le cellule gliali di Müller retiniche (RMC), la macroglia predominante nella retina, costituiscono il nucleo dell'unità neurovascolare retinica 1,2. Coprendo quasi l'intero spessore retinico, gli RMC inguainano quasi tutti i neuroni retinici e la microvascolarizzazione. I loro processi si estendono verso l'alto fino alla membrana limitante interna (ILM), formando le estremità apicali, e verso il basso fino alla membrana limitante esterna (OLM), dove sviluppano microvilli specializzati3. Questa architettura unica consente agli RMC di funzionare come impalcatura strutturale primaria per l'organizzazione della retina 4,5.

Le RMC sono arricchite con canali ionici, ligandi, recettori, trasportatori transmembrana ed enzimi6 e partecipano al metabolismo del glucosio retinico attraverso la glicolisi7. I canali ionici del potassio (Kir2.1, Kir4.1) e le proteine dei canali dell'acqua (AQP4, AQP9, AQP11) regolano in modo collaborativo l'omeostasi ionica e idrica attraverso la membrana cellulare, mantenendo l'equilibrio fisiologico retinico7. Inoltre, gli RMC assorbono ed eliminano i neurotrasmettitori rilasciati dai neuroni, tra cui il glutammato, l'acido γ-aminobutirrico (GABA) e la glicina 7,8.

Condizioni patologiche come la retinopatia diabetica7, il glaucoma9 e la retinite pigmentosa10 possono danneggiare le RMC, interrompere la barriera emato-retinica, innescare l'infiammazione, aumentare la permeabilità vascolare e compromettere la funzione retinica. Gli RMC sono anche riconosciuti come fonti intrinseche latenti di cellule rigenerative retiniche11,12. Nei pesci e in alcuni anfibi, le RMC possono dedifferenziarsi in cellule progenitrici della retina che sostituiscono i neuroni persi a causa della lesione13. Nelle retine dei mammiferi adulti, le RMC esprimono proteine marcatrici correlate alle cellule staminali14,15, garantendo loro il potenziale di differenziarsi in neuroni retinici e sostituire le cellule danneggiate in malattie degenerative come la degenerazione maculare legata all'età, il glaucoma e la retinopatia diabetica16. Gli RMC primari imitano da vicino il loro stato in vivo e sono di grande valore nello studio e nel trattamento delle malattie degenerative della retina. Tuttavia, la letteratura contiene pochi metodi consolidati per isolare e coltivare RMC primarie, in particolare da ratti neonatali di Sprague-Dawley (SD).

Questo protocollo utilizza ratti SD neonatali di 3-5 giorni, senza preferenza di genere. In condizioni sterili, i bulbi oculari vengono enucleati e il tessuto retinico viene digerito utilizzando la tripsina. Gli RMC primari vengono quindi isolati mediante centrifugazione e purificazione per la successiva coltura e passaggio. L'analisi morfologica mediante microscopia ottica invertita combinata con colorazione con ematossilina ed eosina (H&E) ha rivelato che le cellule isolate mostravano caratteristiche caratteristiche RMC. La colorazione in immunofluorescenza ha confermato l'espressione di marcatori proteici specifici per RMC, tra cui la glutammina sintetasi (GS), la proteina legante la retinaldeide cellulare (CRALBP), la vimentina, l'acquaporina-4 (AQP4) e il canale del potassio raddrizzatore verso l'interno 4.1 (Kir4.1). L'analisi citofluorimetrica dopo la marcatura con anticorpi GS e CRALBP ha dimostrato una purezza cellulare del ≥90%, che soddisfa i criteri stabiliti per gli esperimenti biologici basati su RMC e garantisce l'idoneità per i successivi studi funzionali. Durante il processo sperimentale, le cellule al quarto passaggio hanno mostrato una ridotta aderenza al pallone di coltura, cambiamenti morfologici e segni di senescenza, portando infine alla morte cellulare. Pertanto, negli esperimenti successivi sono state utilizzate solo le cellule dei primi tre passaggi.

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Protocollo

Tutti gli esperimenti sugli animali sono stati condotti in conformità con la Dichiarazione ARVO per l'uso degli animali nella ricerca oftalmica e visiva e sono stati approvati dal Comitato etico animale dell'Università di Medicina Tradizionale Cinese di Chengdu (numero etico: 2024069). Nello studio sono stati utilizzati cinquanta ratti Sprague-Dawley privi di patogeni specifici (SPF) (3-5 giorni di età, sesso non specificato, peso corporeo 7-10 g). Gli animali sono stati ottenuti commercialmente e ospitati presso il Centro Sperimentale per gli Animali dell'Università di Medicina Tradizionale Cinese di Chengdu (Licenza d'uso della struttura n.: SYXK [Sichuan] 2024-049) in condizioni di laboratorio standard. I dettagli dei reagenti e delle attrezzature utilizzate in questo studio sono forniti nella Tabella dei materiali.

1. Isolamento e coltura delle RMC primarie

  1. Preparazione di elementi sperimentali
    1. Sterilizzare i seguenti elementi sotto la luce ultravioletta per almeno 30 minuti sul banco pulito prima dell'uso: matracci di coltura T25, provette e rack da centrifuga, pipette e supporti, contenitori per rifiuti liquidi, accendini, lampade ad alcool e pennarelli.
    2. Sterilizzare i seguenti elementi in autoclave prima dell'uso: puntali per pipette da 1 ml, piastra piegante, piastre di Petri in vetro con coperchio, pinzette curve, rete di nylon da 45 μm (300 mesh), pinzette dentate, pinzette senza denti e micro forbici corneali.
  2. Preparazione ambientale: disinfettare l'ambiente e il tavolo operatorio per la dissezione del bulbo oculare con luce ultravioletta per più di 30 minuti. Spruzzare alcol sulle mani dello sperimentatore ogni volta prima di entrare e dopo aver lasciato il banco pulito. Impostare l'incubatrice a 37 °C e 5% di CO2. Spruzzare le mani dello sperimentatore con alcol prima e dopo l'apertura dell'incubatrice.
  3. Preparazione della soluzione: Preparare la soluzione di D-Hank, la soluzione salina tamponata con fosfato (PBS), il Dulbecco's Modified Eagle Medium (DMEM high-glucose), il siero fetale bovino (FBS, inattivato termicamente), la soluzione di penicillina/streptomicina (100x) e la soluzione di tripsina-EDTA allo 0,25%.
    NOTA: Scaldare DMEM e FBS a bagnomaria a 37 °C prima dell'uso.
    1. Preparare le soluzioni di D-Hank e PBS contenenti l'1% di penicillina/streptomicina aggiungendo 100 μL di soluzione di penicillina/streptomicina a 10 mL di soluzione di D-Hank o PBS, rispettivamente.
    2. Preparare il terreno di coltura completo aggiungendo 100 μL di soluzione di penicillina/streptomicina e 2 mL di FBS a 10 mL di DMEM ad alto contenuto di glucosio.
      NOTA: Preparare le soluzioni su un banco pulito da laboratorio e utilizzarle immediatamente quando possibile. Conservare l'intero terreno di coltura a 4 °C e riscaldarlo a 37 °C prima di ogni utilizzo. Gettare se conservato per più di una settimana.
  4. Rimozione degli occhi
    1. Eutanasia di ratti neonati SD mediante lussazione cervicale (senza asfissia da CO2) su un banco da lavoro sterilizzato seguendo protocolli istituzionalmente approvati. Immergere i corpi in alcol al 75% per 5 minuti per la disinfezione, quindi trasferirli in un piatto curvo sterile.
    2. Versare la soluzione di D-Hank in due piastre di coltura in vetro da 10 cm.
    3. Usa una pinzetta dentata per aprire la palpebra lungo la fessura palpebrale per esporre il bulbo oculare.
    4. Usa una pinzetta sdentata tenuta aperta e parallela alla fessura palpebrale per premere verso il basso l'orbitale. Una volta raggiunto il nervo ottico e esposto il bulbo oculare, chiudere le pinzette per sollevare ed estrarre il bulbo oculare.
    5. Metti il bulbo oculare in un piatto di coltura di vetro con la soluzione di D-Hank, sciacqualo e trasferiscilo in un altro piatto con la soluzione fresca di D-Hank.
      NOTA: Assicurarsi che il bulbo oculare rimanga intatto. Idealmente, una parte del nervo ottico dovrebbe rimanere attaccata per facilitare la separazione del tessuto retinico.
  5. Dissezione retinica
    1. Preparare una capsula di coltura vuota sterilizzata e con coperchio e regolare il microscopio.
    2. Posizionare al microscopio la piastra di coltura in vetro del passaggio 1.4.5. Utilizzare micro pinze oftalmiche curve per fissare delicatamente la regione tra la cornea e il nervo ottico per esporre la cornea.
    3. Forare la giunzione corneosclerale utilizzando micro forbici corneali. Tagliare lungo il limbus in modo circolare, quindi praticare incisioni sclerali simmetriche di circa 2 mm di lunghezza. Rilasciare la pinza e serrare nuovamente all'incrocio tra il nervo ottico e la sclera.
    4. Utilizzare una seconda pinza per premere delicatamente vicino alla radice del nervo ottico, dirigendo la pressione verso l'interfaccia del nervo corneale-ottico. Quando appare il tessuto del cristallino, rimuoverlo con cautela e continuare a premere fino a quando il tessuto retinico non emerge.
      NOTA: Rimuovere la lente con cautela per evitare di estrarre inavvertitamente il tessuto retinico.
    5. Trasferire il tessuto retinico separato in un'altra piastra di coltura sterile utilizzando una pinza. Copri il piatto, spruzzalo con alcol e posizionalo sulla panca pulita.
  6. Estrazione di RMC primari
    1. Accendere l'interruttore di ventilazione del banco pulito.
    2. Aprire il coperchio del piatto di coltura. Utilizzare una pipetta con una punta da 1 ml per pipettare il tessuto retinico su e giù circa 15 volte per romperlo in piccoli pezzi. Aggiungere 1 mL di tripsina allo 0,25% e incubare a 37 °C per 5 minuti.
    3. Estrarre il piatto di coltura dall'incubatrice e posizionarlo sul banco pulito. Aggiungere 2 ml di terreno completo e pipettare delicatamente per fermare la digestione.
      NOTA: Utilizzare il doppio del volume di tripsina per terminare la digestione. Ad esempio, se è stato utilizzato 1 mL di tripsina, terminare con 2 mL di terreno completo.
    4. Filtrare la sospensione cellulare attraverso uno schermo di nylon da 300 maglie in una provetta da centrifuga da 15 mL. Lavare il piatto con PBS preparato e raccogliere la sospensione rimanente.
    5. Centrifugare la provetta a 878 x g per 5 minuti a temperatura ambiente (RT). Aspirare e scartare il surnatante. Risospendere il pellet in 2 mL di terreno completo e centrifugare nuovamente a 878 x g per 5 minuti per purificare le cellule.
    6. Dopo la centrifugazione, scartare il surnatante. Risospendere le cellule in 2 mL di terreno completo. Aggiungere preventivamente 3 mL di terreno completo a ciascun pallone T25, quindi aggiungere 1 mL di sospensione cellulare. Agitare il pallone a croce e metterlo nell'incubatrice.
    7. Eseguire il primo cambio del terreno dopo 48 ore di incubazione. Estrarre il pallone dall'incubatrice e posizionarlo sul banco pulito. Scartare il terreno esaurito e lavare tre volte la superficie di adesione alle cellule con 1 mL di PBS.
      1. Aggiungere 5 ml di terreno completo fresco. Continuare a cambiare il terreno a giorni alterni fino a quando la confluenza cellulare non supera il 90%, quindi procedere con la subcoltura.

2. Passaggio degli RMC

NOTA: Passaggio delle celle quando la confluenza supera il 90%. In questo protocollo, le colture primarie richiedono in genere il passaggio a 5-6 giorni dopo l'isolamento. I tempi del primo passaggio possono variare a seconda della densità di placcatura. Regolare la densità cellulare a 4 x 103 cellule/mL e seminare le cellule in fiasche di coltura T25. Quando la confluenza raggiunge il >90% dopo 3-4 giorni, procedere con il passaging.

  1. Rimuovere il pallone di coltura T25 dall'incubatrice. Eliminare il terreno di coltura e lavare le cellule tre volte con 1 mL di soluzione PBS contenente l'1% di penicillina/streptomicina.
  2. Aggiungere 1 mL di soluzione di tripsina-EDTA allo 0,25% nel pallone e incubare per 1 minuto e 30 s.
  3. Osservare il pallone al microscopio invertito. Quando le cellule appaiono rotonde, staccate e iniziano a galleggiare, rimuovere il pallone dall'incubatrice. Trasferirlo nel banco pulito e aggiungere 2 ml di terreno di coltura completo per terminare la digestione.
  4. Utilizzare una pipetta per aspirare la sospensione cellulare. Pipettare delicatamente contro la parete del pallone per rimuovere le cellule aderenti rimanenti.
  5. Trasferire l'intera sospensione cellulare in una provetta da centrifuga da 15 mL. Sciacquare la parete del pallone con 2 ml di PBS contenente l'1% di penicillina/streptomicina e aggiungerlo alla stessa provetta. Centrifugare la provetta a 878 x g per 5 minuti a RT.
  6. Scartare il surnatante. Risospendere il pellet di cella in un volume appropriato di mezzo completo. Passaggio delle celle in un rapporto di 1:2 o 1:3 a seconda delle esigenze.
    NOTA: Utilizzare le celle al passaggio 2 (P2) per gli esperimenti a valle (Figura 1).

3. Colorazione con ematossilina ed eosina (H&E)

  1. Passaggio del seme 2 cellule (P2) in una piastra a 6 pozzetti contenente vetrini coprioggetti sterili pre-posizionati a una densità di 2 x 105 cellule per pozzetto. Aggiungere 2 mL di terreno di coltura completo a ciascun pozzetto. Quando le cellule raggiungono circa l'80% di confluenza, scartare il terreno di coltura e sciacquare delicatamente ciascun pozzetto due volte con 1 mL di PBS.
  2. Aggiungere 1 mL di fissativo paraformaldeide al 4% in ciascun pozzetto e incubare per 30 minuti per fissare le cellule. Scartare il fissativo e lavare le cellule due volte con 1 mL di PBS.
  3. Aggiungere 1 mL di colorante di ematossilina in ogni pozzetto e incubare per 15 minuti. Eliminare la soluzione colorante e sciacquare i pozzetti 2-3 volte con 1 ml di PBS.
  4. Osserva le cellule al microscopio. Se la macchia di ematossilina appare troppo scura, utilizzare alcol di acido cloridrico all'1% per differenziare e rimuovere la colorazione citoplasmatica in eccesso. Lavare 2-3 volte con 1 ml di PBS.
  5. Aggiungere 1 mL di soluzione colorante eosina in ogni pozzetto. Osservare la colorazione al microscopio per circa 30 s o fino a raggiungere l'intensità del colore desiderata. Sciacquare i pozzetti 2-3 volte con 1 ml di PBS. Montare i vetrini coprioggetti sui vetrini utilizzando resina neutra.

4. Colorazione in immunofluorescenza

  1. Semina di cellule P2 in una piastra a 6 pozzetti contenente vetrini coprioggetti sterili preposizionati a una densità di 2 x 105 cellule per pozzetto. Aggiungere 2 mL di terreno di coltura completo a ciascun pozzetto.
    1. Quando le cellule raggiungono circa l'80% di confluenza, scartare il terreno di coltura. Togliete il vetrino coprioggetti e mettetelo in un barattolo colorante. Lavare il vetrino coprioggetti tre volte con 1 mL di PBS, 5 minuti ogni volta.
  2. Aggiungere circa 50 μL di soluzione di permeabilizzazione (Triton X-100: PBS = 1: 200) per coprire le cellule. Incubare a temperatura ambiente per 5 minuti, quindi lavare tre volte con 1 mL di PBS, 5 minuti ogni volta. Aggiungere circa 50 μl di soluzione bloccante BSA al 3% e incubare a temperatura ambiente per 20 minuti.
  3. Gettare delicatamente la soluzione bloccante. Aggiungere circa 200 μl di soluzione di anticorpi primari preparata in PBS per coprire il vetrino: AQP4 (1:100), Kir4.1 (1:200), GS (1:200), CRALBP (1:50) o Vimentin (1:200). Porre il vetrino coprioggetti in una camera umidificata e incubare per una notte a 4 °C.
  4. Lavare il vetrino coprioggetti tre volte con 1 mL di PBS, 5 minuti ogni volta.
  5. Aggiungere circa 200 μl di anticorpo secondario IgG di capra17 marcato con FITC. Incubare a temperatura ambiente al buio per 50 min. Lavare il vetrino coprioggetti tre volte con 1 mL di PBS, 5 minuti ogni volta.
  6. Colorare i nuclei con DAPI per 10 min. Lavare tre volte con 1 ml di PBS, 5 minuti ogni volta.
  7. Aggiungere una goccia di mezzo di montaggio anti-sbiadimento alla diapositiva. Montare il vetrino coprioggetti con la cella rivolta verso il basso. Sigillare e osservare al microscopio a fluorescenza.

5. Citometria a flusso

  1. Regolare la concentrazione cellulare a 1,0 x 107 cellule/mL utilizzando il tampone di colorazione per citometria a flusso.
  2. Aliquotare 100 μl della sospensione a cellula singola in due provette separate per condizione. Designare un tubo come controllo negativo (non colorato).
  3. Aggiungere 100 μl di mezzo di permeabilizzazione A (dal kit ottenuto in commercio, vedere la tabella dei materiali) a ciascuna provetta. Mescolare delicatamente e incubare per 15 minuti a temperatura ambiente al buio.
  4. Aggiungere 3 mL di tampone di colorazione per citometria a flusso pre-raffreddato in ciascuna provetta. Centrifugare a 300 x g per 5 minuti a RT ed eliminare il surnatante.
  5. Aggiungere 100 μl di mezzo di permeabilizzazione B (dal kit ottenuto in commercio) a ciascuna provetta e vortice da miscelare. Aggiungere 0,1 μl di anticorpo CRALBP alle provette del campione designate e 0,8 μl di anticorpo GS alle provette corrispondenti. Non aggiungere alcun anticorpo al tubo di controllo negativo. Incubare a 4 °C al buio per 30-60 min.
  6. Aggiungere 3 mL di tampone di colorazione per citometria a flusso in ciascuna provetta. Centrifugare a 300 x g per 5 minuti a RT ed eliminare il surnatante.
  7. Risospendere ciascuna provetta in 100 μL di tampone di colorazione per citometria a flusso. Aggiungere 1 μL di IgG (H&L) di capra coniugata con FITC a ciascuna provetta colorata con CRALBP e 1 μL di IgG (H&L) di capra coniugata con PE a ciascuna provetta colorata con GS. Non aggiungere alcun anticorpo al tubo di controllo negativo. Incubare a 4 °C al buio per 30-60 min.
  8. Aggiungere 3 mL di tampone di colorazione per citometria a flusso in ciascuna provetta. Centrifugare a 300 x g per 5 minuti ed eliminare il surnatante.
  9. Risospendere ciascuna provetta in 300 μL di tampone di colorazione per citometria a flusso. Procedere immediatamente con l'analisi di citometria a flusso; in alternativa, risospendere in 500 μL di paraformaldeide all'1%-4%, conservare a 2-8 °C al buio e analizzare entro 24 ore.
  10. Analizza campioni negativi e positivi utilizzando il software di citometria a flusso.

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Risultati

Dopo che le cellule primarie sono state seminate nel pallone di coltura, i successivi cambiamenti del terreno e il passaggio aiutano a eliminare le RMC scarsamente aderenti e a rimuovere i detriti cellulari generati durante il passaggio, arricchendo così la popolazione di RMC nella coltura. Gli RMC sono stati identificati in base alla loro morfologia utilizzando un microscopio ottico invertito (Figura 1) e la colorazione con ematossilina ed eosina (H&E) (...

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Discussione

Questo articolo fornisce un protocollo dettagliato per l'isolamento delle RMC primarie da ratti SD neonatali. Il protocollo copre tutte le fasi, comprese le preparazioni pre-sperimentali, l'enucleazione del bulbo oculare, l'isolamento del tessuto retinico e le procedure passo-passo per l'estrazione, la coltura, il passaggio e l'identificazione di RMC. Sottolinea inoltre le considerazioni chiave che dovrebbero essere osservate durante l'intero processo di coltura cellulare, offrendo una g...

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Dichiarazioni

Tutti gli autori non hanno un conflitto di interessi relativo al contenuto di questo articolo.

Ringraziamenti

Questo lavoro è stato sostenuto dal Fondo della Fondazione Provinciale per la Natura del Sichuan (2023NSFSC0690).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
0,1% Triton X-100SolarbioT8200
0,25% Tripsina-EDTAHyclone SH30042.01B
Alcool acido cloridrico 1%BIOSYSTEMS3803651E
4% ParaformaldeideSolarbioP1110
45μ m rete di nylon (300 mesh)SolarbioYA0926
piastra a 6 pozzettiServicebioIMC202302001
6 cm Piastra di Petri in vetroNormax5058541
75% di alcolKESHIGEA004
Aquaporin-4 (AQP4)Proteintech Group, Inc16473-1-AP
BSAServicebioGC305010
Incubatore per colture cellulariThermoFORMA311
proteina legante la retinaldeide cellulare (CRALBP)HUABOIHA721330
CentrifugaHunan XiangyiTDZ5-WS
Banco pulitoZHICHENGZHJH-C12
Forbici cornealiJinzhongBXGJ
DAPISolarbioG1012
Soluzione D-HankSolarbioH1045
DMEM  alto glucosio medioGibcoC11995500BT
Siero fetale bovino (FBS)Sbjbio life SciencesBC-SE-FBS01
FIX& PERM Medium AMultiSciencesGAS006/2
FIX& PERM Medium BMultiSciencesGAS006/2
tampone di colorazione per citometria a flussoMultiSciencesS1001
Fluoromount-G Terreni di montaggio fluorescentiSourthernBiotech0100-01
Glutammina Sintetasi Anticorpo policlonaleProteintech Group, IncPTG-11037-2-AP-50ul
Capra 324 Anti-coniglio IgG H& L PEBiossbs-0295G-PE
Capra Anti-323 Coniglio IgG H& L FITCBiossbs-0295G-FITC
Kit di colorazione ematossilina-eosina (HE)SolarbioG1120
macchina per la disinfezione ad alta pressionezealway (xiamen) strumento IncGI80DS
Microscopio a fluorescenza invertitoNikon 
Microscopio a contrasto di fase invertitoLeica DMIL
raddrizzatore verso l'interno canale del potassio 4.1 (Kir4.1)Proteintech Group, Inc12503-1-AP
Resina neutraSolarbioG8590-100
Soluzione di penicillina-streptomicina (100×)HycloneSV30010
Phosphate Buffer (PBS) (pH7.2- 7.4)SolarbioP1020-500ml
Anticorpo secondario (capra marcata FITC-polish)ServicebioGB22303
ratti Sprague-Dawley Fornitore verificato - Chengdu Dashuo Experimental Animal Co., Ltd.Licenza di produzione n.: SCXK [Sichuan] 2020-0030
Pallone di coltura T25Cornning 
provette tornado: 15 mlWHB WHB-15-1
Provette Tornado: 50 mlWHB WHB-50-1
sterilizzatore per disinfezione a raggi ultraviolettiGEMEISIxd06
VimentinAbcamab92547
SMZ1500430639

Riferimenti

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