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Articolo metodologico

Approccio scalabile passo dopo passo alla produzione sostenibile di bioplastica dai rifiuti alimentari

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DOI:

10.3791/68499

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18 luglio 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Biological Systems Engineering, Virginia Polytechnic Institute and State University, 2Quasar Energy Group, 3Department of Environmental Science and Technology, University of Maryland

In questo articolo

Sommario

Questo protocollo presenta un metodo scalabile per convertire i rifiuti alimentari in bioplastiche biodegradabili di poliidrossialcanoato (PHA). Utilizza la digestione anaerobica arrestata per il pretrattamento dei rifiuti alimentari, la fermentazione microbica alofila per la biosintesi del PHA e un processo a valle privo di sostanze chimiche per il recupero del PHA.

Abstract

La crisi globale delle microplastiche, unita alle crescenti sfide dello smaltimento dei rifiuti alimentari, richiede soluzioni innovative per affrontare insieme questi problemi ambientali. I poliidrossialcanoati (PHA) sono bioplastiche uniche che sono completamente biodegradabili in tutti gli ambienti, compresi gli ecosistemi marini, offrendo un'alternativa sostenibile alle plastiche a base di petrolio. Allo stesso tempo, l'utilizzo dei rifiuti alimentari come materia prima per la produzione di PHA fornisce una strategia efficace per mitigare le sfide dello smaltimento dei rifiuti alimentari, producendo al contempo plastiche biodegradabili di alto valore. Questo studio fornisce un protocollo passo-passo per la produzione di PHA dai rifiuti alimentari, sottolineando la cura critica necessaria per garantire un alto contenuto e qualità di PHA cellulare. Il processo inizia con la digestione anaerobica arrestata, che converte i rifiuti alimentari in acidi grassi volatili (VFA) microbicamente assimilabili mantenendo un ambiente anaerobico e ottimizzando parametri, come il tempo di ritenzione solida, per massimizzare la produzione di VFA, un precursore chiave per la sintesi di PHA. Il digestato ricco di VFA viene poi utilizzato per coltivare l'Haloflex mediterranei, un microrganismo alofilo in grado di accumulare PHA fino al 66% ± 5% del suo peso di cella secca. L'ambiente di coltivazione ad alta salinità di H. mediterranei ha impedito la contaminazione delle colture, garantendo una produzione ottimale di PHA. La crescita cellulare viene monitorata misurando la densità ottica per determinare il momento ideale per la raccolta del PHA. Le cellule vengono lisate utilizzando un metodo a base d'acqua privo di sostanze chimiche che sfrutta un gradiente di pressione osmotica, raggiungendo un recupero di PHA del 93% ± del 3%, seguito da una purificazione PHA a base di solvente per ottenere una purezza di PHA del 96% ± del 2%. Ogni fase è fondamentale per garantire la produzione di plastiche biodegradabili di alta qualità. Questo documento fornisce metodi dettagliati per la digestione anaerobica arrestata, la fermentazione di colture pure, la lisi cellulare priva di sostanze chimiche e la purificazione PHA a base di solventi, offrendo un approccio scalabile e sostenibile per la conversione dei rifiuti alimentari in bioplastiche biodegradabili adatte per applicazioni pilota e su larga scala.

Introduzione

L'inquinamento da plastica e lo smaltimento dei rifiuti alimentari sono preoccupazioni ambientali crescenti, evidenziando la necessità di approcci innovativi che affrontino entrambe le sfide attraverso la gestione sostenibile dei rifiuti e lo sviluppo dei materiali1. Le plastiche convenzionali a base di petrolio sono i principali responsabili dell'inquinamento ambientale e della contaminazione da microplastiche, persistendo nelle discariche e negli ecosistemi acquatici da secoli2. I poliidrossialcanoati (PHA), una classe di bioplastiche microbiche, offrono un'alternativa completamente biodegradabile con proprietà meccaniche paragonabili alle plastiche convenzionali, garantendo al contempo la completa degradazione in ambienti naturali3. Tuttavia, gli elevati costi di produzione dei PHA rimangono un ostacolo significativo all'adozione commerciale diffusa4. Un approccio promettente per superare questa limitazione consiste nell'utilizzare i rifiuti organici come fonte di carbonio economica per la biosintesi microbica del PHA, poiché le materie prime rappresentano circa il 50% delle spese totali di produzione negli attuali processi industriali che si basano su fonti di carbonio puro come l'amido di mais o il glucosio5. Valorizzando i rifiuti, questo approccio non solo devia il materiale organico dalle discariche, ma lo trasforma anche in un'alternativa sostenibile alla plastica a base di petrolio, affrontando contemporaneamente i problemi dell'accumulo di rifiuti e dell'inquinamento da plastica.

H. mediterranei, un microrganismo alofilo, dimostra un grande potenziale per l'utilizzo di materie prime derivate da rifiuti per la produzione di PHA grazie alla sua capacità di prosperare in condizioni di alta salinità (2-5 M NaCl), che previene naturalmente la contaminazione inibendo la crescita di microbi non alofili6. Questo ambiente ad alta salinità elimina la necessità di una rigorosa sterilizzazione nella fermentazione industriale, riducendo i costi operativi. A differenza dei tradizionali produttori di PHA batterico, H. mediterranei metabolizza in modo efficiente una vasta gamma di fonti di carbonio derivate dai rifiuti ed è stato riportato che accumula PHA fino al 70% del suo peso di cellule a secco (DCW) come meccanismo di risposta allo stress 7,8. Inoltre, il suo ambiente ad alta salinità consente una semplice lavorazione a valle, poiché lo shock osmotico indotto dall'immersione in acqua distrugge efficacemente le cellule, consentendo il rilascio di PHA senza la necessità di trattamenti enzimatici o chimici9. Questi vantaggi posizionano H. mediterranei come candidato ideale per la produzione scalabile di bioplastica basata sui rifiuti.

Gli studi esistenti hanno esplorato vari materiali di scarto, tra cui siero di latte, acque reflue di frantoio e residui agroindustriali, per la fermentazione PHA da parte di H. mediterranei 6,10,11,12,13,14,15,16,17,18. L'elevata variabilità della composizione dei rifiuti rappresenta una sfida significativa, che richiede diverse strategie di pretrattamento, come l'idrolisi enzimatica, l'idrolisi acida o il trattamento termico, prima dell'assimilazione microbica 11,17,19,20. Qui, la digestione anaerobica arrestata (aAD) fornisce una soluzione scalabile convertendo diversi rifiuti alimentari in un digestato omogeneo ricco di acidi grassi volatili (VFA), che funge da precursore diretto per la sintesi di PHA da parte di H. mediterranei21,22. Questo processo migliora l'uniformità delle materie prime e mitiga la variabilità del substrato, migliorando al contempo l'efficienza della fermentazione microbica.

Nonostante il suo potenziale, solo pochi studi hanno dimostrato con successo questo processo in due fasi che integra l'aAD e la fermentazione microbica del PHA per la conversione generale dei rifiuti alimentari in bioplastica da parte di H. mediterranei 23,24,25. Questo studio fornisce un protocollo dettagliato passo dopo passo che copre il pretrattamento dei rifiuti alimentari, la produzione di VFA mediante aAD semi-continuo e la fermentazione in coltura pura di H. mediterranei per la produzione di PHA. Inoltre, mentre studi precedenti hanno convalidato l'estrazione di PHA a base acquosa da H. mediterranei, nessuno ha quantificato l'efficienza e la purezza del recupero di PHA utilizzando questo metodo11,18. Questo studio affronta questa lacuna dimostrando il metodo di recupero PHA privo di sostanze chimiche che utilizza la lisi osmotica con acqua e quantificando la sua efficienza di recupero rispetto ai tradizionali metodi di recupero PHA a base di ipoclorito di sodio (NaClO)26. Inoltre, questo studio valuta la purezza del PHA recuperato dall'acqua, fornendo una valutazione completa della sua efficacia per la produzione scalabile di bioplastica.

Per colmare il divario tra la fattibilità su scala di laboratorio e l'implementazione industriale, questo protocollo è progettato per la scalabilità nelle applicazioni industriali, incorporando la fermentazione aAD e PHA su scala pilota, insieme alla centrifugazione su disco per la separazione cellulare, una tecnica ampiamente utilizzata nei bioprocessi e nella fermentazione microbica su larga scala27. Ottimizzando la conversione dei rifiuti alimentari in bioplastica, questo metodo supporta l'industrializzazione della valorizzazione dei rifiuti su larga scala, promuovendo iniziative di bioeconomia circolare. L'integrazione di materie prime derivate dai rifiuti, la fermentazione alofila e una strategia di recupero del PHA rispettosa dell'ambiente consente un'efficiente conversione dei rifiuti in biopolimero, riducendo la dipendenza dalle plastiche a base di combustibili fossili e promuovendo al contempo una produzione sostenibile di bioplastica.

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Protocollo

1. Raccolta e preparazione dei rifiuti alimentari

  1. Raccogli i rifiuti alimentari dai ristoranti locali, come mostrato nella Figura 1A. Valutare visivamente i rifiuti ottenuti. Le osservazioni hanno rivelato che i rifiuti consistevano principalmente in bucce di verdure, carne cruda scartata e componenti ricchi di carboidrati come riso e noodles. Potrebbe essere necessario misurare il rapporto carbonio/azoto (C:N) come descritto nei passaggi 5.1 e 5.2 e aggiustarlo se lo spreco alimentare è prevalentemente ricco di carbonio, con un rapporto C:N ottimale vicino a 20:128.
  2. Metti 10 kg di rifiuti alimentari in un secchio da 5 galloni e aggiungi 2,5 L di acqua. Collegare il frullatore a una fonte di alimentazione. Immergere la lama nella miscela di rifiuti alimentari e acqua, quindi premere il pulsante Start per iniziare a frullare. Frullare per almeno 30 minuti fino a quando non sarà completamente omogeneizzato (Figura 1B). Muovi la lama su e giù per garantire una miscelazione accurata dei rifiuti alimentari.
    ATTENZIONE: Per evitare il surriscaldamento, potrebbe essere necessario rilasciare il pulsante di avvio del frullatore per 1 minuto dopo ogni 2 minuti di funzionamento.
  3. Dopo aver frullato, togliete il frullatore e pulitelo con acqua calda e detersivo per i piatti. Coprire il secchio con un coperchio, etichettare il secchio con il nome del campione e la data di preparazione e conservarlo a 4 °C, se non viene utilizzato immediatamente.
    NOTA: A causa delle variazioni nelle proprietà dei rifiuti alimentari raccolti da fonti e tempi diversi, i parametri di base del liquame preparato, come i solidi totali (TS) e i solidi volatili (VS), devono essere misurati in base al passaggio 5.1 dopo ogni preparazione per garantire input TS e VS accurati per un uso successivo. In questo protocollo, 4 °C è per la conservazione a breve termine (meno di 7 giorni) e -20 °C è utilizzata per la conservazione a lungo termine.

figure-protocol-1
Figura 1: Confronto visivo degli sprechi alimentari dei ristoranti prima e dopo l'omogeneizzazione. Le fotografie mostrano (A) rifiuti alimentari crudi e (B) liquami di rifiuti alimentari omogeneizzati. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

2. Produzione VFA tramite aAD

  1. Funzionamento di un digestore aAD su bilancia pilota (100 L) (Figura 2A) per la conversione dei rifiuti alimentari in VFA.
    1. Verificare il collegamento di alimentazione e la tenuta all'aria del digestore pilota aAD. Impostare la temperatura del digestore a 35 °C e la velocità di agitazione a 150 giri/min.
    2. Premere il pulsante Alza per sollevare il coperchio del digestore. Fermarsi una volta che il coperchio si alza di circa 40 cm premendo il pulsante Stop .
    3. Aggiungere la coltura raccolta da un digestore di semi aAD nel digestore pilota aAD fino a raggiungere un volume di lavoro di 80 L. Informazioni dettagliate sul digestore di semi possono essere trovate in uno studio precedente25.
    4. Premere il pulsante inferiore fino a quando il coperchio non è completamente chiuso, quindi fissarlo con i morsetti. Ciò garantisce che il digestore mantenga le condizioni anaerobiche.
    5. In questo studio, nel digestore aAD è stato mantenuto un tempo di ritenzione solida (SRT) di 9 giorni. Alimentare e scaricare 1/3 del volume di lavoro del digestore (circa 26,7 L) ogni 3 giorni come descritto di seguito.
      NOTA: La digestione anaerobica tradizionale viene operata con un SRT di 14-30 giorni per la produzione di metano29,30. Un breve SRT di 9 giorni viene impiegato qui per inibire la metanogenesi, promuovendo l'accumulo di VFA per un aAD di successo.
    6. Scarico di una parte del contenuto dell'aAD prima dell'alimentazione. Per facilitare lo scarico e prevenire l'intasamento, aumentare temporaneamente la velocità di agitazione del digestore da 150 giri/min a 200 giri/min e mantenere questa velocità per 20 minuti prima di scaricare.
      NOTA: L'aumento della velocità di agitazione garantisce una distribuzione uniforme delle particelle solide nel digestato, facilitando lo scarico e il campionamento omogeneo.
    7. Aprire la valvola di scarico sul fondo del digestore pilota e scaricare 1/3 del volume di lavoro del digestato. Raccogliere il digestato scaricato in secchi e conservarli a 4 °C per l'analisi VFA e la successiva separazione solido-liquido nella fase 2.2.
    8. Utilizzare un tasso di carico organico (OLR) di 2,5 g VS/L-giorno e il VS del liquame di scarto alimentare è in media di ~14,5% (Tabella 1). Per questo, sono necessari 4,1 kg di peso umido del liquame di scarto alimentare in base all'equazione 1 per ottenere l'OLR progettato. Campiona questo liquame da 4,1 kg e mettilo in un secchio separato per l'alimentazione successiva.
      Peso umido del liquame di scarto alimentare da alimentare = figure-protocol-2 (1)
      in cui l'OLR è di 2,5 g VS/L/giorno, l'intervallo di alimentazione è di 3 giorni, il volume di lavoro è di 80 L e il VS è del 14,5%.
    9. Aggiungere l'acqua in un secchio separato contenente i suddetti 4,1 kg di liquame di rifiuti alimentari di peso umido fino a raggiungere il volume calcolato dall'equazione 2, che in questo esempio è di 26,7 L.
      figure-protocol-3(2)
      Se l'intervallo di alimentazione è di 3 giorni, il volume di lavoro è di 80 L e l'SRT è di 9 giorni.
    10. Utilizzare una pompa peristaltica per alimentare questo liquame di rifiuti alimentari da 26,7 L nel digestore aAD nella Figura 2A. Assicurarsi che il tubo di ingresso della pompa peristaltica rimanga immerso nel liquido del secchio di alimentazione fino a quando tutto il liquido non viene trasferito.
      NOTA: Durante il processo di aspirazione, il tubo potrebbe vibrare leggermente, il che è normale.
    11. Spegnere la pompa e scollegare l'alimentazione. Ripristinare la velocità di agitazione del digestore pilota a 150 giri/min per 30 minuti per omogeneizzare il nuovo mangime con il digestato esistente.
    12. Scaricare 3 L di digestato omogeneizzato in un secchio allo scopo di regolare il pH. Erogare 100 ml di digestato dai 3 litri di digestato omogeneizzato in un becher e misurare il pH.
    13. Aggiungere gradualmente i pellet di NaOH nel digestato da 100 ml fino a raggiungere il pH di 5,5. Per calcolare il peso dei pellet di NaOH aggiunti, calcolare la perdita di peso del contenitore dei pellet di NaOH prima e dopo la regolazione del pH.
    14. Aggiungere pellet di NaOH in proporzione al volume del digestato nel digestore pilota nella Figura 2A per regolare il pH a 5,5. Ad esempio, se sono necessari 0,09 g di pellet di NaOH per regolare 100 ml di digestato omogeneizzato a pH 5,5, 72 g di pellet di NaOH devono essere caricati nel digestore pilota aAD perché il suo volume di lavoro è di 80 L, cioè 80 L / 0,1 L × 0,09 g = 72 g.
      NOTA: Poiché l'intervallo di pH ideale per l'aAD è 5-5,531, dopo ogni poppata il pH deve essere regolato a 5,5. Durante l'aAD, il pH scenderà sempre a causa della reazione di acidificazione. Pertanto, si consiglia vivamente di seguire i passaggi da 2.1.13 a 2.1.16 per controllare e regolare il pH quotidianamente, se necessario.
    15. Controllare il digestore pilota per assicurarsi che tutte le valvole siano chiuse e regolare la velocità di agitazione a 150 giri/min per fornire una miscelazione intermittente per il successivo ciclo di funzionamento aAD.
      NOTA: Il digestore pilota aAD in questo studio viene utilizzato in modalità semi-continua per imitare i processi industriali32.
  2. Separazione surnatante per il recupero del VFA per la fermentazione PHA
    1. Accendere l'interruttore di alimentazione principale della centrifuga a dischi.
    2. Attendere fino a quando il testo STANDSTILL non viene visualizzato sullo schermo del sistema HMI (Human-Machine Interface). Verificare che il livello dell'olio lubrificante sia superiore alla soglia minima.
    3. Aprire la valvola della linea di servizio dell'acqua e regolare la pressione a 45 psi. Aprire la valvola della linea di alimentazione dell'aria e regolare la pressione a 90 psi.
    4. Premere il pulsante verde sullo schermo del sistema HMI per avviare il processo di produzione della centrifuga a disco. Attendi che il sistema completi i suoi controlli.
    5. Monitorare fino a quando il sistema non raggiunge la velocità completamente impostata, indicata da STANDBY sullo schermo del sistema HMI.
      NOTA: La velocità della centrifuga a dischi è impostata alla sua capacità massima per una separazione ad alta efficienza.
    6. Assicurarsi che il tubo di alimentazione sia immerso nel contenitore del digestato scaricato. Collegare il tubo di uscita del surnatante della centrifuga a dischi a un secchio vuoto da 5 galloni per raccogliere il surnatante, che verrà utilizzato per la successiva fermentazione PHA. Collegare l'uscita dei solidi a un secchio vuoto separato per raccogliere i solidi residui dal digestato (Figura 2B).
    7. Utilizzare la pompa peristaltica per alimentare il digestato all'ingresso della centrifuga a dischi. Nel frattempo, fare clic sul pulsante PROD nella schermata del sistema HMI. PROD è l'acronimo di Production.
    8. Regolare la valvola di ingresso in modo da mantenere una portata compresa tra 0,2 e 0,5 m3/h e una contropressione compresa tra 0,5 e 1 bar.
      NOTA: Il surnatante viene fatto circolare per ottenere un rapporto di separazione più elevato durante il processo di produzione, che si riferisce alla fase di separazione solido-liquido della centrifuga a dischi, mentre i solidi vengono accumulati nella centrifuga a dischi.
    9. Dopo 30 minuti dal processo di produzione, premere il pulsante di scarico sullo schermo del sistema HMI per scaricare i solidi e il surnatante nel rispettivo secchio (Figura 2B).
      NOTA: Questo passaggio si basa su un controllo visivo, poiché l'efficienza di separazione in termini di TS non può essere misurata istantaneamente. In genere, 30 minuti di funzionamento sono sufficienti per ottenere la separazione desiderata del surnatante e del residuo solido.
    10. Conservare il surnatante raccolto a 4 °C per la successiva fermentazione PHA. Smaltire i solidi residui secondo le normative sullo smaltimento dei rifiuti organici o rimetterli in circolo nel digestore aAD per un'ulteriore digestione.
    11. Avviare il ciclo di pulizia in loco (CIP) selezionando il pulsante CIP sullo schermo HMI. Lavare la centrifuga a dischi seguendo i passaggi specificati nella Tabella 2.
      NOTA: Una pompa peristaltica viene utilizzata per alimentare e scaricare il materiale di lavaggio. Questa fase di lavaggio è importante per la manutenzione delle apparecchiature.
    12. Dopo aver completato il lavaggio, spegnere e scollegare la pompa peristaltica, quindi premere il pulsante PROD per assicurarsi che la centrifuga a dischi scarichi tutto dal serbatoio di separazione. Ridurre gradualmente la velocità di rotazione.
    13. Premere il pulsante rosso sullo schermo del sistema HMI per interrompere le operazioni. Ruotare le valvole della linea di alimentazione dell'acqua e dell'aria in posizione OFF . Spegnere l'alimentazione principale.

figure-protocol-4
Figura 2: Apparecchiature utilizzate per la produzione di VFA e la separazione solido-liquido. (A) Digestore aAD in scala pilota da 100 L. (B) scarico del surnatante e dei solidi nei rispettivi secchi dal serbatoio di separazione della centrifuga a dischi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

ParametriSpreco alimentare
TS (%)~16.5
VS (%)~14.5
C:N~17:1

Tabella 1: Caratteristiche di esempio dello spreco alimentare.

PassoMediaTemperaturaScopoPeriodo di tempo (min)Volume di scarico (L)Note
1AcquaFreddoPer il risciacquo primario51L'acqua usata di solito passa per drenare.
2AcquaCaldo (70 °C)Per la termolisi dei lieviti, se applicabile51L'acqua usata normalmente passa allo scarico o viene fatta circolare.
3Soluzione di NaOH al 2%Caldo (70 °C)Per sciogliere i depositi proteici, se applicabile201La soluzione viene normalmente fatta circolare.
4AcquaCaldo (70 °C)Per il risciacquo51L'acqua usata normalmente passa allo scarico o viene fatta circolare.
5Soluzione di acido nitrico all'1%Caldo (70 °C)Per la dissoluzione di depositi inorganici101Se si utilizza acqua dolce, il lavaggio acido è necessario solo poche volte all'anno. In questo caso il ritorno può passare allo scarico. Se si utilizza acqua dura, potrebbe essere necessario un lavaggio acido ad ogni CIP. In questo caso è necessario utilizzare un sistema di circolazione.
6AcquaCaldo (80–95 °C)Per il lavaggio e la sterilizzazione51Se la torbidità della scarica da questo passaggio è elevata, ripetere dal passaggio 2.

Tabella 2: Istruzioni di lavaggio per la centrifuga a dischi.

3. Fermentazione PHA con surnatante digestato ricco di VFA

  1. Fermentazione PHA su scala di banco per determinare le condizioni ottimali per lo scale-up.
    1. Aggiungere acqua per diluire il surnatante digestato raccolto nella fase 2.2.9 a un gradiente di concentrazioni per identificare il tempo di diluizione ottimale che minimizzi gli effetti inibitori dei potenziali composti tossici presenti nel surnatante del digestato di scarto alimentare, garantendo al contempo un compromesso minimo per la crescita cellulare23.
      NOTA: In genere è necessaria una diluizione minima di 2 volte per mitigare questi effetti inibitori25.
    2. Integrare il surnatante del digestato diluito con sale e sostanze nutritive, in particolare, 156 g/L di NaCl, 5 g/L di estratto di lievito, 13 g/L di MgCl26H2O, 20 g/L di MgSO47H2O, 1 g/L di CaCl22H2O, 4 g/L di KCl, 0,2 g/L di NaHCO3 e 0,5 g/L di NaBr, e NH4Cl secondo necessità33.
    3. Misurare la salinità del surnatante del digestato utilizzando una sonda di conducibilità prima di aggiungere NaCl. Il digestato di scarto alimentare ha tipicamente una salinità trascurabile; tuttavia, se è presente un'elevata salinità, regolare il dosaggio di NaCl in base all'equazione 3.
      Aggiunta di NaCl (g) = 156 g/L di NaCl × volume totale del terreno preparato - figure-protocol-5 volume di surnatante digestato aggiunto × (3)
    4. Mantenere il rapporto C/N del terreno a base di surnatante digestato a 15. Determinare l'aggiunta di NH4Cl in base al rapporto C/N indigeno del surnatante digestato misurato in termini di carbonio organico totale (TOC) e azoto totale (TN) come specificato nelle fasi 5.2 e 5.3.
    5. Mescolare il terreno utilizzando una piastra di agitazione magnetica a 200 giri/min fino a quando tutti gli integratori non sono completamente sciolti. Regolare il pH del fluido a 7,0 ± 0,05 utilizzando 1 N NaOH o 1 N H2SO4.
    6. Allocare il terreno preparato in fiasche sterili di Erlenmeyer, riempiendo solo 1/5 del volume per mantenere un ampio spazio di testa per un adeguato trasferimento dell'aria durante la coltivazione (Figura 3A). Coprire il pallone con cotone o qualsiasi tipo di materiale traspirante con porosità sufficiente a consentire lo scambio di gas durante la coltivazione.
    7. Scongelare la coltura di semi di H. mediterranei (attivata dalla collezione commerciale American Type Culture Collection (ATCC) 33500 che viene conservata a -80 °C) mediante agitazione delicata in un bagno d'acqua impostato a una temperatura di crescita normale del ceppo di H. mediterranei (ad esempio, 37 °C). Lo scongelamento dovrebbe essere rapido, cioè circa 2 minuti o fino a quando tutti i cristalli di ghiaccio non si sono sciolti.
    8. Inoculare la coltura di semi di H. mediterranei allo 0,2% (v/v) con OD600nm di ~0,5 nel terreno preparato. Preparare un matraccio a controllo positivo con inoculazione e un matraccio a controllo negativo senza inoculazione con il terreno ATCC 117633.
      NOTA: Il terreno ATCC ha la stessa composizione nutritiva descritta nella fase 3.1.2, tranne per il fatto che il surnatante digestato viene sostituito con 1 g/L di glucosio e non viene aggiunta alcuna fonte di azoto aggiuntiva.
    9. Incubare tutti i matracci a 37 °C agitandoli a 150 giri/min in un agitatore orbitale. Misurare la densità ottica (OD600nm) ogni giorno fino a quando non si stabilizza nella fase stazionaria, quindi interrompere la coltivazione. Raccogliere il brodo rosato (Figura 3B) per il recupero PHA a valle.
  2. Fermentazione pilota di PHA in fermentatore di vetro da 50 L.
    1. Collegare il fermentatore pilota PHA (Figura 4) e il riscaldatore a circolazione d'acqua all'alimentazione.
    2. Accendere l'interruttore del riscaldamento a bagnomaria. Impostare la temperatura a 37 °C. Accendere l'agitatore e impostarlo a 150 giri/min.
    3. Aggiungere il surnatante digestato di scarto alimentare, preparato utilizzando il fattore di diluizione ottimale, insieme al sale e agli integratori nutritivi identificati al punto 3.1.2, per ottenere un volume di lavoro di 40 L.
    4. Regolare il valore del pH su 7. Inoculare il 10% (v/v) della coltura di semi di H. mediterranei con OD600nm di ~0,5 nel terreno preparato.
    5. Accendere la pompa dell'aria del fermentatore pilota e impostare la velocità di aerazione a 110 m3/h. Raccogli il campione e misura OD600nm su base giornaliera. Quando OD600nm raggiunge la fase stazionaria, interrompere la fermentazione e conservare il brodo di fermentazione a 4 °C per il recupero PHA a valle.
    6. Lavare il fermentatore con acqua di rubinetto ed etanolo al 70%.

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Figura 3: Fiasche pre- e post-fermentative di produzione di PHA da parte di H. mediterranei. (A) Terreno in fiaschi a base di surnatante digestato di scarto alimentare prima dell'incubazione/fermentazione. (B) Coltura di H. mediterranei ricca di PHA rosata dopo la fermentazione. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

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Figura 4: Fermentatore PHA su scala pilota da 50 L. Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

4. Recupero a valle del PHA

  1. Alimentare il brodo di fermentazione di H. mediterranei nella centrifuga a dischi per separare il surnatante salato e le cellule di H. mediterranei . Raccogliere la cellula raccolta (parte Solid Out nella Figura 5) per la successiva lisi cellulare. Smaltire la frazione Liquid Out secondo le normative sullo smaltimento dei rifiuti organici.
    NOTA: Il funzionamento della centrifuga a dischi qui è lo stesso dei passaggi 2.2.
  2. Risospendere le cellule raccolte in acqua a 100 mL/g di celle umide e mescolare a 150 giri/min per 2 ore a temperatura ambiente per consentire la lisi cellulare mediante shock di pressione osmotica.
  3. Risospendere una piccola porzione (50 mL) di cellule raccolte nella fase 4.1 in una soluzione di NaClO al 4% (2 mL di soluzione di NaClO al 4% per g di cellule umide) e mescolare per 5 minuti.
    NOTA: Il trattamento con NaClO viene utilizzato per fornire una linea di base in grado presumibilmente di recuperare il 100% di PHA dalle cellule di H. mediterranei . Questa ipotesi si basa sul fatto che questo trattamento con NaClO è il metodo più ampiamente adattato per il recupero del PHA34. Questo trattamento con NaClO è generalmente considerato abbastanza aggressivo per la lisi cellulare completa e il recupero del PHA indipendentemente dalla specie cellulare.
    ATTENZIONE: NaClO è un forte agente ossidante. Può causare gravi ustioni cutanee, danni agli occhi e irritazione respiratoria. Maneggiare sempre NaClO in un'area ben ventilata o sotto una cappa aspirante, indossando dispositivi di protezione individuale (DPI) adeguati, inclusi guanti, occhiali di sicurezza e camice da laboratorio. In caso di contatto con la pelle, sciacquare immediatamente la zona interessata con abbondante acqua e consultare un medico se l'irritazione persiste. Smaltire i rifiuti contenenti NaClO in conformità con le normative locali sui rifiuti pericolosi per prevenire la contaminazione ambientale.
  4. Centrifugare la sospensione lisata a 10.000 x g per 30 minuti per raccogliere i granuli di PHA. Smaltire il surnatante secondo le normative sullo smaltimento dei rifiuti organici in laboratorio.
  5. Liofilizzare i granuli di PHA a -50 °C per ~48 ore fino a raggiungere un peso costante per ottenere la polvere di PHA grezza (Figura 6A).
  6. Aggiungere etanolo alla polvere di PHA grezza a 10 mL/g per rimuovere le impurità residue. Centrifugare a 10.000 x g per 30 min per raccogliere i granuli di PHA purificati. Smaltire il surnatante secondo le norme sullo smaltimento dei rifiuti chimici.
  7. Liofilizzare il pellet di PHA a -50 °C per ~48 ore fino a raggiungere un peso costante per ottenere una polvere di PHA purificata (Figura 6B).

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Figura 5: Surnatante salato separato (a sinistra) e celle (a destra). Fare clic qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

figure-protocol-9
Figura 6: PHA in polvere. (A) PHA in polvere grezza e (B) PHA in polvere purificata. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.

5. Metodi analitici

  1. Misurare TS e VS seguendo i metodi standard35. Determinare la TN con i kit di test Hach seguendo il metodo standard utilizzando uno spettrofotometro35.
  2. Misurare il TOC con un analizzatore di TOC seguendo i metodi descritti in uno studio precedente25. Misura del pH con un pHmetro da banco.
  3. Determinare la quantificazione VFA utilizzando un kit36. Monitora OD600nm utilizzando un lettore di micropiastre.
  4. Stimare la DCW dai solidi sospesi volatili (VSS) del brodo cellulare misurati seguendo il metodo di misurazione VSS standard25,35. In breve, centrifugare 50 mL di brodo cellulare a 8.000 x g per 15 minuti e trasferire il pellet in un crogiolo per l'analisi VSS.
    NOTA: Utilizzare il VSS per stimare il DCW, in quanto riflette la biomassa organica ed evita la sovrastima dovuta al contenuto di sale in H. mediterranei23.
  5. Effettuare la quantificazione PHA mediante gascromatografia (GC) seguendo i metodi di uno studio precedente25, in cui la biomassa liofilizzata viene metanolizzata in cloroformio e metanolo acidificato a 105 °C per 2 ore e i monomeri risultanti vengono quantificati utilizzando GC con benzoato di metile come standard interno. Calcola il recupero PHA utilizzando l'equazione 4 e la purezza PHA utilizza l'equazione 5. Determinare tutta la massa di PHA da GC.
    Recupero PHA (%) = figure-protocol-10 (4)
    Purezza PHA (%) = figure-protocol-11 (5)
    ATTENZIONE: Il cloroformio e l'acido solforico utilizzati nella quantificazione del PHA sono pericolosi e devono essere maneggiati con estrema cura. Il cloroformio è un solvente organico volatile che presenta rischi di tossicità per inalazione e può causare danni al fegato e ai reni in caso di esposizione prolungata. L'acido solforico è una sostanza chimica fortemente corrosiva che può causare gravi ustioni in caso di contatto con la pelle o con gli occhi. Maneggiare sempre queste sostanze chimiche all'interno di una cappa aspirante per evitare l'esposizione per inalazione. Garantire l'uso di DPI adeguati, inclusi guanti resistenti agli agenti chimici, occhiali di sicurezza e camice da laboratorio. Smaltire correttamente tutti i rifiuti di cloroformio e acido solforico secondo le normative locali sui rifiuti pericolosi per mantenere pratiche di laboratorio sicure.

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Risultati

Caratteristiche dello spreco alimentare e produzione di VFA da aAD
Un esempio di rapporto TS, VS e C:N nei liquami di scarto alimentare preparati è mostrato nella Tabella 1. A causa della variabilità intrinseca nella composizione dei rifiuti alimentari tra diverse fonti di campionamento e nel tempo, sono previste fluttuazioni nei valori del rapporto TS, VS e C:N. Sebbene la variabilità sia accettabile, le misurazioni regolari del rapporto TS, VS e C:N sono essenziali per il monitoragg...

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Discussione

Produzione VFA da aAD
VFA svolge un ruolo cruciale come precursore chiave per H. mediterranei nella conversione dei rifiuti alimentari in PHA. Pertanto, è essenziale mantenere un'elevata concentrazione di VFA durante l'aAD. Diverse strategie possono essere impiegate per migliorare la produzione di VFA nel25 d.C. Un approccio efficace è l'ottimizzazione SRT, con una durata ideale di 8 giorni o meno, che promuove il dilavamento dei metan...

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Dichiarazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Ringraziamenti

Questo studio è stato sostenuto dal Dipartimento dell'Energia-Ufficio per l'Efficienza Energetica e le Energie Rinnovabili (Prime Award No. DEEE0009268) e l'Istituto nazionale per l'alimentazione e l'agricoltura del Dipartimento dell'Agricoltura degli Stati Uniti (premio n. 2023-79000-38973).

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Materiali

Elenco dei materiali utilizzati in questo articolo
NomeAziendaNumero di catalogoCommenti
AriaAria gasIA UZ300Utilizzato per il funzionamento GC
Pompa pneumaticaRaggio nuvolosoHailea ACO-009D
Cloruro di ammonioAcros OrganicsA0396560
AutoclaveSTERISLaboratorio AMSCO 250Utilizzato nella preparazione del terreno ATCC
BilanciaMETTLER TOLEDOME204TE/00
FrullatoreVEVORIB750LV+BLD300+WB-1
SecchioLowe'sModello 50640Secchio generale in plastica da 5 galloni senza BPA
Cloruro di calcio diidratoAcros OrganicsA0362932
CloroformioMillipore SigmaCodice: C2432
EssiccatoreQualsiasi tipo che può essere utilizzato nella misurazione TS, VS, VSS
Provette per digestione, tappo a vite con rivestimento in PTFEMillipore SigmaCLS982613
Blocco reattore digitaleAzienda HachDRB200Utilizzato nei metodi di quantificazione VFA Hach
Agitatore digitaleSCILOGEXSCI550-Pro
Centrifuga a dischiAlfa Laval Inc.Clara 20
Palloni di ErlenmeyerAmazzoneB07V3JPQMM
EtanoloAmazzoneB09DGVL4ML
LiofilizzatoreLabconco10030133, 1027319 e 0109621Sistemi di liofilizzazione FreeZone da 2,5 litri
Cappa aspiranteSocietà scientifica KewauneeAria suprema LV
FornaceTermo ScientificoModello F30428C
Gascromatografia (GC)AgilentModello 8890 
Haloferax mediterraneiATCC33500
IdrogenoAria gasHY UHP300Utilizzato per il funzionamento GC
ColtelloQualsiasi tipo utilizzato per il taglio degli scarti alimentari
Olio lubrificanteSocietà Scientifica FisherNC9844626
Cloruro di magnesio esaidratoSocietà Scientifica FisherBP214-500
Solfato di magnesio eptaidratoMillipore SigmaMotore M1880
MetanaleMillipore Sigma34860
Benzoato di metileMillipore Sigma93583Utilizzato come standard interno nella quantificazione PHA
Lettore di micropiastre Sinergia BioTekSinergia H1
AzotoAria gasNI UHP300Utilizzato per il funzionamento GC
FornoTermo ScientificoOMH750
Pompa peristalticaSemplicemente Pompe Inc.PM6000 ACPompa autoadescante ad alta portata con eccellente capacità di funzionamento a secco, in grado di gestire fanghi ad alto contenuto di particolato e progettata per tubi con pareti da 1/8 di pollice.
Misuratore di pHSocietà Scientifica FisherAE150
Norma PHAMillipore Sigma403105
Digestore pilota aADGruppo energetico Quasar, Indipendenza, Ohio, Stati UnitiFermentatore in acciaio inox con un volume totale di 100 L e un volume di lavoro di 80 L 
Fermentatore pilota PHAMANUKATREESF-50l ISO 9001 CEReattore in vetro incamiciato a doppio strato
Cloruro di potassioG-BIOSCIENZE162006
Tubi della pompaQualsiasi marca di tubi in silicone con un diametro interno di 1/8'' e un diametro esterno di 3/8''
Bicarbonato di sodioFisher Chemical241787
Bromuro di sodioCarolina21139-45
Cloruro di sodioAmazon B0787CFHF3
Idrossido di sodio, pelletFisher Bioreagenti236088
Ipoclorito di sodioMillipore Sigma425044
Centrifuga Sorvall LYNX 4000 SuperspeedTermo Scientifico75006580Utilizzato per la raccolta di granuli di PHA nel recupero PHA a valle 
Spettrofotometro Azienda HachDR3900Utilizzato nei metodi di quantificazione VFA Hach
Acido solforicoMillipore Sigma258105
Filtro per siringaAmazzoneB06X6GTKVY
Analizzatore di TOCShimadzuModello TOC-LCSN
Test per fiale di acidi volatili TNTplusAzienda HachTNT 872In grado di misurare VFA nell'intervallo 50 - 2.500 mg/L di acido acetico.
ScaldabagnoBosch Inc.Tronic 3000 T 7 galloni (ES8)
Estratto di lievitoSocietà Scientifica FisherAAJ6028736

Riferimenti

  1. Sabapathy, P. C. Recent developments in polyhydroxyalkanoates (phas) production-a review. Biores Tech. 306, 123132(2020).
  2. Koller, M., Simon, K. M. R. Haloarchaea as emerging big players in future polyhydroxyalkanoate bioproduction: Review of trends and perspectives. Curr Res Biotechnol. 4, 377-391 (2022).
  3. Atarés, L., Chiralt, A., González-Martínez, C., Vargas, M. Production of polyhydroxyalkanoates for biodegradable food packaging applications using haloferax mediterranei and agrifood wastes. Foods. 13 (6), 950(2024).
  4. Kusuma, H. S., et al. Waste to wealth: Polyhydroxyalkanoates (pha) production from food waste for a sustainable packaging paradigm. Food Chem Mol Sci. 9, 100225(2024).
  5. Li, M., Wilkins, M. R. Recent advances in polyhydroxyalkanoate production: Feedstocks, strains and process developments. Int J Biol Macromol. 156, 691-703 (2020).
  6. Alsafadi, D., Al-Mashaqbeh, O. A one-stage cultivation process for the production of poly-3-(hydroxybutyrate-co-hydroxyvalerate) from olive mill wastewater by haloferax mediterranei. New Biotechnol. 34, 47-53 (2017).
  7. Amaro, T. M., Rosa, D., Comi, G., Iacumin, L. Prospects for the use of whey for polyhydroxyalkanoate (pha) production. Front Microbio. 10, 992(2019).
  8. Sharma, K., Gillum, N., Boyd, J. L., Schmid, A. The rosr transcription factor is required for gene expression dynamics in response to extreme oxidative stress in a hypersaline-adapted archaeon. BMC Genomics. 13, 1-18 (2012).
  9. Mitra, R., Xu, T., Xiang, H., Han, J. Current developments on polyhydroxyalkanoates synthesis by using halophiles as a promising cell factory. Micro Cell Factories. 19, 1-30 (2020).
  10. Alsafadi, D., Alhesan, J. S. A., Mansoura, A., Oqdeha, S. Production of polyhydroxyalkanoate from sesame seed wastewater by sequencing batch reactor cultivation process of haloferax mediterranei. Arabian J Chem. 16 (4), 104584(2023).
  11. Pais, J., Serafim, L. S., Freitas, F., Reis, M. A. Conversion of cheese whey into poly (3-hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate) by haloferax mediterranei. New Biotechnol. 33 (1), 224-230 (2016).
  12. Koller, M., et al. Potential of various archae-and eubacterial strains as industrial polyhydroxyalkanoate producers from whey. Macromol Biosci. 7, 218-226 (2007).
  13. Bhattacharyya, A. Integration of poly-3-(hydroxybutyrate-co-hydroxyvalerate) production by haloferax mediterranei through utilization of stillage from rice-based ethanol manufacture in india and its techno-economic analysis. World J Microbiol Biotechnol. 31, 717-727 (2015).
  14. Bhattacharyya, A., et al. Utilization of vinasse for production of poly-3-(hydroxybutyrate-co-hydroxyvalerate) by haloferax mediterranei. AMB express. 2, 1-10 (2012).
  15. Khamplod, T., Wongsirichot, P., Winterburn, J. Production of polyhydroxyalkanoates from hydrolysed rapeseed meal by haloferax mediterranei. Biores Tech. 386, 129541(2023).
  16. Montemurro, M., et al. Exploitation of wasted bread as substrate for polyhydroxyalkanoates production through the use of haloferax mediterranei and seawater. Front Microbio. 13, 1000962(2022).
  17. Alsafadi, D., Ibrahim, M. I., Alamry, K. A., Hussein, M. A., Mansour, A. Utilizing the crop waste of date palm fruit to biosynthesize polyhydroxyalkanoate bioplastics with favorable properties. Sci Total Environ. 737, 139716(2020).
  18. Raho, S. Production of the polyhydroxyalkanoate phbv from ricotta cheese exhausted whey by haloferax mediterranei fermentation. Foods. 9 (10), 1459(2020).
  19. Aliyu Salihu, M. Z. A. Pretreatment methods of organic wastes for biogas production. J Appl Sci. 16 (3), 124-137 (2016).
  20. Khomlaem, C., et al. Defatted chlorella biomass as a renewable carbon source for polyhydroxyalkanoates and carotenoids co-production. Algal Res. 51, 102068(2020).
  21. Li, Y., Jin, Y., Borrion, A., Li, H., Li, J. Effects of organic composition on mesophilic anaerobic digestion of food waste. Biores Tech. 244, 213-224 (2017).
  22. Giduthuri, A. T., Ahring, B. K. Current status and prospects of valorizing organic waste via arrested anaerobic digestion: Production and separation of volatile fatty acids. Fermentation. 9 (1), 13(2022).
  23. Wang, K., Zhang, R. Production of polyhydroxyalkanoates (pha) by haloferax mediterranei from food waste derived nutrients for biodegradable plastic applications. Journal of Microbio Biotech. 31 (2), 338-347 (2021).
  24. Wang, K., Chen, C., Zhang, R. Process development of polyhydroxyalkanoates production by halophiles valorising food waste. Bioengineering. 9 (11), 630(2022).
  25. Zhang, X. Long-term effects of cycle time and volume exchange ratio on poly(3-hydroxybutyrate-co-3-hydroxyvalerate) production from food waste digestate by haloferax mediterranei cultivated in sequencing batch reactors for 450 days. Biores Tech. 416, 131771(2024).
  26. Getino, L., Martín, J. L., Chamizo-Ampudia, A. A review of polyhydroxyalkanoates: Characterization, production, and application from waste. Microorganisms. 12 (10), 2028(2024).
  27. Esmaeilnejad-Ahranjani, P., Hajimoradi, M. Optimization of industrial-scale centrifugal separation of biological products: Comparing the performance of tubular and disc stack centrifuges. Biochem Engineering J. 178, 108281(2022).
  28. Tennison-Omovoh, C. A., Fagbohungbe, M. O., Bankole, P. O., Semple, K. T. The effect of different cn ratios on volatile fatty acid (vfas) production from acidogenic fermentation of sucrose in continuous-stirred tank reactors. Biomass Convers Biorefinery. 13, 9339-9351 (2023).
  29. Epa, U. Biosolids technology fact sheet, multi-stage anaerobic digestion. Natl Serv Center Environ Publi. , 1-13 (2006).
  30. Schnaars, K. What every operator should know about anaerobic digestion. Water Environ Tech. 24, 82-83 (2012).
  31. Sun, J., Zhang, X., Guan, J., He, Z. Volatile fatty acid production through arresting methanogenesis by electro-synthesized hydrogen peroxide in anaerobic digestion and subsequent recovery by electrodialysis. ACS ES&T Eng. 4 (12), 2964-2973 (2024).
  32. Bhatia, P., et al. Effect of semi-continuous anaerobic digestion on the substrate solubilisation of lignin-rich steam-exploded ludwigia grandiflora. Appl Sci. 11 (10), 4452(2021).
  33. Product sheet of haloferax mediterranei (rodriguez-valera et al.) torreblanca et al. , American type culture collection (atcc). https://www.atcc.org/products/33500 (2025).
  34. Pagliano, G., Galletti, P., Samorì, C., Zaghini, A., Torri, C. Recovery of polyhydroxyalkanoates from single and mixed microbial cultures: A review. Front Bioeng Biotechnol. 9, 624021(2021).
  35. Rice, E. W., Bridgewater, L. Standard methods for the examination of water and waste water. 10, American Public Health Association. Washington, DC. (2012).
  36. Kaur, H., Kommalapati, R. R. Optimizing anaerobic co-digestion of goat manure and cotton gin trash using biochemical methane potential (bmp) test and mathematical modeling. SN Appl Sci. 3, 1-14 (2021).
  37. Yi, J., Dong, B., Jin, J., Dai, X. Effect of increasing total solids contents on anaerobic digestion of food waste under mesophilic conditions: Performance and microbial characteristics analysis. PloS One. 9 (7), e102548(2014).
  38. Velivela, A., et al. Biogas: Converting waste to energy. Innovation Mang Intelligent World Cases Tools. , 285-298 (2020).
  39. Cui, Y. W., Shi, Y. P., Gong, X. Y. Effects of c/n in the substrate on the simultaneous production of polyhydroxyalkanoates and extracellular polymeric substances by haloferax mediterranei via kinetic model analysis. RSC Adv. 7 (31), 18953-18961 (2017).
  40. Ghosh, S., et al. Macroalgal biomass subcritical hydrolysates for the production of polyhydroxyalkanoate (pha) by haloferax mediterranei. Biores Tech. 271, 166-173 (2019).
  41. Bold goals for us biotechnology and biomanufacturing: Harnessing research and development to further societal goals. , The White House Office of Science and Technology Policy. (2023).
  42. Nienow, A. W. Reactor engineering in large scale animal cell culture. Cytotechnology. 50 (1), 9-33 (2006).
  43. Goodhead, L. K., Macmillan, F. M. Measuring osmosis and hemolysis of red blood cells. Adv Physiol Educ. 41 (2), 298-305 (2017).
  44. Cai, S., et al. Identification of the haloarchaeal phasin (phap) that functions in polyhydroxyalkanoate accumulation and granule formation in haloferax mediterranei. Appl Environ Microbio. 78 (6), 1946-1952 (2012).
  45. Giani, M. Haloferax mediterranei cells as c50 carotenoid factories. Marine Drugs. 19 (2), 100(2021).
  46. Tanvir, R. U., Ahmed, M., Lim, T. T., Li, Y., Hu, Z. Arrested methanogenesis: Principles, practices, and perspectives. Adv Bioener. 7, 1-66 (2022).
  47. Lukitawesa,, Patinvoh, R. J., Millati, R., Sarvari-Horvath, I., Taherzadeh, M. J. Factors influencing volatile fatty acids production from food wastes via anaerobic digestion. Bioengineered. 11 (1), 39-52 (2020).
  48. Cabrera, F., et al. The accumulation of volatile fatty acids and phenols through a ph-controlled fermentation of olive mill solid waste. Sci Total Environ. 657, 1501-1507 (2019).
  49. Koller, M., Obruca, S., Pernicova, I., Braunegg, G. Physiological, kinetic, and process engineering aspects of polyhydroxyalkanoate biosynthesis by extremophiles. Polyhydroxyalkanoates Biosynth Chem Struct Appl. 2013, 1-70 (2018).
  50. Schiraldi, C., De Rosa, M. The production of biocatalysts and biomolecules from extremophiles. Trends Biotech. 20 (12), 515-521 (2002).
  51. Lorantfy, B., Seyer, B., Herwig, C. Stoichiometric and kinetic analysis of extreme halophilic archaea on various substrates in a corrosion resistant bioreactor. New Biotech. 31 (1), 80-89 (2014).
  52. Hezayen, F., Rehm, B., Eberhardt, R., Steinbüchel, A. Polymer production by two newly isolated extremely halophilic archaea: Application of a novel corrosion-resistant bioreactor. Appl Microbio Biotechnol. 54, 319-325 (2000).
  53. Mahler, N., Tschirren, S., Pflügl, S., Herwig, C. Optimized bioreactor setup for scale-up studies of extreme halophilic cultures. Biochem Eng J. 130, 39-46 (2018).
  54. Bondi, C. A., et al. Human and environmental toxicity of sodium lauryl sulfate (sls): Evidence for safe use in household cleaning products. Environ Health Insights. 9, S31765(2015).
  55. Najim, A. A., Ismail, Z. Z., Hummadi, K. K. Biodegradation potential of sodium dodecyl sulphate (sds) by mixed cells in domestic and non-domestic actual wastewaters: Experimental and kinetic studies. Biochem Eng J. 180, 108374(2022).
  56. Zhao, F., Wang, Z., Huang, H. Physical cell disruption technologies for intracellular compound extraction from microorganisms. Processes. 12 (10), 2059(2024).

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