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Articolo metodologico

Utilizzo di biosensori a celle intere per misurare il mercurio ionico in campioni d'acqua

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DOI:

10.3791/68257

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3 luglio 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratorio de Moléculas Individuales, Laboratorios de Investigación y Desarrollo, Facultad de Ciencias e Ingeniería, Universidad Peruana Cayetano Heredia, 2Kenniscentrum AI, Erasmushogeschool Brussel, 3Open BioLab Brussels, Erasmushogeschool Brussel

In questo articolo

Sommario

Questo articolo presenta i protocolli per l'utilizzo di due biosensori a cellula intera (Mer-Blue e Mer-RFP) per rilevare il mercurio ionico. Fornendo procedure dettagliate per il loro funzionamento e l'analisi dei risultati, lo studio mira a facilitare una più ampia adozione e l'ulteriore sviluppo di queste tecnologie per il monitoraggio di specifici inquinanti.

Abstract

I biosensori a cellula intera (WCB) sono piattaforme strumentali per la scoperta e la caratterizzazione di elementi regolatori e per il progresso della bioingegneria. Sono anche molto promettenti per il monitoraggio ambientale e alimentare. Sebbene siano stati compiuti sforzi significativi per migliorarne la sensibilità e la portabilità, la standardizzazione del loro trattamento e dell'analisi dei dati rimane relativamente poco sviluppata. Questo articolo presenta una guida completa all'utilizzo di due WCB sviluppati di recente, Mer-Blue e Mer-RFP, che si sono dimostrati in grado di rilevare il mercurio ionico a livelli inferiori ai limiti dell'acqua potabile dell'Organizzazione Mondiale della Sanità. I protocolli qui descritti comprendono la preparazione della coltura microbica, la calibrazione del sensore, l'acquisizione dei dati e l'analisi. Per il biosensore fluorimetrico Mer-RFP, viene utilizzato un nuovo teorema di allocazione della biosintesi per identificare l'intervallo di tempo per misurazioni dose-risposta affidabili e accurate. Per il biosensore colorimetrico Mer-Blue, una configurazione della fotocamera a basso costo consente misurazioni rigorose in ambienti privi di spettrofotometri e fluorimetri costosi, facilitando il monitoraggio decentralizzato dell'inquinamento. Vengono descritte le procedure utilizzate per l'analisi dei campioni di acqua dolce e vengono discussi i limiti di questi biosensori rispetto ai tipi di campioni. Condividendo queste tecniche di manipolazione e analisi, incoraggiamo gruppi di ricerca più ampi ad adottare e migliorare questi dispositivi biologici per lo sviluppo di soluzioni efficaci di monitoraggio ambientale. In definitiva, questa ricerca mira a facilitare l'adozione diffusa delle tecnologie dei biosensori all'interno della comunità delle scienze ambientali, contribuendo a un monitoraggio più efficace ed efficiente dell'inquinamento da oligoelementi in vari ecosistemi.

Introduzione

Con l'aumento delle preoccupazioni per l'inquinamento ambientale e la sicurezza dell'acqua e dell'approvvigionamento alimentare, i biosensori sono emersi come un'alternativa interessante e conveniente ai tradizionali metodi di chimica analitica. I metalli pesanti sono inquinanti altamente tossici che sono diventati sempre più diffusi a causa delle attività umane 1,2,3,4. Tuttavia, i metodi di rilevamento convenzionali5 sono spesso costosi e inaccessibili.

I WCB sensibili al mercurio sfruttano la notevole specificità e sensibilità del fattore di trascrizione MerR 6,7,8. Nella sua funzione nativa, MerR regola l'espressione delle proteine effettrici, la cui attività detossificante conferisce resistenza al mercurio9. La capacità di MerR di regolare l'espressione genica in modo dipendente dal mercurio è stata riproposta per la regolazione delle proteine reporter nei sistemi di rilevamento del mercurio 10,11,12,13,14,15,16. Nonostante le ricerche promettenti, questi WCB devono ancora essere adottati per il monitoraggio nel mondo reale. Fattori come la fragilità biologica, i requisiti di manipolazione specializzati e l'assenza di protocolli standardizzati e materiali di riferimento certificati hanno ostacolato l'applicazione pratica 17,18,19,20.

È stato sviluppato un sistema WCB per la rilevazione ionica del mercurio utilizzando MerR accoppiato a due diverse proteine reporter. Mer-Blue esprime una proteina cromogenica e funge da biosensore colorimetrico, consentendo il rilevamento visivo o basato su telecamera. Mer-RFP, un biosensore fluorescente, consente il monitoraggio continuo dell'accumulo di segnale. Controllando attentamente i tempi di esposizione del campione durante la fase di crescita, è stata raggiunta una robusta riproducibilità in entrambi i sistemi15.

Questo articolo presenta protocolli dettagliati per il funzionamento sia di Mer-Blue che di Mer-RFP, insieme a un'analisi completa delle loro uscite di segnale. Per Mer-RFP, l'analisi si basa su un teorema di recente introduzione dell'allocazione della biosintesi proteica21. Per Mer-Blue, l'analisi colorimetrica può essere digitalizzata utilizzando un software di elaborazione delle immagini come ImageJ. Per garantire impostazioni di acquisizione delle immagini coerenti, viene presentata una configurazione di telecamera fai-da-te a basso costo denominata PelletCam. In entrambi i casi, viene fornito un software automatizzato per facilitare il funzionamento. Condividendo metodologie sperimentali e tecniche di analisi dei dati accessibili e standardizzate, viene incoraggiata una più ampia adozione di WCB per lo sviluppo di soluzioni di monitoraggio affidabili ed economiche basate su biosensori.

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Protocollo

I reagenti e le attrezzature utilizzate in questo studio sono elencati nella Tabella dei materiali.

1. Preparazione di soluzioni ioniche di mercurio

  1. Pesare una piccola massa di polvere di HgBr2 (tipicamente tra 0,1 e 0,2 g) utilizzando guanti protettivi appropriati e una maschera per prevenire l'inalazione e l'esposizione della pelle.
  2. Calcolare la quantità di acqua necessaria per ottenere una soluzione di 4 mM sciogliendo la massa misurata di polvere solida in ddH2O utilizzando la formula:
    figure-protocol-1
    NOTA: Il volume previsto è vicino a 100 mL; Una formula semplificata può essere utilizzata:
    figure-protocol-2
    1. In alternativa, quando si utilizza HgCl2, applicare la formula:
      figure-protocol-3
  3. Conservare la soluzione madre in un contenitore ermeticamente chiuso in un ambiente refrigerato (4 °C) per evitare l'evaporazione.
  4. Preparare diluizioni seriali prima di ogni saggio di titolazione, iniziando con 1 mL di 2 mM Hg2+ e diluendo fino a 40 nM, come mostrato nella Tabella 1.
    NOTA: La concentrazione di mercurio ionico può cambiare durante lo stoccaggio, probabilmente a causa della riduzione spontanea e dell'evaporazione del mercurio elementare (Hg°). Sebbene la refrigerazione e l'uso di contenitori ermetici di alta qualità possano ridurre questi effetti, evitare di utilizzare soluzioni conservate per più di 6 settimane, soprattutto per concentrazioni di 250 nM di Hg2+ o inferiori.

2. Preparazione del medio M9

  1. Sciogliere le polveri reattive in matracci separati utilizzando acqua ultrapura per preparare le seguenti soluzioni madre: M9 5×, 1 M MgSO4, 1 M CaCl2, 20% (p/v) glucosio e 20% (p/v) di casamino acidi.
  2. In un flacone di vetro da 500 ml o 1 litr, mescolare 50 ml di M9 5×, 2,5 ml di acidi Casamino al 20% (p/v) e aggiungere acqua ultrapura per raggiungere un volume totale di 246,475 ml.
  3. Autoclavare la miscela e le soluzioni madre sopra elencate a 121 °C per 20 min.
  4. Lasciare raffreddare completamente tutte le soluzioni per evitare la precipitazione di CaCl2.
  5. Aggiungere alla miscela raffreddata: 25 μL di 1 M CaCl2, 500 μL di 1 M MgSO4 e 3 mL di glucosio al 20% (p/v).
    NOTA: Ciò si traduce in un terreno M9 riccamente integrato con le seguenti concentrazioni finali: 0,24% (p/v) glucosio, 0,2% (p/v) di casamino acidi, 2 mM MgSO4, 1 mM CaCl2, 3 g/L KH2PO4, 0,5 g/L NaCl, 6,78 g/L Na2HPO4, 1 g/L NH4Cl.

3. Attivazione del biosensore Mer-Blue / Mer-RFP

  1. Utilizzare cellule DH5α di Escherichia coli trasformate con il plasmide pUC-Mer-RFP o pUC-Mer-Blue (vedi Tabella dei materiali).
  2. Preparare una capsula di Petri LB-agar contenente 100 μg/mL di ampicillina.
  3. Seminare le cellule da uno stock di glicerolo crioconservato sulla piastra LB-agar utilizzando il metodo dello streaking.
  4. Incubare la piastra per una notte a 37 °C.
  5. Il giorno seguente, prelevare una singola colonia dalla piastra LB-agar per inoculare una coltura da 10 ml utilizzando il terreno M9 (Figura 1A).
  6. Incubare la coltura a 37 °C agitando costantemente a 220 giri/min durante la notte (~16 h) (Figura 1B).

4. Esperimento di titolazione con Mer-RFP

  1. Misurare la densità ottica della coltura batterica notturna a 600 nm (OD600).
  2. Calcolare il volume della coltura notturna necessario per raggiungere un OD600 di 0,05 in un volume totale di 10 ml di terreno M9 fresco utilizzando la formula:
    figure-protocol-4
    dove C1 è l'OD600 della coltura notturna e V1 è il volume da prelevare da essa.
  3. Centrifugare1 mL di pre-inoculo a 3500 × g per 5 min. Scartare il vecchio terreno M9 e risospendere il pellet batterico in 10 mL di terreno M9 fresco (Figura 1C).
  4. Aggiungere 195 μl di coltura risospesa a ciascun pozzetto di una micropiastra a 96 pozzetti. Assicurarsi che ogni microcoltura sia preparata in triplice copia per misurazioni accurate.
  5. Aggiungere 5 μL di soluzioni di mercurio ionico da 40 nM a 40 μM, come descritto nella fase 1, in ciascun pozzetto per ottenere concentrazioni finali comprese tra 1 nM e 1 μM (Figura 1D).
  6. Posizionare la micropiastra in un lettore di micropiastre multimodale con controllo della temperatura, impostato sui seguenti parametri (Figura 1E) - Temperatura: 37 °C, Agitazione: Agitazione costante a 60 giri/min, Intervallo di tempo: Lettura ogni 15 minuti per 16 ore, Misura della densità ottica: Lettura a 600 nm, Misura della fluorescenza: Eccitazione a 570 nm ed emissione a 615 nm.
  7. Dopo aver completato il periodo di incubazione di 16 ore, raccogliere i dati dal lettore di micropiastre (Figura 1F).

5. Analisi dei dati per i risultati Mer-RFP

  1. Utilizzare il software per fogli di calcolo o gli strumenti di gestione dei dati preferiti per visualizzare i valori grezzi di OD600 nel tempo per tutte le singole colture (Figura 1G). Verificare che la fine della fase di ritardo e l'inizio della fase stazionaria avvengano all'incirca nello stesso momento in tutte le repliche all'interno di ciascuna condizione di concentrazione di mercurio. Escludere le impostazioni cultura che si discostano di oltre 1 ora dal tempo medio.
  2. Calcola l'OD mediodi 600 per ogni punto temporale in tutte le repliche all'interno di ciascuna condizione di concentrazione di mercurio. Per ogni condizione di coltura triplicata, saranno disponibili una singola curva di crescita media OD600 e tre uscite di intensità fluorescente in diversi punti temporali.
  3. Traccia il OD medio600 rispetto a È tempo di cultura senza mercurio. Identificare e selezionare visivamente l'intervallo di tempo in cui il tasso di crescita è positivo (vedi Figura 2). Escludere i punti dati rimanenti da tutte le impostazioni cultura.
  4. Per ogni lingua, calcolare il tasso di crescita specifico in ogni momento individuando la variazione di OD600 rispetto al punto temporale precedente e dividendo tale variazione per il valore di OD600 in tale momento, utilizzando la formula seguente:
    figure-protocol-5
  5. Allo stesso modo, calcolare il tasso di produzione di fluorescenza specifico per ciascuna coltura trovando la variazione dell'intensità della fluorescenza rispetto al punto temporale precedente e dividendo tale variazione per il valore OD600 in quel momento, utilizzando la formula:
    figure-protocol-6
  6. Per ogni coltura, tracciare il tasso di crescita specifico rispetto al tasso di produzione della fluorescenza (vedere la Figura 3). Identificare un intervallo lineare all'interno dei punti di tempo tardivi. Escludere i primi punti temporali fino a quando non si ottiene una regressione lineare con il massimo R2, basata su un minimo di 12 punti (circa 3 ore).
    NOTA: La pendenza di questa regressione lineare rappresenta la frazione di espressione, cioè la proporzione della sintesi proteica totale allocata alla proteina reporter21.
  7. Per tutte le impostazioni cultura, estrarre le tendenze lineari approssimativamente dallo stesso intervallo di tempo e registrare il valore della pendenza per ogni condizione.
    NOTA: per ottenere il valore R2 più alto possibile in tutte le impostazioni cultura utilizzando lo stesso intervallo di tempo, potrebbero essere necessari più tentativi. Per l'analisi automatizzata, il seguente Jupyter Notebook (Google Colab framework) è disponibile all'indirizzo https://github.com/frank-britto/Mer_RFP. Questo quaderno funge da modello per ottimizzare l'estrazione delle tendenze lineari e l'ulteriore profilazione dose-risposta.
  8. Prendi la pendenza media tra le repliche per ogni concentrazione di mercurio.
  9. Tracciare i valori medi della pendenza rispetto alla concentrazione di mercurio (vedere la Figura 4A). Adattare una funzione Hill ai dati:
    figure-protocol-7
    Dove: fRFP è la frazione di espressione per la proteina fluorescente rossa, H rappresenta la massima espressione possibile per il circuito, [Hg2+] è la concentrazione ionica di mercurio, kHg è correlata all'affinità per il mercurio ionico, n è il coefficiente di Hill che esprime la cooperatività della risposta a Hg2+.

6. Esperimento di titolazione con biosensore Mer-Blue

  1. Centrifugare una coltura densa ottenuta durante la notte come descritto al punto 3 a 3.500 × g per 10 minuti.
  2. Scartare il terreno M9 esaurito e risospendere il pellet batterico in terreno M9 fresco fino a un OD600 di 1,0. Assicurarsi di ottenere un minimo di 5 mL di coltura a questa densità (Figura 1C).
    NOTA: Se non è disponibile uno spettrofotometro, approssimare le condizioni iniziali rimettendo in sospensione il pellet batterico in un volume di terreno M9 fresco pari al doppio del volume originale della coltura densa.
  3. Aggiungere 9,5 mL di terreno M9 e 10 μL di una soluzione madre di ampicillina da 100 mg/mL a provette di coltura in vetro sterilizzate (Figura 1H).
  4. Inoculare il terreno M9 integrato con 500 μl della coltura del biosensore preparata nella fase 6.2 (OD600 = 1,0).
  5. Aggiungere 10 μl delle soluzioni di mercurio ionico preparate (vedere la fase 1) per raggiungere le concentrazioni finali di 0 nM, 1 nM, 2 nM, 5 nM, 10 nM, 25 nM, 50 nM, 100 nM, 125 nM e 250 nM.
  6. Incubare le colture a 37 °C per 16 ore agitando vigorosamente a 220 giri/min (Figura 1I).

7. Acquisizione e analisi dei dati per i risultati Mer-Blue

  1. Trasferire circa 1,3 mL di ciascuna coltura in una microprovetta da 1,5 mL (Figura 1J).
  2. Centrifugare le microprovette alla massima velocità per 3 minuti per ottenere pellet ben stretti. Scartare il surnatante.
  3. (Facoltativo) Per ottenere pellet più grandi, ripetere la centrifugazione e la rimozione del surnatante fino a sei volte.
  4. Fotografare il fondo di ogni microtubo, concentrandosi sul pellet (Figura 1K). Utilizzare un supporto per microtubi e un treppiede o una PelletCam (vedere il passaggio 8) per garantire impostazioni di orientamento, illuminazione e colore coerenti e riproducibili in tutte le immagini (vedere la Figura 5).
  5. Determina i valori di intensità del colore di ciascuna immagine di pellet sui canali rosso, verde e blu (RGB).
    1. Se si utilizza ImageJ: caricare l'immagine e passare a Tipo di immagine > > Stack RGB per creare una pila a tre sezioni (canali rosso, verde e blu). Utilizzare lo strumento di selezione per disegnare una regione di interesse (ROI) attorno all'area del pellet. Passare ad Analizza > Misura per ottenere i valori di intensità media per l'area selezionata in ciascun canale.
    2. Se si utilizza PelletCam: Aprire il file .csv contenente i valori medi di intensità del colore per un'area rappresentativa di nove pixel dell'immagine del pellet.
  6. Calcolare la risposta del biosensore per ciascun campione calcolando la distanza euclidea nello spazio RGB relativa a un'immagine di pellet di riferimento bianca ( E. coli non trasformato), come descritto in precedenza22, utilizzando l'equazione:
    figure-protocol-8
    Qui, ilcampione R, ilcampione G e il campione B rappresentano le intensità medie di colore da ciascun canale RGB nell'area selezionata dell'immagine del pellet dal campione del biosensore, mentre Rref, Gref e Bref denotano i valori corrispondenti per un pellet di riferimento di E. coli non trasformato.
  7. Tracciare le distanze euclidee calcolate rispetto alle corrispondenti concentrazioni di mercurio ionico (vedi Figura 6). Adattare una funzione di Hill ai dati (vedere la Figura 4B) utilizzando la seguente equazione:
    figure-protocol-9
    Qui, E è la distanza euclidea, H rappresenta la massima colorazione possibile per il circuito, [Hg2+] è la concentrazione ionica di mercurio, kHg è correlata all'affinità per il mercurio ionico e n è il coefficiente di Hill che esprime la cooperatività della risposta a Hg2+.

8. Costruire una PelletCam

  1. Scarica i file per costruire un sistema di microcontrollore chiuso per la misurazione del colore in pellet batterici dal sito Web (https://github.com/EhbAIGit/PelletCam-OPENBIOLAB-AI).
    NOTA: Le conoscenze di base di taglio laser, stampa 3D, ESP32 e Arduino sono utili. Una guida introduttiva a ESP32-CAM è disponibile all'indirizzo (https://lastminuteengineers.com/getting-started-with-esp32-cam/?utm_content=cmp-true). Si consiglia di acquistare l'ESP32-CAM insieme all'adattatore MB per una programmazione più semplice. Per gli utenti che non hanno familiarità con l'ESP32, si consiglia di seguire prima il tutorial in https://lastminuteengineers.com/esp32-arduino-ide-tutorial/.
  2. Usa il file LasercutterBox.ai per tagliare e incidere un multiplex da 3 mm con una taglierina laser.
  3. Costruisci le parti da file ESP32SET.stl con una stampante 3D. Questo file .stl può essere importato direttamente da quasi tutti i software di stampa 3D; ad esempio, Bambu studio (https://bambulab.com/en/download/studio).
  4. Installare l'ESP32 (ESP32-CAM-MB 2640 WiFi Bluetooth-camera module) inserendo i file .cpp e .h e .ino in un'unica cartella. Successivamente, apri il file .ino con il software IDE Arduino e fai clic su >Carica. Una volta caricato, l'ESP32 si avvierà automaticamente.
  5. A questo punto, l'utente dovrebbe essere in grado di connettersi al punto di accesso WiFi denominato >PELLET e alla password >PELLETCAM, come specificato nel file .ino dell'ESP32. L'indirizzo IP della PelletCam verrà visualizzato nel monitor seriale dell'IDE di Arduino. Apri un browser web e vai all'indirizzo: http://192.168.4.1.
    NOTA: Ciò consentirà di visualizzare l'immagine o di scattare una nuova immagine (>CAPTURE PHOTO), ruotare l'immagine (>ROTATE) o impostare la luminanza della striscia LED (>LED).
  6. Collega l'ESP32 Arduino alla striscia LED (NeoPixel Stick - 8 x 5050 RGB LED con driver integrati) e a un cavo USB da 5 V secondo lo schema nel file InstallationManual.pptx.
  7. Usa una pistola per colla per incollare l'ESP32 e la striscia LED ai supporti stampati in 3D.
  8. Inserisci un microtubo con un fondo colorato (o un pellet batterico) nella parte anteriore stampata in 3D della PelletCam. Posizionare il supporto LED ESP32 a circa 5 cm di distanza e scattare una foto tramite la pagina web. Se si ottiene un'immagine nitida e adeguatamente illuminata, incollare il supporto LED ESP32 sul fondo della scatola di legno. In caso contrario, regolare la distanza tra la parte anteriore e il supporto LED ESP32 e ripetere la procedura fino ad ottenere una distanza soddisfacente.
  9. Assembla la scatola usando del nastro adesivo e incollando tutte le parti insieme con la colla per legno.
  10. Collegare la PelletCam tramite il cavo USB a un alimentatore USB in grado di erogare almeno 1 A.
    NOTA: Assicurati di avere installato Python 3.9 o una versione successiva.
  11. Apri un prompt dei comandi o una finestra del terminale. Passare alla directory contenente il file pellet.py . Esegui lo script utilizzando il comando >python pellet.py.
  12. Se lo script pellet.py non può essere eseguito, potrebbe essere dovuto alla mancanza di librerie Python. Installa le librerie richieste utilizzando il comando >pip install pillow tkinter pathlib statistics. Per ulteriori indicazioni su come configurare il proprio sistema, fare riferimento al documento PelletCam Example.docx.

9. Misurazione di campioni di acqua ambientale

  1. Raccogli campioni da fonti ambientali come fiumi o stagni e conservali in contenitori ermetici a basse temperature per ridurre al minimo l'evaporazione. Per i dettagli, vedere la sezione Discussione.
  2. Centrifugare i campioni a 3.500 × g per 10 minuti per sedimentare sabbia e detriti organici, isolando la frazione acquosa.
  3. Sterilizzare il campione chiarificato utilizzando un filtro per siringa da 0,22 μm.
    NOTA: Evitare la sterilizzazione a caldo, poiché il mercurio è volatile e può evaporare durante il processo.
  4. (Facoltativo) Preparare un'aliquota acidificata separata aggiungendo il 5% di HCl per una misurazione indipendente utilizzando tecniche di chimica analitica standard. Utilizzare solo il campione non acidificato per i saggi del biosensore.
  5. Miscelare 5 mL del campione ambientale filtrato sterile con 4,5 mL di terreno 2× M9, ottenendo una diluizione 1:2 del campione.
  6. Inoculare la miscela diluita campione-terreno con 0,5 mL di una coltura notturna (preparata come descritto al punto 5.4). Questa inoculazione corrisponde a una diluizione di 20 volte della coltura, ottenendo un OD600 di 0,05 per avviare il test.
    1. Se si utilizza Mer-RFPTransfer 200 μl della miscela campione-terreno in un pozzetto per micropiastre e avviare le misurazioni utilizzando un lettore di micropiastre come descritto al punto 3.6.
    2. Se si utilizza Mer-Blue: Incubare la miscela campione-terreno da 10 mL a 37 °C per 16 ore agitando vigorosamente a 220 giri/min, come descritto al punto 5.6.

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Risultati

Entrambi i biosensori non mostrano alcuna espressione basale rilevabile delle rispettive proteine reporter in condizioni prive di mercurio. Le colture Mer-Blue iniziano tipicamente a mostrare una colorazione visibile ad occhio nudo tra 6-8 ore dopo l'inoculazione a concentrazioni di HgBr2 di 25 nM e superiori. Se condotti correttamente, gli esperimenti di titolazione che utilizzano Mer-RFP o Mer-Blue producono risposte che si adattano a una funzione di Hill con un coefficiente di Hill vicino a 1, indicando un ...

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Discussione

I circuiti dei biosensori utilizzati qui sono identici e differiscono solo per la proteina reporter. Entrambi sono interamente codificati su plasmidi ad alto numero di copie, consentendo il loro dispiegamento in cellule di Escherichia coli di vari ceppi. Sebbene funzionale nelle cellule del ceppo B di E. coli , un segnale colorato più forte da Mer-Blue è stato osservato nei ceppi K-12, in particolare DH5α e nelle cellule di E. coli chimicamente competenti15.

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Ringraziamenti

Questa ricerca è presentata grazie al sostegno del Programa Nacional de Investigación Científica y Estudios Avanzados PROCIENCIA attraverso il programma EF-041-2024-01 "Proyectos de Investigación aplicada", contratto di sovvenzione PE501086520-2024-PROCIENCIA. Lo sviluppo dei biosensori a mercurio è stato finanziato da VLIR-UOS attraverso il codice di sovvenzione PE2020SIN292B122 della South Initiative. M.D. ringrazia VLIRUOS, DGD e il Consiglio delle Università Fiamminghe di Scienze Applicate e Arti per la sovvenzione XREI nell'ambito del progetto Global Minds BE2017GMHVLHC106.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
Legno multiplex di 3 mm di spessoreMolti distributori
Cavo USB da 5 VMolti distributori
96 pozzetti Polistirene trasparente a fondo piatto Trattato TC MicropiastreCorning3599
Agar in polvereHiMediaGRM026
AmpicillinaGold Biotechnology, Inc.A-301-100
CaCl2Millipore208290
Acidi CasaminoCalbiochem2040OP
D-(+)-glucosioCentral Drug House (P) Ltd.506250
ESP32-CAM-MB 2640 Modulo fotocamera WiFi Bluetooth USB su porta seriale Download automatico (tipo C)Molti distributori Provette per
coltura in vetroCorning9825
HgBr2, Bromuro di mercurio (II)Merck200085
HgCl2, Cloruro di mercurio (II)Merck21465
Brodo Luria (Miller)Sigma-AldrichL3522
M9 sali minimiSigma-AldrichM6030
MgSO4HiMediaGRM684
NeoPixel Stick - 8 x 5050 LED RGB con driver integratiAdafruit1426
Plasmide: pUC-Mer-Blue Il nostrogruppo-Sequenzacompleta disponibile in https://www.mdpi.com/article/10.3390/bios14050246/s1
Plasmide: pUC-Mer-RFP Il nostrogruppo-Sequenzacompleta disponibile in https://www.mdpi.com/article/10.3390/bios14050246/s1
Filtri per siringhe, idrofili, dimensione dei pori 0,22 micronMilliporeSLGV004SLPer la sterilizzazione di campioni ambientali.

Riferimenti

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