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Articolo metodologico

Valutazione dell'impatto del cadmio sullo stato redox e sul profilo metabolico del riccio di mare Paracentrotus lividus

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DOI:

10.3791/68300

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29 luglio 2025

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1Higher Institute of Biotechnology - Sidi Thabet, Laboratory of Biotechnology and Valorization of Bio-Geo-Resources, University Manouba, 2Faculty of Sciences of Tunis, Laboratory of Ecology, Biology and Physiology of Aquatic Organisms LR, University Tunis El Manar, 3Laboratory of Mass Spectrometry, National Institute of Research and Physical-Chemical Analysis (INRAP) Biotechpole Sidi Thabet, 4Department of Chemistry, College of Sciences at Bisha, University of Bisha, 5Department of Applied Medical Sciences, Applied College at Bisha, University of Bisha

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo evidenzia i metodi di estrazione e caratterizzazione dei composti bioattivi dal riccio di mare Paracentrotus lividus (Echinoderm), nonché la determinazione dei parametri di stress ossidativo dopo l'esposizione al cadmio.

Abstract

Il cadmio (Cd) è uno dei metalli pesanti più dannosi per gli organismi acquatici e un inquinante diffuso nel biota marino. A causa della sua elevata biodisponibilità, persistenza e capacità di bioaccumularsi, il cadmio (Cd), un metallo pesante tossico scaricato dal deflusso minerario, dagli scarichi industriali e dagli input agricoli, è uno degli inquinanti più dannosi per gli organismi acquatici e un inquinante comune nel biota marino. Il presente studio ha valutato gli effetti potenzialmente tossici del cadmio sui biomarcatori dello stress ossidativo e sui profili dei metaboliti nelle gonadi di Paracentrotuslividus esposte a un intervallo di concentrazioni (0,0183, 0,183 e 1,83 mg/L) nell'arco di 96 ore. I risultati hanno mostrato che il Cd induce stress ossidativo aumentando i livelli di malondialdeide, perossido di idrogeno e idroperossido lipidico rispetto al gruppo di controllo, oltre ad aumentare le attività antiossidanti (riduzione di glutatione e catalasi). Inoltre, sulla base dell'analisi gascromatografica-spettrometria di massa, sono stati identificati 74 metaboliti negli estratti gonadici sia dei ricci di mare trattati che del controllo. L'analisi discriminante dei minimi quadrati parziali ha rivelato una chiara separazione di classe e ha discriminato nove metaboliti rilevanti attraverso i punteggi VIP. L'analisi della mappa di calore eseguita ha evidenziato un disturbo nei livelli di steroli e composti di acidi grassi come Cholest-5-en-3-ol(3.beta.)-, Desmosterolo e (23S)-etilconest-5-en-3.beta.-olo e acido eicosapentaenoico (EPA), nonché le difese antiossidanti come l'acido retinoico e la regolazione degli steroidi come Pregna-5-en-20-one, 3-idrossi-,(3β). Nel complesso, i nostri dati hanno rivelato l'elevata sensibilità delle gonadi al Cd, anche a concentrazioni relativamente basse.

Introduzione

L'ambiente marino può anche essere considerato un importante pozzo di assorbimento per diverse sostanze chimiche tossiche, come i metalli pesanti. A causa della loro lipofilia, questi elementi hanno la tendenza a legarsi con il particolato sospeso e ad accumularsi progressivamente nei sedimenti marini, dove mostrano una ridotta mobilità e biodisponibilità. Di conseguenza, i sedimenti marini fungono da importante pozzo di assorbimento di metalli pesanti1. Tra questi contaminanti, il cadmio (Cd) è stato a lungo riconosciuto come uno dei principali inquinanti idrici globali che minaccia gli ecosistemi e il loro biota2 correlato. Un terzo del Cd presente negli ecosistemi acquatici proviene dalla produzione e dall'uso di fertilizzanti fosfatici2. Altre fonti di rilascio di Cd nell'ambiente includono il settore minerario, le aziende galvaniche e i processi naturali della crosta terrestre3. Questo inquinante è molto diffuso grazie alla sua capacità di essere facilmente trasportato attraverso mezzi acquosi e alla sua mobilità relativamente grande rispetto ad altri metalli pesanti2. Secondo la letteratura, le concentrazioni di Cd variano tra 12 e 16 x 10−3 μg/L nel Mar Baltico4, e tra 13,4 x 10−3 e 1,49 μg/L in un sito molto contaminato lungo le coste galiziane (Penisola iberica nordoccidentale)5. Livelli molto più elevati di Cd sono stati registrati in alcune aree inquinate del Mar Mediterraneo, dove le concentrazioni possono raggiungere 80,4 x 10-3 μg/L vicino all'isola di Sicilia (Italia)6 e 48 μg/L nel Golfo di Gabès (Tunisia)7. Questo metallo di transizione persistente, bioaccumulabile e non essenziale è riconosciuto per la sua capacità di causare seri problemi di salute sia per l'uomo che per gli organismi acquatici8. Il cd può esercitare direttamente la sua tossicità legandosi alle proteine, inibendo le attività enzimatiche e interferendo con l'omeostasi del calcio9. Può anche agire indirettamente attraverso la generazione di specie reattive dell'ossigeno (ROS), portando a un danno ossidativo a biomolecole come lipidi, proteine e DNA10. Diversi studi scientifici hanno riportato che la contaminazione da Cd può scatenare disturbi strutturali e funzionali negli organismi acquatici11.

Come per gli altri invertebrati bentonici marini, i ricci di mare sono particolarmente esposti all'inquinamento marino. Nonostante la loro capacità di accumulare alti livelli di metalli pesanti, i ricci di mare possono far fronte alla contaminazione da metalli e resistere in ambienti inquinati12. Pertanto, sono comunemente riconosciuti come organismi sentinella e sono ampiamente utilizzati come modelli per studi ecotossicologici e ambientali13. Numerosi studi hanno studiato l'impatto dell'esposizione al Cd su diverse specie di ricci di mare in diverse fasi della vita, tra cui organismi adulti, embrioni e larve13. È stato riscontrato che l'esposizione al Cd può provocare una varietà di effetti avversi che vanno dalla riduzione del tasso di fecondazione degli ovociti, anomalie nello sviluppo di embrioni e larve, stress ossidativo, apoptosi e autofagia13. La maggior parte della letteratura disponibile si concentra sull'effetto del Cd sugli embrioni in via di sviluppo del riccio di mare13,14; Tuttavia, sono stati condotti solo pochi studi15per comprendere gli effetti di questo metallo sul profilo metabolico dei ricci di mare adulti e non sono disponibili informazioni sul metabolismo dei lipidi.

L'esposizione continua di embrioni di Paracentrotus lividus (Lamarck, 1816) a concentrazioni subacute/subletali di cadmio provoca uno sviluppo anomalo con difetti nell'allungamento e nel patterning dello scheletro, insieme a una generale riduzione della sintesi proteica e all'espressione differenziale della metallotioneina16.

Il metodo proposto migliora la valutazione della tossicità del cadmio (Cd) e dello stress ossidativo negli organismi marini combinando saggi biochimici con profili metabolomici mirati e non mirati utilizzando la gascromatografia-spettrometria di massa (GC-MS). Rispetto agli approcci tradizionali che si basano esclusivamente su singoli biomarcatori come la perossidazione lipidica o le attività enzimatiche antiossidanti (ad esempio, SOD, CAT), l'aggiunta dello screening dei metaboliti basato su GC-MS fornisce un'impronta biochimica completa dello stato fisiologico dell'organismo17. Questa integrazione consente una rilevazione più sensibile e sistemica degli effetti subletali, anche a basse concentrazioni di Cd, e può rilevare perturbazioni precoci nel metabolismo energetico, nel turnover degli amminoacidi e nelle vie ossidative che si verificano prima del danno tossicologico osservabile. È importante sottolineare che questo metodo integra le valutazioni tossicologiche esistenti fornendo dati a risoluzione più elevata e consentendo l'identificazione di nuovi biomarcatori che i saggi tradizionali potrebbero non notare18. Promuove inoltre la comprensione meccanicistica attraverso l'analisi a livello di percorso, che migliora i modelli di ecotossicologia predittiva19. Questo metodo rileva l'esposizione al cadmio nell'intervallo 1-100 μg/L, che è rilevante per i sistemi costieri ed estuari inquinati20. L'approccio è più appropriato per esposizioni di laboratorio controllate o studi sul campo moderatamente complessi. Tuttavia, l'interpretazione può essere difficile in matrici altamente contaminate in cui più fattori di stress (ad esempio, metalli pesanti, IPA, contaminanti emergenti) interagiscono e potenzialmente confondono la specificità del biomarcatore. Nonostante ciò, se adeguatamente progettata, la robustezza e la specificità della GC-MS, combinate con l'analisi multivariata dei dati (ad esempio, PCA, PLS-DA), forniscono un forte potere discriminatorio per risolvere gli effetti sovrapposti.

Questa piattaforma integrata biochimico-metabolomica è particolarmente utile per il monitoraggio delle specie sentinella e le valutazioni del rischio ecologico nell'ambito di quadri quali la direttiva quadro sulla strategia per l'ambiente marino (MSFD) ed è coerente con gli attuali sforzi per far progredire il monitoraggio ambientale basato sull'omica21.

Nel presente studio, abbiamo utilizzato il riccio di mare viola P. lividus, che è una delle specie più sfruttate ed economicamente significative in tutta la costa atlantica e mediterranea22, per valutare l'effetto della contaminazione da Cd sullo stato redox e sul profilo metabolomico delle gonadi.

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Protocollo

1. Campionario e disegno sperimentale

  1. Raccogliere un totale di 40 esemplari adulti di ricci di mare P . lividus (20 maschi e 20 femmine, lunghezza media: 45 ± 4 mm, età media: 2,0 ± 0,5 anni, peso medio: 22,54 ± 2,50 g) da subacquei alla profondità di 5-7 m nel maggio 2023 dalle coste di Biserta (Mar Mediterraneo, Tunisia).
  2. Trasferire in laboratorio i ricci di mare raccolti P . lividus di sesso misto, età stimata di circa 12-18 mesi in base alle dimensioni, e tenerli in acqua di mare naturale aerata a 16 ± 1 °C con salinità naturale di ~38 PSU, pH di 7,8-8,0 e fotoperiodo di 12:12. Monitorare quotidianamente i parametri durante il periodo di esposizione per garantire la stabilità ambientale e ridurre al minimo le variazioni esterne.
  3. Iniettare 1 mL di KCl 0,5 M nella regione peristomiale per indurre la deposizione delle uova e identificare visivamente i gameti. Sciacquare le persone con acqua di mare filtrata e acclimatarle per 3 giorni in condizioni controllate senza approvvigionamento di cibo.
  4. Dividi casualmente i ricci di mare in quattro gruppi di nove individui (tre individui per vasca in triplice copia) e assegnali in acquari di vetro da 50 litri. Determinare la dimensione del campione sulla base di studi precedentemente pubblicati23,24 che hanno valutato i biomarcatori dello stress ossidativo e le risposte metabolomiche negli invertebrati marini e utilizzare repliche biologiche comparabili o inferiori.
    NOTA: Questo livello di replicazione garantisce una forte rappresentazione biologica e risultati statisticamente significativi.
  5. Esporre, dopo l'acclimatazione, gli animali per 96 ore a un intervallo di concentrazioni di cloruro di cadmio (CdCl2) come segue: Gruppo I (Ctrl): ricci di mare tenuti in acqua non CdCl2; Gruppo II (Tr1): ricci di mare esposti a una concentrazione di CdCl2di 0,0183 mg/L; Gruppo III (Tr2): ricci di mare esposti a una concentrazione di CdCl2di 0,183 mg/L; Gruppo IV (Tr3): ricci di mare esposti a una concentrazione di CdCl2di 1,83 mg/L.
  6. Per mantenere la stabilità dell'acqua durante l'esperimento, cambiare il 50% dell'acqua ogni 24 ore, rimuovere l'acqua con cura utilizzando un sifone e sostituirla con acqua appena preparata mantenendo le concentrazioni di CdCl2.

2. Preparazione dei tessuti

  1. Eseguire, utilizzando il protocollo descritto da Telahigue et al.23, la preparazione degli omogeneizzati di tessuto di riccio di mare.
  2. Sezionare sul ghiaccio i ricci di mare di ogni gruppo alla fine dell'esperimento. Usa le forbici sterili per fare un taglio circolare intorno alla bocca per aprire il test.
  3. Togliete con cura le cinque gonadi con una spatola e conservatele per ulteriori analisi. Lavare con acqua distillata fredda per rimuovere detriti e contaminanti superficiali
  4. Omogeneizzare utilizzando un sonicatore a sonda impostato al 40% di ampiezza, in 3 raffiche di 10 s ciascuna con 20 s di riposo tra le raffiche, 300 mg di frazioni di gonadi con tampone Tris-HCl (20 mM, pH 7,4) in condizioni di freddo.
  5. Dividere ogni campione di gonade in due porzioni: una per l'analisi biochimica (fresca) e una per l'analisi metabolomica (liofilizzate).
  6. Centrifugare a 10.000 x g per 20 min. Conservare i surnatanti a - 80 °C per l'analisi dei parametri biochimici.
  7. Liofilizzare altre frazioni di gonadi utilizzando un liofilizzatore prima dell'analisi GC-MS. Mantenere per 48 ore a -50 °C con un vuoto inferiore a 0,1 mbar fino al completamento dell'essiccazione totale.
  8. Utilizzare il metodo Lowry per determinare il contenuto proteico totale di ciascun campione utilizzando BSA come standard. Determinare il livello di LOOH a 560 nm ed esprimerlo in mmol/mg di proteine.
    NOTA: Questa quantificazione è stata eseguita prima di tutti i saggi biochimici per normalizzare i livelli di biomarcatori.

3. Dosaggio del glutatione ridotto

  1. Stimare il contenuto ridotto di glutatione (GSH) secondo il metodo di Ellman25, sulla base dell'assorbanza dell'acido 2-nitro-5-mercapturico risultante dalla riduzione dell'acido 5-50-ditio-bis-2-nitrobenzoico (DTNB) da parte del gruppo tiolo (SH) del glutatione.
  2. Centrifugare a 1600 x g per 15 min una miscela di omogeneizzati tissutali in tampone fosfato e acido solfosalicilico (4%).
  3. Prelevare un volume di 500 μl del surnatante ottenuto e aggiungerlo al reagente di Ellman (DNTB) con 0,025 mL. Leggere a 412 nm l'assorbanza della miscela risultante.
  4. Valuta il contenuto di GSH in mg per g di tessuto. Esprimere il contenuto totale di GSH in μg/mg di tessuto. Calcola i livelli di GSH utilizzando una curva di calibrazione standard basata su concentrazioni note di glutatione ridotto.
    NOTA: L'obiettivo è quantificare il glutatione ridotto (GSH) negli omogenati gonadici come marcatore di stress ossidativo in seguito all'esposizione al cadmio.

4. Attività della catalasi

  1. Eseguire l'impostazione della reazione secondo il metodo di Aebi26. Preparare il terreno di reazione costituito da 2,9 mL di 100 mM di tampone fosfato (pH 7,4) e 20 μL di surnatante del tessuto gonadico. Pre-equilibrare il mezzo di reazione a temperatura ambiente.
  2. Iniziare la reazione aggiungendo 80 μl di soluzione di perossido di idrogeno 0,5 M (H2O2) appena preparata alla cuvetta. Miscelare immediatamente accuratamente il contenuto e registrare la diminuzione dell'assorbanza a 240 nm per 1 mi a intervalli di 10 s utilizzando uno spettrofotometro UV-Vis.
  3. Calcolare l'attività CAT in base al tasso di decomposizione di H2O2, determinato monitorando la diminuzione dell'assorbanza a 240 nm nel tempo. Utilizzare la seguente formula: Attività CAT= (ΔA/min x V) / (ε x l x C)
    dove: ΔA/min = variazione dell'assorbanza al minuto a 240 nm, V = volume totale del saggio (in L), ε = coefficiente di estinzione molare di H2O2 (43,6 M-1/cm), l = lunghezza del percorso della cuvetta (solitamente 1 cm), C = concentrazione proteica in mg/mL.
  4. Utilizzare il coefficiente di estinzione molare di 43,6 M/cm. Esprimere l'attività CAT come nmol H2O2 decomposto al minuto per mg di proteina (nmol H2O2/min/mg di proteina).
    NOTA: L'obiettivo è quantificare l'attività della catalasi negli omogenati gonadici di P. lividus come misura della risposta enzimatica antiossidante all'esposizione al cadmio.

5. Misurazione della generazione di perossido di idrogeno

  1. Misurare i livelli di perossido di idrogeno (H2O2) nelle gonadi di P. lividus utilizzando il saggio di ossidazione ferrosa-xilenolo arancio secondo il metodo descritto da Ou e Wolff27.
  2. Determinare la concentrazione di H2O2nel surnatante utilizzando uno spettrofotometro a 560 nm. Esprimere i risultati come nmol/mg di proteine.

6. Dosaggio della malondialdeide

  1. Preparare i campioni come descritto nel metodo Draper e Hadley28. Miscelare 500 μL di omogenato di gonadi con 1 mL di acido tricloroacetico (TCA) al 10%. Centrifugare a 2500 x g per 10 min a 4 °C.
  2. Trasferire 1 mL del surnatante risultante in una nuova provetta e aggiungere 1 mL di soluzione TBA allo 0,67%. Incubare la miscela a bagnomaria a 100 °C per 15 minuti.
  3. Raffreddare i campioni a temperatura ambiente. Misurare l'assorbanza a 532 nm utilizzando uno spettrofotometro.
  4. Sottrarre l'assorbanza di fondo utilizzando un bianco di reagente (TBA + TCA senza estratto tissutale). Preparare una curva standard utilizzando 1,1,3,3-tetraetossipropano (TEP) ed esprimere la concentrazione di MDA come nmol/mg di proteina.

7. Misura dell'idroperossido lipidico

  1. Misurare l'idroperossido lipidico (LOOH) nei tessuti delle gonadi utilizzando il saggio dell'ossidazione ferrosa nello xilenolo arancio, come descritto con il metodo di Jiang et al.29.
    NOTA: L'obiettivo è valutare i livelli di perossidazione lipidica nei tessuti gonadici quantificando la malondialdeide (MDA), un sottoprodotto del danno ossidativo della membrana.

8. Estrazione di composti bioattivi dalle gonadi e screening analitico

  1. Eseguire l'estrazione metanolica di composti lipofili in triplicato dal tessuto gonadico essiccato di ciascun gruppo in triplicato immergendo il materiale in metanolo di grado analitico (≥99,8%; 1:25 p/v) su un agitatore rotante a 150 giri/min a temperatura ambiente.
  2. Centrifugare tutti gli estratti per 15 minuti a 700 x g, 4 °C, dopo l'evaporazione delle frazioni di MeOH mediante evaporazione rotativa a una temperatura del bagno d'acqua di 40 °C e una velocità di rotazione impostata a 100 giri/min. Risospendere l'estratto grezzo in 1 mL di MeOH, quindi conservare in flaconcini sigillati a 4 °C.

9. Analisi gascromatografica-spettrometria di massa di estratti gonadici

  1. Versare un'aliquota di 500 μl in un flaconcino utilizzando l'estratto metanolico conservato.
  2. Eseguire analisi mediante gascromatografia-spettrometria di massa (GC-MS) su un gascromatografo accoppiato a uno spettrometro di massa. La colonna GC era del 5% di fenil-metilsilossano: 30 m x 0,25 mm x 0,25 μm di spessore del film.
  3. Utilizzare l'elio come gas di trasporto a una portata costante di 1 mL/min. Impostare il volume di iniezione su 1 μl in modalità split con un rapporto di 100:1. Programmare la temperatura del forno da 4 a 280 °C a 5 °C/min.
  4. Far funzionare lo spettrometro in modalità di impatto elettronico (EI), l'energia di ionizzazione era di 72 eV, la temperatura della sorgente ionica era di 250 °C, il tempo di scansione di 1 s e l'intervallo di massa 45-550 amu.
  5. Eseguire l'identificazione dei composti confrontando i loro spettri di massa con quelli della NIST98MS Library e della Willy Library275 Database.

10. Analisi statistica

  1. Valutare prima il set di dati per la normalità utilizzando il test di Shapiro-Wilk e per l'omogeneità delle varianze utilizzando il test di Levene.
  2. Pre-elabora i dati con MetaboAnalyst 6.030, utilizzando procedure di normalizzazione standard, trasformazione dei log e ridimensionamento di Pareto per soddisfare le ipotesi ANOVA come la distribuzione normale e l'omogeneità della varianza.
  3. Esegui un'analisi statistica multivariata utilizzando Metaboanalyst, utilizza il metodo del tasso di false scoperte (FDR) di Benjamini-Hochberg per la correzione di test multipli per tenere conto degli errori di Tipo I relativi a numerosi confronti biochimici e garantire la robustezza statistica.
  4. Utilizzare l'analisi unidirezionale della varianza (ANOVA) per confrontare i risultati tra i gruppi. Le differenze tra le medie sono state considerate significative quando p <0,05.
  5. Utilizzare l'analisi discriminante dei minimi quadrati parziali (PLS-DA) per discriminare tra gruppi comparabili. Determinare l'importanza variabile nella proiezione (VIP) per tutti i composti.
  6. Calcola i valori p utilizzando il t-test di Student accoppiato per l'analisi statistica monodimensionale di variabili standardizzate.

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Risultati

La validità e l'efficacia dei nostri metodi sono state garantite dall'utilizzo di repliche biologiche e tecniche, che hanno permesso di effettuare misurazioni coerenti e affidabili. I test hanno dimostrato una bassa variabilità, con deviazioni standard tipicamente inferiori al 10%, indicando un'elevata ripetibilità. Per garantire un'accurata quantificazione dei metaboliti, le analisi GC-MS includevano curve di calibrazione e standard interni. Tutte le tecniche utilizzate si basano su prot...

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Discussione

Questo studio è stato pianificato per valutare l'effetto tossico del Cd sulle gonadi del riccio di mare P. lividus analizzando biomarcatori biochimici e metaboliti attivi. L'esposizione di P. lividus a diverse concentrazioni di Cd ha prodotto una risposta allo stress ossidativo. Questi risultati sono simili a rapporti precedenti che indicano strette correlazioni tra l'aumento dei livelli di antiossidanti nelle zone di ricci di mare e i livelli di contaminanti

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Gli autori sono grati al Decanato degli Studi Universitari e della Ricerca Scientifica dell'Università di Bisha per aver sostenuto questo lavoro attraverso il Fast-Track Research Support Program.

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
LiofilizzatoreBiobaseBK-FD12PT liofilizzatoreGascromatografo di liofilizzazione
Agilent TechnologiesGascromatografo HP 6890Rivelatore di ionizzazione di fiamma (FID)
Colonna GCAgilent Technologies ColonnaHP-5 (5%-fenil)-metilsilossanoNon polare  colonna  che offre prestazioni eccellenti in un'ampia gamma di applicazioni
Spettrometro di massaAgilent TechnologiesSpettrometro di massa HP 5973Quadrupolo MS

Riferimenti

  1. Patchaiyappan, A., et al. Bioaccumulation of heavy metals in commercially important marine species from Puducherry coast, Southeast India. Region Studies Marine Sci. 65, 103080(2023).
  2. Satarug, S., Garrett, S. H., Sens, M. A., Sens, D. A. Cadmium, Environmental Exposure, and Health Outcomes. Environ Health Persp. 118 (2), 182-190 (2010).
  3. Le Croizier, G., et al. Significance of metallothioneins in differential cadmium accumulation kinetics between two marine fish species. Environ Poll. 236, 462-476 (2018).
  4. Pohl, C., Hennings, U. The coupling of long-term trace metal trends to internal trace metal fluxes at the oxic-anoxic interface in the Gotland Basin (57°19,20′N; 20°03,00′E) Baltic Sea. J Marine Syst. 56 (1-2), 207-225 (2005).
  5. Beiras, R., Bellas, J., Fernández, N., Lorenzo, J. I., Cobelo-Garcıa, A. Assessment of coastal marine pollution in Galicia (NW Iberian Peninsula); metal concentrations in seawater, sediments and mussels (Mytilus galloprovincialis) versus embryo-larval bioassays using Paracentrotus lividus and Ciona intestinalis. Marine Enviro Res. 56 (4), 531-553 (2003).
  6. Censi, P., et al. Trace element distributions in the Strait of Sicily (Central Mediterranean Sea). I. Evidence of rock-water interactions. Period Miner. 71 (3), 255-272 (2002).
  7. Annabi-Trabelsi, N., et al. Concentrations of trace metals in phytoplankton and zooplankton in the Gulf of Gabès, Tunisia. Marine Poll Bull. 168, 112392(2021).
  8. Kumar, P., Singh, A. Cadmium toxicity in fish: An overview. GERF Bull Biosci. , (2010).
  9. Klein, R. D., et al. Effects of sublethal Cd, Zn, and mixture exposures on antioxidant defense and oxidative stress parameters in early life stages of the purple sea urchin Strongylocentrotus purpuratus. Aquatic Toxicol. 217, 105338(2019).
  10. Rani, A., Kumar, A., Lal, A., Pant, M. Cellular mechanisms of cadmium-induced toxicity: a review. Int J Environ Health Res. 24 (4), 378-399 (2014).
  11. Wang, W. X., Rainbow, P. S. Subcellular Partitioning and the Prediction of Cadmium Toxicity to Aquatic Organisms. Environ Chem. 3 (6), 395(2006).
  12. Sarly, M. S., et al. Use of the gonadal tissue of the sea urchin Paracentrotus lividus as a target for environmental contamination by trace metals. Environ Sci Poll Res. 30 (38), 89559-89580 (2023).
  13. Chiarelli, R., Martino, C., Roccheri, M. C. Cadmium stress effects indicating marine pollution in different species of sea urchin employed as environmental bioindicators. Cell Stress Chaperones. 24 (4), 675-687 (2019).
  14. Gharred, T., Jebali, J., Belgacem, M., Mannai, R., Achour, S. Assessment of the individual and mixture toxicity of cadmium, copper and oxytetracycline, on the embryo-larval development of the sea urchin Paracentrotus lividus. Environmen Sci Poll Res. 23 (18), 18064-18072 (2016).
  15. Migliaccio, O., Castellano, I., Cirino, P., Romano, G., Palumbo, A. Maternal Exposure to Cadmium and Manganese Impairs Reproduction and Progeny Fitness in the Sea Urchin Paracentrotus lividus. PLoS ONE. 10 (6), e0131815(2015).
  16. Ragusa, M., Nicosia, A., Costa, S., Cuttitta, A., Gianguzza, F. Metallothionein Gene Family in the Sea Urchin Paracentrotus lividus: Gene Structure, Differential Expression and Phylogenetic Analysis. Int J Mol Sci. 18 (4), 812(2017).
  17. Cappello, T., et al. Neurotoxicological effects of trace metals in fish: molecular and biochemical biomarkers. Environ Toxicol Pharmacol. 41, 94-105 (2016).
  18. Viant, M. R., Rosenblum, E. S., Tjeerdema, R. S. NMR-based metabolomics: a powerful approach for characterizing the effects of environmental stressors on organism health. Environ Sci Technol. 37 (21), 4982-4989 (2003).
  19. Nicholson, J. K., Lindon, J. C., Holmes, E. Metabonomics': understanding the metabolic responses of living systems to pathophysiological stimuli via multivariate statistical analysis of biological NMR data. Xenobiotica. 29 (11), 1181-1189 (2002).
  20. Chen, Q., et al. Environmental levels of cadmium exposure induce developmental toxicity and oxidative stress in zebrafish embryos. Sci Rep. 9, 15085(2019).
  21. Taylor, N. S., Gavin, A., Viant, M. R. Metabolomics Discovers Early-Response Metabolic Biomarkers That Can Predict Chronic Reproductive Fitness in Daphnia magna. Environ Sci Technol. 54 (16), 10186-10195 (2020).
  22. Gibson, R. N., Atkinson, R. J. A., Gordon, J. D. M. Oceanography and marine biology: an annual review. , CRC Press. Boca Raton, FL. (2009).
  23. Telahigue, K., et al. Effects of acute mercury exposure on fatty acid composition and oxidative stress biomarkers in Holothuria forskali body wall. Ecotoxicol Environ Safety. 169, 516-522 (2019).
  24. Mhadhbi, L., et al. Exposure to tebufenpyrad interrupts histo-architecture and fatty acid compositions of carpet shell clam Ruditapes decussatus. Int J Environ Health Res. , 1-12 (2025).
  25. Ellman, G. L. Tissue sulfhydryl groups. Arch. Biochem Biophys. (82), 70-77 (1959).
  26. Aebi, H. Catalase in vitro. Method Enzymol. 105, 121-126 (1984).
  27. Ou, P., Wolff, S. P. A discontinuous method for catalase determination at 'near physiological' concentrations of H2O2and its application to the study of H2O2fluxes within cells. J Biochem Biophys Methods. 31 (1-2), 59-67 (1996).
  28. Draper, H. H., Hadley, M. Malondialdehyde determination as index of lipid Peroxidation. Method Enzymol. 186, 421-431 (1990).
  29. Jiang, Z. Y., Hunt, J. V., Wolff, S. P. Ferrous ion oxidation in the presence of xylenol orange for detection of lipid hydroperoxide in low density lipoprotein. Anal Biochem. 202 (2), 384-389 (1992).
  30. Pang, Z., et al. MetaboAnalyst 6.0: towards a unified platform for metabolomics data processing, analysis and interpretation. Nucl Acids Res. 52 (W1), W398-W406 (2024).
  31. Das, D., Moniruzzaman, M., Sarbajna, A., Chakraborty, S. B. Effect of heavy metals on tissue-specific antioxidant response in Indian major carps. Environ Sci Poll Res. 24 (22), 18010-18024 (2017).
  32. El Idrissi, O., et al. Assessment of trace element contamination and effects on Paracentrotus lividus using several approaches: Pollution indices, accumulation factors and biochemical tools. Sci Tot Environ. 869, 161686(2023).
  33. Howcroft, C. F., Amorim, M. J. B., Gravato, C., Guilhermino, L., Soares, A. M. V. M. Effects of natural and chemical stressors on Enchytraeus albidus: Can oxidative stress parameters be used as fast screening tools for the assessment of different stress impacts in soils. Environ Int. 35 (2), 318-324 (2009).
  34. Fouzai, C., et al. Dual oxidative stress and fatty acid profile impacts in Paracentrotus lividus exposed to lambda-cyhalothrin: biochemical and histopathological responses. Toxicol Res. 39 (3), 429-441 (2023).
  35. Mansoor, S., et al. Heavy Metal Induced Oxidative Stress Mitigation and ROS Scavenging in Plants. Plants. 12 (16), 3003(2023).
  36. Allen, T., Singhal, R., Rana, S. V. S. Resistance to Oxidative Stress in a Freshwater Fish Channa punctatus After Exposure to Inorganic Arsenic. Biol Trace Element Res. 98 (1), 63-72 (2004).
  37. Pagano, G., et al. Comparative toxicities of selected rare earth elements: Sea urchin embryogenesis and fertilization damage with redox and cytogenetic effects. Environ Res. 147, 453-460 (2016).
  38. Chaâbane, M., et al. The potential toxic effects of hexavalent chromium on oxidative stress biomarkers and fatty acids profile in soft tissues of Venus verrucosa. Ecotoxicol Environ Safety. 196, 110562(2020).
  39. Balakrishnan, M., Kenworthy, A. K. Lipid Peroxidation Drives Liquid-Liquid Phase Separation and Disrupts Raft Protein Partitioning in Biological Membranes. J Am Chem Soc. 146 (2), 1374-1387 (2024).
  40. Cano-Rocabayera, O., Monroy, M., Moncaleano-Niño, ÁM., Gómez-Cubillos, M. C., Ahrens, M. J. An integrated biomarker approach: Non-monotonic responses to cadmium exposure in the suckermouth catfish Hypostomus plecostomus. Aquatic Toxicol. 248, 106193(2022).
  41. Zhan, J., Sun, T., Wang, X., Wu, H., Yu, J. Meta-analysis reveals the species-, dose- and duration-dependent effects of cadmium toxicities in marine bivalves. Sci Tot Environ. 859, 160164(2023).
  42. Wu, H., Wang, W. Tissue-specific toxicological effects of cadmium in green mussels ( Perna viridis ): Nuclear magnetic resonance-based metabolomics study. Environ Toxicol Chem. 30 (4), 806-812 (2011).
  43. Warnau, M., Ledent, G., Temara, A., Jangoux, M., Dubois, P. Experimental cadmium contamination of the echinoid Paracentrotus lividus: influence of exposure mode and distribution of the metal in the organism. Marine Ecol Prog Series. 116, 117-124 (1995).
  44. Capitão, A., et al. The Echinodermata PPAR: Functional characterization and exploitation by the model lipid homeostasis regulator tributyltin. Environ Poll. 263, 114467(2020).
  45. Zhou, L., et al. Biochemical and metabolic responses of the deep-sea mussel Bathymodiolus platifrons to cadmium and copper exposure. Aquatic Toxicol. 236, 105845(2021).
  46. Geret, F., Serafim, A., Barreira, L., João Bebianno, M. Response of antioxidant systems to copper in the gills of the clam Ruditapes decussatus. Marine Environ Res. 54 (3-5), 413-417 (2002).
  47. Fokina, N., Vasil'eva, O., Ruokolainen, T., Nemova, N. Changes in lipid composition and lipid peroxidation products content in the freshwater mussel Anodonta cygnea L. under cadmium effect. Limnol Freshw. Biol. (5), 286-296 (2019).
  48. Kim, S. K., Van Ta, Q. Potential Beneficial Effects of Marine Algal Sterols on Human Health. Adv Food Nutri Res. 64, 191-198 (2011).
  49. Payne, A. H., Hales, D. B. Overview of Steroidogenic Enzymes in the Pathway from Cholesterol to Active Steroid Hormones. Endocrine Rev. 25 (6), 947-970 (2004).
  50. Voogt, P. A., Den Besten, P. J., Kusters, G. C. M., Messing, M. W. J. Effects of cadmium and zinc on steroid metabolism and steroid level in the sea star Asterias rubens L. Comparat Biochem Physiol C Comparat Pharmacol. 86 (1), 83-89 (1987).
  51. Pino-Lagos, K., Benson, M. J., Noelle, R. J. Retinoic Acid in the Immune System. Ann New York Acad Sci. 1143 (1), 170-187 (2008).
  52. Lu, L., et al. Integrative proteomics and metabolomics reveal the stress response of semicarbazide in the sea cucumber Apostichopus japonicus. Front Marine Sci. 9, 992753(2022).
  53. Cuypers, A., et al. Cadmium stress: an oxidative challenge. BioMetals. 23 (5), 927-940 (2010).
  54. Wang, X., et al. Sex-Specific Differences in the Toxic Effects of Heavy Fuel Oil on Sea Urchin (Strongylocentrotus intermedius). Int J Environ Res Public Health. 18 (2), 499(2021).
  55. McCarty, L. S. Ecotoxicology dilemmas: issues with dose, causality, response, mixtures, andmodifying factors. Environ Toxicol Chem. 44 (1), 45-58 (2025).

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